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Articolo metodologico

Un saggio microscopico sul cloruro di 2,3,5-trifeniltetrazolio per un'analisi accurata e affidabile della lesione miocardica

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DOI:

10.3791/68596

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28 novembre 2025

 ,  ,  ,  , 
1Institute of Molecular Cardiology, Medical Faculty and University Hospital Düsseldorf, Heinrich Heine University of Düsseldorf, 2Department of Anesthesiology and Perioperative Medicine, Shanghai Fourth People's Hospital, School of Medicine, Tongji University, 3Shanghai Key Laboratory of Anesthesiology and Brain Functional Modulation, Shanghai Fourth People's Hospital, School of Medicine, Tongji University, 4Clinical Research Center for Anesthesiology and Perioperative Medicine, Shanghai Fourth People's Hospital, School of Medicine, Tongji University, 5Translational Research Institute of Brain and Brain-Like Intelligence, Shanghai Fourth People's Hospital, School of Medicine, Tongji University

* These authors contributed equally

In questo articolo

Sommario

L'attuale saggio 2,3,5-Trifeniltetrazolio (TTC) introduce un protocollo di colorazione TTC affinato che consente l'analisi della lesione miocardica a risoluzione microscopica, producendo immagini di alta qualità che consentono una valutazione accurata e affidabile della dimensione dell'infarto e della vitalità dei cardiomiociti a livello cellulare.

Abstract

In questo protocollo, presentiamo un metodo raffinato basato sul 2,3,5-Trifeniltetrazolio cloruro (TTC) per un'analisi accurata e affidabile dell'infarto miocardico (MI) a risoluzione cellulare. Questo protocollo prevede una procedura di colorazione TTC in due fasi eseguita su cuori infartati 24 hpost-MI: perfusione, in cui una soluzione TTC all'1% viene perfonsa retrogradamente attraverso la vascolatura coronarica tramite una cannula aortica, e immersione, dove il cuore viene successivamente incubato in soluzione TTC a 4 °C durante la notte. Dopo la colorazione, il cuore viene incorporato in un composto OCT e criosezionato trasversalmente in fette spesse 50 μm a intervalli di 100 μm. Dopo un processo di fissazione di 24 ore con il fissativo di Zamboni, un confine netto e netto tra miocardio vitale (rosso intenso) e tessuto necrotico (giallo) diventa rilevabile sotto esame microscopico. In particolare, questo microscopio TTC consente la rilevazione dell'infarto non solo nella fase acuta (24 ore dopo l'infarctus) ma anche su una finestra temporale estesa oltre i 7 giorni. Poiché il saggio microscopico TTC genera immagini a più strati (80 fette per cuore), abbiamo sviluppato un algoritmo robusto e semi-automatizzato basato sul colore che consente un'analisi rapida ed efficiente di grandi set di dati di immagini e quantifica la dimensione globale dell'infarto in pochi minuti. Con questi miglioramenti, l'approccio attuale affina notevolmente il processo di colorazione TTC e fornisce uno strumento ampiamente applicabile e prezioso per i laboratori che studiano lesioni ischemiche cardiache.

Introduzione

Negli ultimi due decenni, la cardioprotezione è stata perseguita come strategia chiave per preservare i cardiomiociti dopo gravi insulti ischemicial cuore 1. Sia in contesti sperimentali che clinici, l'entità finale della lesione miocardica è una metrica fondamentale per valutare l'efficacia degli interventicardioprotettivi 2. Pertanto, una valutazione affidabile e accurata della dimensione dell'infarto è altamente desiderabile e fondamentalemente importante.

Nei modelli di roditori, il protocollo standard per valutare la dimensione dell'infarto post-mortem si basava principalmente sull'attività della deidrogenasi mitocondriale, che converte enzimaticamente il composto incolore cloruro 2,3,5-trifeniltetrazolio (TTC) in un precipitato rosso nelle cellule vitali, mentre rimane grigio chiaro nel tessutonecrotico 3. Sebbene la colorazione basata sulla TTC sia semplice ed economica, presenta diverse sfide metodologiche e limitazioni intrinseche. Questi includono le fette cardiache sottoposte a contratture in soluzione TTC, che distorce gravemente il tessuto e impedisce alle fette di restare piatte per la planimetria; spessore irregolare della fetta durante la lavorazione del campione; e scarsa qualità dell'immagine che ostacola la delineazione accurata del confine dell'infarto. Negli ultimi anni sono state introdotte diverse modifiche tecniche al processo di preparazione del campione, come l'uso di matrici acrilichecardiache 4 o la semi-congelazione del cuore per facilitare il taglio3. Sebbene queste modifiche abbiano notevolmente aumentato la praticità del taglio tissutale, l'approccio convenzionale continua a basarsi sull'imaging grossolano di sezioni cardiache spesse, spesso che producono qualità dell'immagine variabile esubottimale 5, con contrasto cromatico insufficiente che può introdurre una soggettività sostanziale alla misurazione dell'infarto6. Inoltre, il metodo convenzionale richiede l'uso di tessuto intero del cuore, che impedisce analisi multiscopo sugli stessi campioni di tessuto, come la co-colorazione immunitaria delle proteine regolatorie per identificare le cascate chiave di segnalazione coinvolte nella sopravvivenza cardiaca. Di conseguenza, spesso è necessario un numero consistente di animali per affrontare adeguatamente varie domande di ricerca.

Per superare questelimitazioni 5, abbiamo sviluppato un protocollo adatto all'imaging microscopico della colorazione TTC. Questo metodo combina passaggi di colorazione "perfusione + immersione" con la criosezione del tessuto cardiaco in sottili fette ottimizzate per l'imaging con un microscopio ottico. Sebbene questo metodo sia stato recentementeriportato 7, riteniamo che fornire procedure sperimentali dettagliate ne aumenti la praticità e l'accessibilità. Inoltre, poiché il metodo microscopico TTC genera immagini ad alta risoluzione composte da più strati di sezione cardiaca, abbiamo sviluppato un algoritmo semiautomatico robusto basato sul colore per affrontare la natura dispendiosa in termini di tempo dell'analisi di grandi dataset di immagini. L'attuale metodo consente la rilevazione rapida delle regioni dell'infartto e la quantificazione della dimensione globale dell'infarto in pochi minuti.

Nel complesso, il protocollo presentato qui rappresenta uno strumento prezioso, permettendo ai ricercatori di implementare questo metodo in modo efficiente con facilità e accuratezza.

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Protocollo

Tutti gli esperimenti sono stati approvati dalla LANUV della Renania Settentrionale-Vestfalen, Germania, e condotti in conformità con le linee guida ARRIVE e la Guida NIH per la Cura e l'Uso degli Animali da Laboratorio. Tutte le attrezzature e le sostanze chimiche necessarie sono elencate nella Tabella dei Materiali.

1. Istituzione di un sistema di retro-perfusione Langendorff

NOTA: Il sistema è composto da un rubinetto di apertura a due gang e tre vie collegato a una cannula aortica realizzata con un ago smussato calibro 20 e due porte di infusione, una per la soluzione di lavaggio (porto salino tamponato fosfato (PBS)) e l'altro per l'infusione TTC (porta TTC). Alternando la direzione del rubinetto a tre vie, il perfuso può essere consegnato al cuore in modo intercambiabile.

  1. Fissare l'apparecchio orizzontalmente su una piastra di Petri da 150 mm usando un pezzo di nastro adesivo per evitare movimenti indesiderati durante i passaggi successivi.
  2. Regola la punta della cannula per farla essere 1 mm sopra il fondo, allineandola al livello della radice aortica quando il cuore è posizionato piatto.
  3. Pre-riempi il sistema con PBS ghiacciato usando una siringa da 10 mL attraverso la porta PBS.
  4. Preparare una soluzione fresca di colorazione (1% TTC disciolto in PBS); per ogni cuore è richiesto un volume minimo di 6 mL.
    ATTENZIONE: Cercare di avere un bambino è generalmente considerato pericoloso e richiede una gestione attenta poiché può causare lieve irritazione cutanea, grave irritazione oculare ed è dannoso se inalato. Smaltire rifiuti e residui in conformità con i requisiti delle autorità locali.
  5. Usa una siringa da 3 mL per pre-riempire la porta TTC con la soluzione per le macchie.
  6. Assicurati che non ci siano bolle d'aria involontarie nel sistema, poiché potrebbero causare potenziali emboli d'aria che interferirebbero con le successive macchie. Nella maggior parte dei casi, le bolle d'aria sono visibili nel sistema; quando presente, rimuoverle ritirando e riempiendo il PBS mentre si batte delicatamente il rubinetto di fermata a tre vie nella cannula verticale.
  7. Forma un nodo mezzo quadrato sciolto usando una sutura di seta 6-0 e posizionala all'estremità distale della cannula per una successiva fissazione della radice aortica.

2. Preparazione del campione cardiaco

NOTA: In questo studio sono stati utilizzati topi C57BL/6J (20-25 g). L'infarto miocardico sperimentale (IM) è stato indotto tramite la legatura chirurgica dell'arteria discendente anteriore sinistra (LAD) per 30-60 minuti, come descritto di seguito. La metodologia di induzione MI è stata precedentemente riportata8 e non è dettagliata in questo manoscritto. Salvo diversa indicazione, i campioni cardiaci sono stati prelevati 24 ore dopo l'infarmazione.

  1. Estrai il topo MI dalla gabbia e sopterralo per lussazione cervicale sotto anestesia profonda isoflurana (3 %, v/v).
    NOTA: Tutte le procedure di eutanasia devono essere correttamente documentate e riportate, inclusi il motivo dell'eutanasia e il metodo utilizzato, in conformità con le normative locali.
  2. Trasferire l'animale eutanasiato sul tavolo operatorio e fissare tutte e quattro le estremità con del nastro adesivo.
  3. Rimuovere il pelo dalla zona centrale dell'addome a metà zampa anteriore usando pinze micro-dissezionanti e forbici.
  4. Effettuare un'incisione trasversale di 2 cm nella parete muscolare addominale, appena sotto il diaframma, per consentire la successiva toracotomia.
  5. Apri il diaframma con forbici sottili per esporre il cuore, poi fai incisioni bilaterali attraverso pelle, muscoli e costole per aprire la cavità toracica.
  6. Taglia il diaframma bilateralmente ed esponi completamente il cuore sollevando lo sterno.
  7. Versa immediatamente 20 mL di PBS gelato sulla superficie del cuore per fermare il battito.
  8. Espelle il cuore insieme ai tessuti circostanti (polmoni ed esofago) e trasferisci la massa tissutale in un becher da 50 mL contenente PBS gelato per circa 1 minuto, permettendo al battito cardiaco di diminuire.
  9. Trasferire il cuore su una piastra di Petri da 150 mm e ritagliare la radice aortica libera dal tessuto connettivo sotto un microscopio binocolo usando pinze sottili e forbici.
  10. Rimuovi delicatamente il timo ed esponi l'aorta ascendente.
  11. Taglia la radice aortica sezionando il tessuto connettivo.
  12. Prendi il moncone aortico con una pinzetta fine e montalo sopra la cannula già collegata a un apparecchio di perfusione pre-riempito con soluzione di colorazione PBS e TTC. Usa pinzette fine per stabilizzare la parete radicale aortica durante l'inserimento.
  13. Fissa l'aorta usando il nodo allentato preformato sulla canula. Ispeziona attentamente la cannula e il cuore mentre viene retro-perfuso con PBS. Il riempimento del cuore può essere confermato visivamente dal rigonfiamento del ventricolo man mano che aumenta il volume di PBS che entra nel cuore.
  14. Lasciare i tessuti extracardiaci (polmoni ed esofago) in loco per sostenere il cuore in una posizione naturale e appropriata.

3. Colorazione TTC

  1. Copri il cuore con carta velina umida una volta fissata la canula.
  2. Inizia a risciacquare il cuore con una siringa da 10 mL pre-collegata riempita di PBS gelato a una velocità di 2-3 mL/min per 3 minuti, finché l'eluato cardiaco non si esaurisce. Questo garantisce che rimanga solo una quantità minima di sangue nel cuore e negli infartori. Durante questo passaggio, evitare una pressione eccessiva durante la perfusione poiché potrebbe portare alla rottura del ventricolo infartato.
  3. Ispezionare il cuore al microscopio binocolo per assicurarsi che non ci siano perdite alla radice aortica e che si gonfie correttamente sotto pressione di perfusione.
  4. Gira il rubinetto a tre vie verso la soluzione TTC e infondi lentamente 1 mL di soluzione di colorazione attraverso la porta TTC per 30 secondi.
  5. Riinfondi 1 mL di soluzione per il tentativo di concepire 5 minuti dopo e ripeti questo passaggio dopo altri 5 minuti (10 minuti dopo la prima infusione per il bambino per cercare di concepire). Per un'infusione di 3 volte in 15 minuti sono necessari 3 mL di soluzione per il cervello.
  6. Ispeziona la superficie del cuore con un microscopio binoculare. A questo punto, dovrebbe già essere visibile una chiara distinzione tra il miocardio vitale (rosso intenso) e il tessuto necrotico (grigio chiaro).
  7. Rimuovere tutti i tessuti non cardiaci usando forbici fini e trasferire il cuore macchiato in un tubo conico da 15 mL contenente 3 mL di soluzione per il cervello.
  8. Posiziona il tubo conico a 4 °C durante la notte per una seconda colorazione a immersione.

4. Preparazione del blocco tissutale

  1. Togli il cuore dal tubo conico e asciugalo con cura con carta velina. A questo punto, la colorazione nel miocardio vitale diventa più evidente e il miocardio non perfuso (regioni epicardiche e potenzialmente endocardiche) mostra anch'esso una colorazione rossa leggera.
  2. Riempi una cannula smussata e curva da 20 gauge con un composto a temperatura di taglio ottimale (OCT) usando una siringa da 1 mL.
  3. Estraete la valvola tricuspide con forbici sottili e inserite la cannula nel ventricolo destro.
  4. Riempire la cavità con composto OCT (circa 50-80 μL) e interrompere l'infusione quando si osserva un riflusso di riflusso.
  5. Espone la valvola mitrale e inserisci la cannula attraverso l'atrio sinistro e la valvola mitrale nel ventricolo sinistro.
  6. Infondere delicatamente la cavità con composto OCT (circa 80 μL) e interrompere l'infusione quando si osserva l'uscita dall'aorta.
  7. Prepara una piccola capsula cilindrica (di 1 cm di diametro) realizzata con carta stagnola e riempila con 300 μL di composto OCT.
  8. Posiziona con cura il cuore nella capsula in posizione apice-down e regolalo in posizione verticale. Dalla vista dall'alto, l'apice non dovrebbe sporgere eccessivamente verso nessun dei lati.
  9. Immergi la capsula in una soluzione di 2-metilbutano pre-raffreddata a -30 °C o -40 °C.
  10. Lascia che il campione rimanga nella soluzione per 5-10 minuti per solidificarsi prima di formare un blocco tissutale.
  11. Etichettare il blocco tissutale e conservarlo a -80 °C per ulteriori analisi istologiche.

5. Criosezionamento e fissazione

  1. Montare il blocco tissutale su un mandrino criostatico usando composto OCT.
  2. Inserisci il mandrino nel criostato e imposta la temperatura a circa -24 °C.
  3. Taglia il blocco tissutale finché l'apice non è visibile.
  4. Imposta lo spessore della sezione a 50 μm e raccogli ogni seconda fetta, ottenendo intervalli di 100 μm tra le fette.
    NOTA: Evitare la piega dei tessuti durante la criosezionamento. Questo viene in gran parte minimizzato riempiendo le cavità ventricolari vuote con composto OCT (vedi passaggi 4.4-4.6).
  5. Allinea le fette in modo sequenziale su vetri del microscopio di vetro, posizionando otto pezzi per vetrina. In totale, sono previste 80 sezioni, cioè 10 diapositive, per cuore.
  6. Asciuga i vetri con un phon al minimo usando il flusso d'aria a temperatura ambiente (senza riscaldamento) per circa 10 minuti.
  7. Immergi le vetri in una camera di colorazione riempita con soluzione di Zamboni (un fissativo contenente il 2% di paraformaldeide e lo 0,4% di acido picrico, w/v).
    ATTENZIONE: Il fissativo di Zamboni può causare una reazione allergica cutanea ed è sospettato di causare difetti genetici e carcinogenesi. Smaltire rifiuti e residui in conformità con le normative delle autorità locali.
  8. Fissa il tessuto cardiaco a 4 °C durante la notte. Questa fissazione a lungo termine garantisce che la superficie del tessuto cardiaco rimanga libera dalle bolle d'aria formate durante il processo di fissazione.
  9. Dopo la fissazione, togli i vetri dal fissativo e risciacquali tre volte con PBS.
  10. Monta le guide con un mezzo di montaggio e copri le sezioni con coprilingue. Dopo questo passaggio, le diapositive a cuore sono pronte per l'acquisizione dell'immagine.
  11. Conserva i campioni in una scatola per vedute a temperatura ambiente.
    NOTA: Poiché i precipitati del formazan sono insolubili in acqua, la colorazione può essere conservata per anni senza alcuna perdita di intensità.

6. Imaging e elaborazione

  1. Installa un microscopio lucico con un obiettivo 1,25x ed esegui il software CellSens per l'imaging.
  2. Posiziona la sezione del cuore al centro del campo visivo.
  3. Regola il tempo di esposizione, la messa a fuoco e il bilanciamento del bianco della fotocamera secondo necessità.
  4. Cattura le immagini di ogni sezione e salva tutte le immagini dello stesso cuore in una cartella dedicata.
  5. Copia lo script R (File Supplementare 1) sulla piattaforma RStudio ed esegui un algoritmo automatizzato basato su R per valutare l'MI. L'algoritmo calcola le dimensioni planimetriche degli infarti per ogni taglio e calcola il volume totale dell'infarto per l'intero cuore.
  6. Esporta il dataset in un file Excel e analizza i dati secondo necessità.
  7. Importa tutte le immagini di ogni cuore sulla piattaforma ImageJ per una successiva ricostruzione 3D.
  8. Impila tutte le immagini in ordine coerente e sequenziale usando il menu pop-up della piattaforma ImageJ.
  9. Crea una costruzione 3D usando la funzione di grafico di superficie.
  10. Apri la finestra del Visualizzatore del Volume e regola tutti i parametri per la proiezione 3D.
    NOTA: La metodologia perimmunoistochimica 9 e i video per la colorazione convenzionale TTC 4,5 sono stati precedentemente riportati e non sono inclusi in questo manoscritto.

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Risultati

I passaggi chiave coinvolti nell'esecuzione della colorazione microscopica TTC sono illustrati nella Figura 1. Dopo due cicli di colorazione TTC, un distinto motivo perforato è diventato visibile sulla superficie del cuore. La serializzazione dell'intero cuore a intervalli di 100 μm ha prodotto circa 80 sezioni tissutali, con il sito di legatura situato intorno alla60ª fetta. In ogni sezione, la colorazione rosso i...

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Discussione

L'infarto miocardico (MI), causato da ischemia miocardica prolungata, rimane una grave preoccupazione sanitaria globale, poiché la lesione ischemica spesso compromette la funzione contrattile del cuore necessaria per una corretta circolazione sanguigna. Negli ultimi decenni, sono stati dedicati sforzi significativi all'identificazione di interventi o composti che aumentano la resistenza cardiaca allo stressischemico 1. Sebbene siano stati esplorati endpoint altern...

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Dichiarazioni

Gli autori dichiarano di non avere interessi finanziari in competizione.

Ringraziamenti

Questo studio è stato finanziato da FoKo 23/2013 e dall'Istituto di Ricerca Cardiovascolare di Düsseldorf (CARID).

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Materiali

Elenco dei materiali utilizzati in questo articolo
NomeAziendaNumero di catalogoCommenti
Obiettivo 1,25xOlympusPlanApo 1.25X/0.04Imaging
Siringhe da 10 mLB.Braum4617100VRetroperfusione
2,3,5-cloruro trifeniltetrazolioMilipore1.08380.0100Sostanze chimiche
Cannula da 20 GBD305895Retroperfusione
3  mL SiringheB.Braum4617022VRetroperfusione
Rubinetto di fermata a 3 vieB.Braum16494CRetroperfusione
Aquamount BDH362262HCirosezione
BilanciamentoOhausN/APesatura dei prodotti chimici
Microscopio binocoloLeicaMZ6Canulazione
C57BL/6JJanvierN/AAnimali
FotocameraOlympusUC30Imaging
Scoperte di coperturaEprediaBB02400500A113MN20Cirosezione
CriostatoLeicaM850Cirosezione
Acqua Doppia DistillataMIliporeN/ASostanze chimiche dissolventi
Forbici fine per sezionareAESCULAPBC702RStrumenti chirurgici
Pinza fine microdissezionale  AESCULAPFM001RStrumenti chirurgici
Vetri per microscopio in vetroEngelbrecht11102Cirosezione
ImageJNIH1,54gElaborazione dell'imaging
IsofluranoPiramal14150097146754Sostanze chimiche
IsopropanoloRoth  0733.1Sostanze chimiche
Microscopio otticoOlympusBX61Imaging
Micro-dissezionamento delle pinzeps  F.S.T11152-10Strumenti chirurgici
Composto OCTSakura4583Sostanze chimiche
Piastra di PetriTherno Scientific172931Retroperfusione
Soluzione salina tamponata con fosfatoRoth9143.1Sostanze chimiche
RstudioPosit Software2024.09.0Elaborazione dell'imaging
Sutura di setaF.S.T18020-60Retroperfusione
SoftwareOlympusCellSens V3.2Imaging
Forbici in acciaio inox per dissezioneAESCULAPBC257RStrumenti chirurgici
Soluzione di ZamboniMorphisto12773.0050Sostanze chimiche

Riferimenti

  1. Bolli, R., Becker, L., Gross, G., Mentzer, R., Balshaw, D., et al. Myocardial protection at a crossroads: the need for translation into clinical therapy. Circ Res. 95 (2), 125-134 (2004).
  2. Murphy, E., Steenbergen, C. Mechanisms underlying acute protection from cardiac ischemia-reperfusion injury. Physiol Rev. 88 (2), 581-609 (2008).
  3. Bohl, S., Medway, D. J., Schulz-Menger, J., Schneider, J. E., Neubauer, S., et al. Refined approach for quantification of in vivo ischemia-reperfusion injury in the mouse heart. Am J Physiol Heart Circ Physiol. 297 (6), H2054-H2058 (2009).
  4. Liepinsh, E., Kuka, J., Zvejniece, L., Vilskersts, R., Dambrova, M. Rodent heart and brain tissue preparation for digital macro photography after ischemia-reperfusion. J Vis Exp. (180), e62942(2022).
  5. Kim, S. -C., Boehm, O., Meyer, R., Hoeft, A., Knüfermann, P., et al. A murine closed-chest model of myocardial ischemia and reperfusion. J Vis Exp. (65), e3896(2012).
  6. Lindsey, M. L., et al. Guidelines for experimental models of myocardial ischemia and infarction. Am J Physiol Heart Circ Physiol. 314 (4), H812-H838 (2018).
  7. Ding, Z., et al. A refined TTC assay precisely detects cardiac injury and cellular viability in the infarcted mouse heart. Sci Rep. 14 (1), 25214(2024).
  8. Zhu, H., et al. IL-6 coaxes cellular dedifferentiation as a pro-regenerative intermediate that contributes to pericardial ADSC-induced cardiac repair. Stem Cell Res Ther. 13 (1), 44(2022).
  9. Zhu, H., et al. Sfrp1 as a pivotal paracrine factor in the trained pericardial stem cells that foster reparative activity. Stem Cells Transl Med. 13 (2), 137-150 (2023).
  10. Yellon, D. M., Hausenloy, D. J. Myocardial reperfusion injury. N Engl J Med. 357, 1121-1135 (2007).
  11. Li, C., Chen, M., Zhang, D., Xu, T., Wang, Z. Cardiac injury induced by obstructive jaundice: a comprehensive review. Perioper Precis Med. 28 (1), 28-38 (2025).
  12. Chang, X., et al. ß-tubulin contributes to Tongyang Huoxue decoction-induced protection against hypoxia/reoxygenation-induced injury of sinoatrial node cells through SIRT1-mediated regulation of mitochondrial quality surveillance. Phytomedicine. 108, 154502(2023).
  13. Li, Z., Hu, B., Zou, X. Research advances in understanding the role and mechanism of pyroptosis in myocardial ischemia-reperfusion injury. Perioper Precis Med. 2 (2), 52-63 (2024).
  14. Ouyang, W., et al. An immunostaining-based approach for assessing myocardial viability in the infarcted mouse hearts. Front Cardiovasc Med. 12, 1598314(2025).
  15. Benedek, A., et al. Use of TTC staining for the evaluation of tissue injury in the early phases of reperfusion after focal cerebral ischemia in rats. Brain Res. 1116 (1), 159-165 (2006).
  16. Lindsey, M. L., et al. Guidelines for in vivo mouse models of myocardial infarction. Am J Physiol Heart Circ Physiol. 321 (6), H1056-H1073 (2021).
  17. Lujan, H. L., Janbaih, H., Feng, H. -Z., Jin, J. -P., DiCarlo, S. E. Myocardial ischemia, reperfusion, and infarction in chronically instrumented, intact, conscious, and unrestrained mice. Am J Physiol Regul Integr Comp Physiol. 302 (12), R1384-R1400 (2012).
  18. Redfors, B., Shao, Y., Omerovic, E. Myocardial infarct size and area at risk assessment in mice. Exp Clin Cardiol. 17 (4), 268-272 (2012).

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