Articolo metodologico

Analisi comportamentale della disfunzione locomotoria in Drosophila melanogaster come lettura della neurotossicità

DOI:

10.3791/68517

⸱

18 luglio 2025

 ,  ,  ,  , 
1Center of Biotechnology of Azores (CBA), University of the Azores, 2Mesosystem Investigação & Investimentos by Spinpark

In questo articolo

Sommario

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Il protocollo presenta un metodo ad alto rendimento ed economico per valutare la neurotossicità nel moscerino della frutta attraverso la quantificazione della disfunzione locomotoria come alternativa ai modelli tradizionali di mammifero. Mira a valutare gli effetti neurotossici di composti farmaceutici, agenti ambientali o modificazioni genetiche utilizzando un modello sensibile, riproducibile ed eticamente favorevole.

Abstract

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Questo protocollo presenta un metodo ad alto rendimento ed economico per valutare la neurotossicità nel moscerino della frutta (Drosophila melanogaster) quantificando la disfunzione locomotoria. I modelli tradizionali di mammifero, sebbene efficaci, sono ad alta intensità di risorse ed eticamente limitati, evidenziando la necessità di modelli alternativi in vivo . Il presente approccio integra il classico saggio di arrampicata con una piattaforma di monitoraggio in tempo reale per catturare le menomazioni motorie nei singoli moscerini. Questo sistema combinato migliora la sensibilità, l'automazione e la riproducibilità, fornendo una strategia scalabile per lo screening neurotossicologico. Le fasi procedurali critiche includono condizioni di allevamento standardizzate, anestesia e manipolazione accurate per ridurre al minimo la mortalità delle mosche o le alterazioni comportamentali e una corretta calibrazione del sistema. L'alimentazione basata su microcapillari consente l'integrazione opzionale della quantificazione dell'ingestione, integrando l'analisi locomotoria e consentendo la valutazione dell'assunzione di composti quando necessario. Il metodo supporta il monitoraggio comportamentale in tempo reale e a lungo termine, riduce i pregiudizi dell'osservatore e consente la valutazione quotidiana dei progressi senza interrompere l'esperimento. Il test delle preferenze di luce può essere incorporato utilizzando misurazioni dirette. La piattaforma offre vantaggi significativi in termini di risoluzione comportamentale, throughput e coerenza dei dati. Sebbene manchi delle capacità di fluorescenza in tempo reale presenti in alcuni sistemi alternativi, rimane altamente efficace per lo screening comportamentale su larga scala. Questo protocollo è particolarmente utile per i laboratori che mirano a valutare gli effetti neurotossici di composti farmaceutici, agenti ambientali o modificazioni genetiche utilizzando un modello in vivo sensibile, riproducibile ed eticamente favorevole.

Introduzione

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La valutazione della neurotossicità è fondamentale per valutare i potenziali effetti avversi dei composti ambientali e farmaceutici sul sistema nervoso in via di sviluppo1. I test di neurotossicità tradizionali si basano su modelli di mammiferi, come i roditori, che sono costosi, richiedono tempo e sono soggetti a vincoli etici2. Di conseguenza, sono necessari modelli alternativi che consentano uno screening rapido e ad alto rendimento dei neurotossici3. Gli studi evidenziano che il moscerino della frutta è emerso come un potente organismo modello per lo studio della neurotossicità grazie alla sua genetica ben caratterizzata, ai percorsi di sviluppo neurologico conservati e a un breve ciclo di vita 4,5. Tra gli endpoint comportamentali, la disfunzione motoria funge da biomarcatore sensibile e quantificabile della compromissione dello sviluppo neurologico, consentendo la diagnosi precoce degli effetti neurotossici che possono essere correlati ai disturbi neurologici umani6.

I dosaggi locomotori nei moscerini forniscono una misura quantificabile della neurotossicità e consentono valutazioni dose-risposta, rendendoli rilevanti per la riduzione del rischio di neurotossicità nell'uomo7. Il saggio di geotassi negativa (arrampicata) è un approccio ampiamente utilizzato in cui le mosche salgono istintivamente dopo essere state picchiettate sul fondo di una fiala, che riflette il loro livello di sviluppo motorio, coordinazione ed equilibrio 8,9. Sebbene questo metodo sia semplice, economico e utile per valutare gravi anomalie locomotorie e disturbi evidenti, fornisce solo una valutazione unidimensionale del movimento e può mancare di sensibilità nel rilevare sottili menomazioni motorie, alterazioni raffinate e monitoraggio comportamentale a lungo termine dei sintomi indotti da neurotossici8. Per affrontare queste limitazioni, sonostate sviluppate tecnologie di tracciamento del movimento più avanzate, come il sistema Etoscopio. Questo sistema di registrazione automatizzato è un dispositivo di tracciamento video ad alta produttività progettato specificamente per analizzare il comportamento delle mosche con elevata precisione e riproducibilità11. A differenza dei test locomotori convenzionali, questo sistema fornisce un monitoraggio continuo e in tempo reale del movimento, catturando sottili anomalie comportamentali che i test di arrampicata tradizionali possono trascurare 11,12,13. La tecnologia è dotata di tracciamento video automatizzato utilizzando un sistema di telecamere illuminate a infrarossi che registra continuamente i movimenti delle mosche ad alta risoluzione, eliminando la distorsione dell'osservatore e migliorando la riproducibilità sperimentale13. Inoltre, rileva i micromovimenti, differenziando la camminata, il riposo e i movimenti fini come la toelettatura, l'alimentazione o le contrazioni, fornendo un'analisi più dettagliata del comportamento motorio13. È possibile un monitoraggio comportamentale a lungo termine, che consente un monitoraggio continuo per periodi prolungati, rendendolo ideale per valutare gli effetti neurotossici progressivi10. La scalabilità e l'elevata capacità di trasmissione del sistema di registrazione video consentono il monitoraggio parallelo di più mosche, facilitando lo screening simultaneo di più composti neurotossici e condizioni genetiche10. Inoltre, il sistema integra software open source, consentendo ai ricercatori di personalizzare le pipeline di analisi in base alle esigenze sperimentali, inclusi i cicli sonno-veglia, i ritmi circadiani e le metriche locomotorie dettagliate10,14. Recenti progressi, come l'integrazione dell'etoscopia, un framework basato su Python, hanno migliorato l'analisi dei dati, migliorando l'accessibilità e la riproducibilità negli studi comportamentali14. Questo quadro consente ai ricercatori di eseguire analisi di locomozione più complesse, riducendo al contempo le barriere per gli utenti non esperti. L'etoscopio-laboratorio, un ambiente basato su Jupyter, facilita ulteriormente l'elaborazione dei dati senza soluzione di continuità, promuovendo la ricerca collaborativa e garantendo la riproducibilità sperimentale14.

Sfruttando la piattaforma di tracciamento video ad alto rendimento insieme ai tradizionali saggi di arrampicata, questo studio fornisce una valutazione completa e sensibile della disfunzione motoria a seguito dell'esposizione a neurotossici per lo sviluppo. La capacità di analizzare i difetti locomotori su larga scala lo rende un potente strumento per lo screening di composti che interrompono lo sviluppo neurale e la coordinazione motoria. L'uso dei moscerini della frutta per lo screening della neurotossicità offre diversi vantaggi, tra cui l'economicità e l'elevata capacità di produzione, rispetto ai modelli di vertebrati, dove gli screening su larga scala sono spesso limitati a causa di vincoli di costo15. Il modello di mosca consente rapide manipolazioni genetiche per imitare gli stati patologici e identificare i percorsi molecolari influenzati dalle neurotossine16. Sebbene siano più semplici del sistema nervoso dei mammiferi, i moscerini conservano percorsi chiave coinvolti nello sviluppo neurale e nel controllo motorio17. I metodi di tracciamento ad alta risoluzione, come il sistema di videoregistrazione in tempo reale, migliorano l'accuratezza e la riproducibilità dei dati, consentendo il rilevamento precoce dei deficit motori causati dall'esposizione a sostanze tossiche11.

L'integrazione della tecnologia di tracciamento e dei tradizionali saggi di arrampicata ha consentito un monitoraggio comportamentale continuo e ad alta risoluzione, fornendo un metodo robusto e scalabile per rilevare lievi disturbi locomotori indotti dall'esposizione a sostanze neurotossiche. La combinazione di strumenti genetici, un ciclo di vita breve e un'analisi comportamentale avanzata posiziona il moscerino della frutta come una potente alternativa ai modelli di vertebrati per lo screening della neurotossicità, contribuendo in ultima analisi a uno sviluppo di farmaci più sicuro e a una migliore valutazione del rischio ambientale.

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Protocollo

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Ad esempio, questo protocollo è stato utilizzato per valutare il potenziale neurotossico della frazione velenifera di Physalis physalis . Il gruppo di controllo ha ricevuto solo il tampone fisiologico e la soluzione di saccarosio senza il composto in esame. Tutti gli esperimenti sono stati eseguiti sul ceppo W118 . L'autorizzazione etica non è richiesta per gli esperimenti con Drosophila, in quanto non sono coperti dalle normative sulla cura degli animali.

1. Reagenti e preparazione del campione

  1. Preparare un tampone biologico come PBS (10 mM, pH 7,0) o HEPES (10 mM, pH 7,0), a seconda dei requisiti del test specifico, e una soluzione madre 10 M di saccarosio. Calcolare il volume del campione in base al numero di repliche e alla durata dell'esperimento.
  2. Diluire il campione alla concentrazione desiderata utilizzando un tampone biologico, integrato con una soluzione di saccarosio fino a una concentrazione finale di 1 M. Se il campione è trasparente, è possibile aggiungere un colorante alimentare appropriato (ad es. 0,1 mg/mL di colorante blu o rosso) per valutare visivamente il comportamento alimentare. Nel presente studio, la frazione velenifera di Physalia physalis è stata diluita utilizzando PBS a una concentrazione finale di 10 μg/μL e ulteriormente integrata con soluzione di saccarosio e colorante alimentare.
  3. Preparare una soluzione di controllo negativo contenente solo il tampone e integrare la soluzione con saccarosio fino a una concentrazione finale di 1 M e colorante alimentare. Nel presente studio, il PBS integrato con saccarosio e colorante alimentare è stato utilizzato come soluzione di controllo negativo.
  4. Per i terreni di raccolta della frutta, seguire il protocollo fornito alpunto 18.

2. Manutenzione del materiale biologico

  1. Trasferisci mosche adulte sane e sessualmente mature in una bottiglia contenente un terreno alimentare appena preparato. Per procedere, picchiettare le mosche sul fondo della bottiglia, aprirla e trasferirle per inversione di bottiglia in una nuova bottiglia contenente mezzo di mosca. Porre il flacone in un'incubatrice impostata a 25 °C con un ciclo luce/buio di 12 ore e un'umidità del 50%. Lasciare che le mosche depongano le uova durante la notte (circa 16-22 ore) per raccogliere abbastanza uova sincronizzate.
  2. Dopo la deposizione delle uova, utilizzare una nuova bottiglia contenente il 70% di etanolo per scartare le mosche adulte. Ciò impedisce un'ulteriore deposizione di uova e garantisce la sincronizzazione dell'età, che è fondamentale per ottenere una coorte di adulti con una variazione di età minima.
  3. Per favorire uno sviluppo uniforme, mantenere le bottiglie nelle stesse condizioni controllate (25 °C, 12 ore di ciclo luce/buio, 50% di umidità). Gli adulti iniziano ad emergere intorno al giorno 9 o 10. Il monitoraggio dei progressi dello sviluppo può aiutare ad anticipare i tempi di emergenza degli adulti.
  4. Mantenere le mosche raccolte nelle stesse condizioni controllate fino a quando non raggiungono l'età desiderata per il test. Usali entro 24-48 ore dopo l'emergenza. Questo processo di invecchiamento controllato garantisce la riduzione al minimo della variabilità e il miglioramento dell'affidabilità dei risultati sperimentali.

3. Saggio di geotassi negativi

NOTA: Una rappresentazione schematica del saggio di geotassi negativa è presentata nella Figura 1 supplementare.

  1. Il giorno dell'esperimento, trasferisci delicatamente le mosche in una bottiglia vuota.
  2. Le mosche devono essere brevemente anestetizzate sul ghiaccio prima del trasferimento per ridurre al minimo lo stress da movimento e manipolazione. A tale scopo, posizionare la bottiglia contenente le mosche all'interno di una scatola di ghiaccio, coprendo l'intera bottiglia.
  3. Dopo 1 minuto, picchiettare delicatamente il flacone per verificare che tutte le mosche siano anestetizzate. Tienili sul ghiaccio per 1 minuto in più per garantire un'anestesia completa senza indurre stress o compromettere la loro capacità di arrampicata.
    NOTA: Tenere presente che alcuni anestetici, come la CO2, possono influenzare i comportamenti successivi, incluso il comportamento di arrampicata alterato, e influenzare i risultati del test di geotassi negativo.
  4. Mentre le mosche sono anestetizzate, prepara un contenitore più piccolo pieno di ghiaccio e posiziona una capsula di Petri o una superficie piana e pulita sopra il ghiaccio per creare una piattaforma refrigerata. Questa configurazione aiuta a mantenere l'anestesia durante lo smistamento e riduce al minimo il movimento delle mosche durante il recupero.
  5. Valutare l'anestesia confermando la completa immobilizzazione delle mosche dopo 2 minuti sul ghiaccio. Una volta completamente anestetizzate, trasferire delicatamente le mosche capovolgendo il tubo su una capsula di Petri raffreddata e picchiettandole delicatamente per rilasciarle. La superficie fredda aiuterà a mantenere le mosche immobilizzate durante la manipolazione.
  6. Utilizzando un pennello fine e sotto uno stereomicroscopio (con ingrandimento 10x e 20x, se disponibile), separare delicatamente i moscerini maschi e femmine in base alle caratteristiche distintive, come le dimensioni e i modelli di pigmentazione. I maschi sono generalmente più piccoli con larghe bande nere, mentre le femmine sono più grandi con addomi più chiari e allungati. Eseguire questo passaggio il più velocemente possibile per ridurre al minimo l'effetto dell'anestesia sulle mosche.
    NOTA: Se la differenziazione dei sessi non è necessaria per l'esperimento, omettere la fase di segregazione. Riduci al minimo il tempo di esposizione e maneggia le mosche delicatamente per ridurre lo stress e le potenziali alterazioni comportamentali.
  7. Trasferire con cura le mosche selezionate in fiale vuote con l'assegnazione appropriata. Lasciarli riprendersi dall'anestesia per circa 30 minuti in un ambiente controllato (25 °C, 12 h/12 h ciclo luce/buio, 50% di umidità) prima di procedere con il test.
  8. Per la preparazione del mangime microcapillare, utilizzare una pipetta per caricare manualmente 10 μl della soluzione di prova in ciascuna provetta microcapillare. Assicurarsi che il volume sia coerente in tutti i campioni per standardizzare le condizioni di alimentazione.
  9. Utilizzando una pipetta, aggiungere 3-5 μL di olio minerale all'estremità aperta del microcapillare. In questo modo si evita che il campione evapori e fuoriesca durante l'esperimento.
  10. Inserire i microcapillari preriempiti attraverso i fori dei tappi delle fiale di cotone, assicurandosi che siano posizionati saldamente. Se necessario, utilizzare le punte precedentemente tagliate per adattare perfettamente il cotone senza ostruire il flusso d'aria.
  11. Mettere i flaconcini contenenti le mosche in un'incubatrice impostata a 25 °C con un ciclo luce/buio di 12 ore/12 ore. Lasciarli per tutta la durata dell'esperimento e sostituire manualmente i microcapillari con cibo preparato al momento ogni giorno per garantire un'esposizione costante. Il periodo di esposizione dipende dalla tossicità e dalla natura del campione e si estende in genere tra 2 e 7 giorni.
  12. A intervalli di 12 ore, trasferire i moscerini in una fiala pulita e vuota per valutare l'attività locomotoria.
  13. Misurare e segnare una linea a 7 cm dal fondo del flaconcino utilizzando un pennarello indelebile. Questa altezza servirà come bersaglio per l'arrampicata.
  14. Posiziona una fotocamera o un telefono in una posizione stabile per registrare il comportamento di arrampicata. Garantire un'illuminazione adeguata e uno sfondo trasparente per l'analisi. Verificare che la configurazione sperimentale sia compatibile con il campo visivo della fotocamera.
  15. Toccare delicatamente la fiala per portare le mosche sul fondo, quindi iniziare immediatamente la registrazione. Evitare una forza eccessiva che potrebbe ferire o disorientare le mosche.
  16. Rivedi le registrazioni e misura il tempo impiegato da ogni mosca per raggiungere la linea dei 7 cm segnata. Impostare un limite di tempo massimo (ad esempio, 30 s); Assegna questo tempo a qualsiasi mosca che non riesce a raggiungere la linea.
  17. Presta molta attenzione a eventuali comportamenti anomali, come movimenti scoordinati, inizio ritardato dell'arrampicata o schemi di arrampicata irregolari. Questi segni possono indicare gli effetti neurotossici del composto testato.
    NOTA: Per istruzioni dettagliate sulla preparazione del mangime, fare riferimento al protocollo19 del test CAFE (Capillary Feeder). Questo metodo fornisce linee guida precise per la preparazione di fonti di cibo liquido per i moscerini della frutta, garantendo una quantificazione accurata dell'assunzione di cibo e riducendo al minimo la variabilità negli esperimenti di alimentazione.

4. Saggi di monitoraggio in tempo reale

NOTA: Per la configurazione, inclusa la rappresentazione schematica dei componenti del sistema di inseguimento e il protocollo di calibrazione, seguire le pubblicazioni precedenti11,12. Una panoramica generale degli esperimenti è presentata nella Figura 2 supplementare.

  1. Saggio di locomozione in tempo reale (Tracking assay)
    1. Ripetere i passaggi 3.8-3.9 per preparare i microcapillari di alimentazione con il campione e il sigillo di olio minerale.
    2. Preparare le singole camere di locomozione utilizzando cannucce di plastica trasparente, ciascuna lunga circa 6 cm. Queste cannucce fungono da custodie economiche e trasparenti adatte alle registrazioni. I tubi devono essere compatibili con l'arenadel sonno 11, che ospita 20 tubi per studi comportamentali ad alto rendimento.
    3. Sigillare un'estremità di ogni cannuccia con una pellicola trasparente, garantendo una chiusura ermetica. In prossimità dell'estremità sigillata, creare un piccolo foro per accogliere l'inserimento del microcapillare di alimentazione. Assicurarsi che il foro sia sufficientemente grande da trattenere saldamente il microcapillare senza causare perdite o movimenti durante il test.
    4. Ripetere i passaggi 3.1-3.6 per anestetizzare, facoltativamente segregare e posizionare delicatamente un lembo anestetizzato in ciascun tubo utilizzando un pennello fine. Sigillare l'estremità aperta di ogni provetta con una pellicola trasparente o un tappo di cotone, garantendo il flusso d'aria e il contenimento delle mosche.
    5. Posizionare i tubi assemblati nell'arena, assicurandosi che ogni microcapillare rimanga accessibile all'esterno per la sostituzione quotidiana. Inserire un microcapillare preriempito in ciascun tubo. Lasciare che le mosche si riprendano e si acclimatino per circa 30 minuti prima di iniziare il test.
    6. Collocare il dispositivo in una camera con condizioni ambientali controllate (ad es. 25 °C, ciclo luce/buio 12 h/12 h, 50% di umidità). Collegare il dispositivo alla rete o al sistema di localizzazione locale.
    7. Accedi alla piattaforma e individua il dispositivo assegnato all'esperimento. Assicurati che il sistema segua accuratamente ogni mosca, come indicato dai marcatori. Inserire tutti i metadati sperimentali pertinenti e iniziare a registrare il saggio. Per l'analisi avanzata dei dati, usare il framework rethomics, un pacchetto R progettato per l'analisi dei dati comportamentali ad alta velocità effettiva11,12.
    8. Sostituisci quotidianamente il cibo nei microcapillari con soluzioni preparate al momento. Ispezionare visivamente ogni mosca ogni giorno per garantire la sopravvivenza e il comportamento corretto durante il periodo sperimentale che in genere si estende tra i 3 e i 5 giorni.
  2. Valutazione del ritmo circadiano
    1. Per studiare il ritmo circadiano delle mosche e le loro potenziali alterazioni, assicurarsi che l'esperimento inizi sincronizzato con un ciclo luce/buio definito. Mantenere un fotoperiodo di 12 ore luce/12 ore buio durante tutta la fase di registrazione per evitare interruzioni dei ritmi endogeni. Una volta impostate le condizioni, ripetere i passaggi 4.1.1-4.1.8, assicurandosi che tutte le procedure vengano eseguite in modo coerente nelle fasi luce/buio.
  3. Valutazione del comportamento delle preferenze chiaro/scuro
    1. Ripetere i passaggi 3.1-3.11 per preparare le mosche e nutrire i microcapillari.
    2. Una volta preparate le fiale di alimentazione, metterle nell'incubatrice per consentire ai moscerini di nutrirsi del campione di prova per 2 ore (o un'altra durata determinata dai dati precedenti dell'attività locomotoria).
    3. Per valutare il comportamento delle preferenze di luce, preparare camere di locomozione individuali che coprano il 50% di ciascun tubo con un foglio di alluminio per creare un'area scura definita. Garantisci una copertura uniforme su tutti i tubi per consentire un confronto standardizzato.
    4. Ripetere i passaggi 4.1.2-4.1.4 per trasferire le mosche singolarmente nelle camere di locomozione, omettendo l'inserimento dei microcapillari.
    5. Posiziona i tubi preparati nell'arena e lascia che le mosche si acclimatino per circa 30 minuti.
    6. Ripetere i passaggi 4.1.6-4.1.7 e registrare il comportamento delle mosche per 60 minuti. I tubi in cui viene registrato un movimento ridotto possono indicare una preferenza per il buio, poiché il sistema di tracciamento non rileva le mosche situate nella regione coperta di lamina per segnalare l'ostruzione.

5. Analisi dei dati

  1. Prepara il modello di metadati includendo tutte le informazioni necessarie come ID, trattamento, dettagli del composto, durata del test e altre variabili rilevanti. Un esempio di modello e la pipeline di elaborazione dati corrispondente sono inclusi nella Tabella supplementare 1.
  2. Salva il file di metadati completato in formato CSV. Per garantire la compatibilità, apri il file CSV in un editor di testo per verificare che non contenga caratteri non necessari o problemi di formattazione. Rimuovere eventuali caratteri estranei, se presenti.
  3. Prima di procedere con l'analisi dei dati, creare un backup dei dati. Apri un terminale ed esegui il seguente comando: sudo python backup_tool.py. Questo passaggio protegge i dati da potenziali perdite o danneggiamenti durante l'analisi.
  4. Identificare e annotare la posizione dei file di dati corrispondenti all'esperimento. Assicurarsi che questi file siano accessibili per l'analisi.
  5. Analizza i dati utilizzando Rethomics. Aprire RStudio e caricare i pacchetti Rethomics necessari per l'analisi dei dati comportamentali. Istruzioni dettagliate e tutorial sono disponibili sul sito web di Rethomics: https://rethomics.github.io/scopr.html

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Risultati

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Ad esempio, questo protocollo è stato utilizzato per valutare il potenziale neurotossico della frazione velenifera di Physalis physalis . Il gruppo trattato era composto da moscerini alimentati con un tampone fisiologico integrato con una soluzione di saccarosio (fino a una concentrazione finale di 1 M) e la frazione di veleno di prova. Il gruppo di controllo ha ricevuto solo il tampone fisiologico e la soluzione di saccarosio senza il composto in esame. Tutti gli esperimenti sono stati eseguiti sul ceppo W...

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Discussione

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In primo luogo, stabilire una dose non letale (subletale) è un passo iniziale fondamentale per condurre gli esperimenti di neurotossicità. Ciò garantisce che le mosche rimangano vitali per tutta la durata dello studio, consentendo l'osservazione degli effetti comportamentali e locomotori senza il fattore confondente della mortalità. Nel nostro studio, la dose subletale della frazione di veleno di Physalia physalis è stata determinata in 10 μg/μL. Per garantire risultati robusti ...

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Dichiarazioni

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L'autrice Zuzanna Tomkielska è stata impiegata da Mesosystem S.A., e l'autrice Ana Casas è anche affiliata a Mesosystem S.A. Gli altri autori dichiarano che la ricerca è stata condotta in assenza di qualsiasi relazione commerciale o finanziaria che possa essere interpretata come un potenziale conflitto di interessi.

Ringraziamenti

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Questa ricerca è stata finanziata dal progetto MOD dell'EEA Grants. PN. FRM.059.PT.V03 – Physalia physalis: una fonte innovativa e non sfruttata di prodotti cosmetici ad alto valore aggiunto; dal "Pacto da Bioeconomia Azul" (Progetto n. C644915664-00000026) nell'ambito del WP5 – Algae Vertical, finanziato dal Fondo Europeo Next Generation EU e dal Piano di Ripresa e Resilienza portoghese (PRR); e dalla Fundação para a Ciência e a Tecnologia (FCT) tramite CBA (UIDB/05292/2020 e UIDP/05292/2020).

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Materiali

Elenco dei materiali utilizzati in questo articolo
NomeAziendaNumero di catalogoCommenti
Foglio di alluminio --
Colorante blu   RAYNER-Rayners colorante blu 28ml
Modulo telecamera 2 NoIRLampone Pi 096-4062Fornita su Mauser.pt
Stoppino di cotoneSigma-AldrichBR28205
Bottiglie di brodo di DrosophilaVWRVWRI734-1249Bottiglia Fly Round 60Z
Fiale di DrosophilaVWRWRI734-2255
Piastra di Petri in vetroSigma-AldrichBR455701
Micro ematocrito capillareSigma-AldrichBR749321
Scheda MicroSD--Il produttore consiglia di utilizzare una scheda SD con almeno 32 GB di spazio di archiviazione per le installazioni del sistema operativo Raspberry Pi
Alimentatore micro-USBLampone Pi 096-4585Fornita su Mauser.pt
Olio minerale BIO-RAD#1632129
Pennello--
Salina tamponata con fosfato (PBS)componenti provenienti da varie aziende-tampone utilizzato per preparare gli alimenti per il gruppo di controllo e utilizzato per la diluizione del campione; 10 mM pH 7
Tappi per fiale e flaconi di DrosophilaVWRVWRI734-2875
Tappi per fiale e flaconi di DrosophilaVWRVWRI734-2673
Pellicola sigillanteSigma-AldrichHS234526C
Computer a scheda singola  (3 Modello B)Lampone Pi 096-5700Fornita su Mauser.pt
SuccroseSigma-AldrichS9378
Cannuccia in plastica trasparente--Qualsiasi che sia compatibile con l'arena del sonno etoscopica (6,5 cm x 0,5 cm)

Riferimenti

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
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