Modello murino di occlusione del deflusso venoso cerebrale attraverso legatura bilaterale delle vene giugulari

Sommario

Questo protocollo descrive in dettaglio un metodo chirurgico per indurre l'occlusione del deflusso venoso cerebrale nei topi mediante legatura bilaterale delle vene giugulari interne ed esterne.

Abstract

I vasi linfatici svolgono un ruolo chiave nel mantenimento dell'omeostasi dei liquidi e della sorveglianza immunitaria all'interno dei tessuti. Al bordo del cervello, le meningi durali contengono vasi linfatici strettamente vicini ai seni venosi. Nell'uomo, l'ipertensione intracranica idiopatica (IIH) è associata alla stenosi dei seni venosi durali, suggerendo che i disturbi del deflusso venoso possono influenzare la regolazione del fluido cerebrale e il drenaggio linfatico meningeo. Per esplorare questa relazione in un contesto controllato, abbiamo sviluppato un modello murino di occlusione del deflusso venoso cerebrale attraverso la legatura bilaterale delle vene giugulari interne ed esterne (JVL). Questo protocollo chirurgico è riproducibile, non invasivo e raggiunge un alto tasso di successo (98,4%) con segni postoperatori attesi come gonfiore facciale e cerebrale e rimodellamento vascolare extracranico. La venografia RM bidimensionale a tempo di volo (2D-TOF) seguita da una ricostruzione tridimensionale (3D) ha confermato la congestione venosa a monte. Questo modello consente lo studio longitudinale delle conseguenze di un alterato deflusso venoso cerebrale sull'architettura cerebrovascolare, sul rimodellamento linfatico e sulla clearance del liquido cerebrale. Manipolando i vasi al collo, JVL consente di studiare questi processi senza danneggiare le strutture intracraniche. Nonostante le differenze anatomiche tra le specie, JVL fornisce un approccio robusto e accessibile per analizzare l'interazione tra deflusso venoso, drenaggio linfatico e omeostasi dei liquidi nel cervello.

Introduzione

La dura madre è lo strato più esterno delle meningi che protegge il cervello e il midollo spinale. La dura madre fornisce supporto strutturale e funziona come una piattaforma immunitaria caratterizzata da reti vascolari specializzate e diverse popolazioni immunitarie ^1,2. I seni venosi durali raccolgono il sangue da tutte le vene cerebrali e lo dirigono nelle vene giugulari ^3,4,5. I seni venosi durali sono MLV molto vicini, con modelli conservati tra topi e esseri umani 6,7,8,9,10. Gli MLV contribuiscono al drenaggio dei fluidi cerebrali e assicurano il traffico di antigeni, macromolecole e cellule immunitarie dalle meningi ai linfonodi cervicali 2,7,9,11,12.

Il restringimento (stenosi) dei seni venosi durali provoca un alterato deflusso venoso cerebrale ed è associato a condizioni neurologiche come l'ipertensione intracranica idiopatica (IIH), una malattia che colpisce prevalentemente le giovani donne in sovrappeso ed è caratterizzata da un'elevata pressione intracranica senza una chiara causa sottostante^13,14. I pazienti con IIH possono essere trattati con stent endovascolare, che ripristina sia il fisiologico deflusso venoso cerebrale che la normale pressione intracranica¹⁵.

Per comprendere meglio il ruolo del deflusso venoso nell'omeostasi del fluido cerebrale e il coinvolgimento dei MLV in questo processo, abbiamo sviluppato un modello murino di occlusione del deflusso venoso cerebrale mediante legatura bilaterale delle vene giugulari esterne e interne. Finora non è stato descritto alcun modello murino di stenosi dei seni venosi durali e i modelli che portano all'occlusione del deflusso venoso cerebrale intracranico hanno danneggiato le strutture durali di interesse 16,17,18. Inoltre, i modelli JVL utilizzati per studiare la regolazione della pressione intracranica, il drenaggio dei fluidi cerebrali e il rimodellamento vascolare durale si sono concentrati principalmente sulla legatura delle sole vene giugulari esterne, che ha portato a fenotipi lievi senza esiti significativi^19,20. Studi precedenti hanno dimostrato la fattibilità di legare sia la vena giugulare esterna che quella interna; Tuttavia, i protocolli descritti prevedono la transezione completa dei vasi dopo la legatura, un passaggio che aumenta l'invasività locale e può confondere l'interpretazione degli esiti fisiologici, in particolare quelli relativi ai circuiti linfatici, date le strette relazioni anatomiche tra le vene giugulari interne e i linfatici cervicali al collo^21,22.

Il presente articolo descrive un protocollo chirurgico perfezionato per JVL per indurre l'occlusione del deflusso venoso cerebrale in giovani topi adulti femmina C57Bl6/J di età compresa tra 6 e 8 settimane. Il nostro approccio è originale in quanto combina la legatura della vena giugulare interna ed esterna con l'analisi sistematica in più punti temporali dopo l'intervento chirurgico, permettendoci di definire con precisione le conseguenze dell'ipertensione venosa sul rimodellamento vascolare e sulla clearance dei liquidi cerebrali.

Protocollo

Tutte le procedure in vivo sono state conformi alle linee guida e alle politiche istituzionali dell'INSERM e del Comitato per la cura e l'uso degli animali del Paris Brain Institute (APAFIS#34974-2022012017455126).

1. Trasferimento e pretrattamento degli animali

1. Trasferire nella sala sperimentale topi femmina C57Bl6/J di età compresa tra 6 e 8 settimane e del peso di circa 20 g.
   1. Somministrare per ciascun topo le seguenti iniezioni sottocutanee utilizzando aghi da insulina (30-31 G):
      Buprenorfina 0,1 mg/kg (12,5 μg/mL; 200 μL).
      Carprofene 20 mg/kg (50 mg/mL, diluito 1:20 in NaCl sterile allo 0,9%; 200 μL).
      Cloruro di sodio 0,9 % (200 μL) per l'idratazione pre-anestesia.
2. Induzione e mantenimento dell'anestesia
   1. Posizionare il topo nella camera di anestesia dell'isoflurano e iniziare l'anestesia con isoflurano al 3-4% a una velocità del flusso d'aria di 400-500 ml/min.
   2. Mantenere l'anestesia all'1,5% con una portata d'aria di 140-250 ml/min, regolando in base alla frequenza respiratoria del topo.
3. Rimuovere il pelo dal collo del topo nel sito chirurgico, preferibilmente utilizzando una crema depilatoria.
4. Attivare l'isoflurano nella maschera nasale anestetica (impostazioni 1.2.2).
5. Applicare il gel oftalmico sugli occhi per prevenire la secchezza.
6. Metti il mouse in posizione supina, la schiena su drappi sterili su un termoforo.
7. Assicurati che la testa del mouse sia completamente sotto la maschera nasale anestetica.
8. Estendere le zampe a circa 90° rispetto all'asse del corpo per facilitare la corretta esposizione dei vasi del collo.
9. Fissare le zampe posteriori in allineamento con l'asse del corpo per garantire il corretto posizionamento e stabilità durante la procedura.
10. Usa dei nastri chirurgici per stabilizzare le zampe.
11. Assicurarsi che la testa rimanga in estensione; Se necessario, inserire delicatamente un paio di pinze in bocca per mantenere questa posizione.
12. Verificare la profondità dell'anestesia pizzicando la coda o la zampa.
13. Monitorare la temperatura corporea utilizzando una sonda rettale e regolare il termoforo per mantenere i 37 °C durante tutta la procedura.
14. Disinfettare il sito chirurgico.
    1. Applicare lo scrub allo iodio povidone sul sito utilizzando un panno sterile.
    2. Risciacquare con tamponi di cotone imbevuti di NaCl (tre passaggi).
    3. Asciugare l'area e applicare la soluzione di iodio povidone.

2. Fase operativa

NOTA: L'intera procedura viene eseguita sotto una lente d'ingrandimento binoculare e una lampada illuminante. Tutte le attrezzature e gli strumenti chirurgici necessari per la procedura sono elencati accanto ai reagenti utilizzati nella Tabella dei materiali e visualizzati nella Figura 1.

1. Esposizione della vena giugulare
   1. Praticare un'incisione cutanea longitudinale, di circa 1,5 cm, utilizzando piccole forbici chirurgiche lungo la linea mediana della regione ventro-cervicale, 5 mm sopra il manubrio sternale.
   2. Utilizzando due pinze sottili, separare delicatamente le ghiandole sottomandibolari lungo la linea mediana per accedere ai vasi sottostanti, quindi procedere con la dissezione smussata per rilasciare gli strati superficiali e pre-tracheali della fascia cervicale.
   3. Per migliorare la visibilità del campo chirurgico, spostare con cura i tessuti circostanti utilizzando piccoli divaricatori smussati.
      NOTA: Inizia sezionando e legando le vene giugulari esterne, seguite dalle vene giugulari interne, come indicato nel piano sottostante. Legare prima le vene giugulari esterne aumenta il flusso attraverso le IJV, provocandone la dilatazione, il che ne facilita la dissezione.
   4. Dissezione della vena giugulare esterna
      1. Identificare le vene giugulari esterne situate appena sopra la gabbia toracica, lateralmente, dove giacciono superficialmente.
      2. Sezionare attentamente ogni vena partendo dalla sua porzione caudale appena sopra la gabbia toracica e estendendosi per circa 1 cm cranialmente.
         NOTA: Per fare ciò, sollevare delicatamente la vena usando una pinza a punta smussata afferrando il grasso circostante e sezionarla intorno usando una pinza ultrasottile e appuntita.
   5. Dissezione della vena giugulare interna
      1. Sezionare con una pinza fine la fascia che collega i muscoli sopra la trachea con i muscoli sternomastoideo e omoioideo.
      2. Utilizzare i divaricatori per ritrarre delicatamente il muscolo sternocleidomastoideo lateralmente e i muscoli pretracheali medialmente.
         NOTA: La vena giugulare interna sarà quindi visibile all'interno di una guaina fasciale che contiene anche l'arteria carotide interna, il nervo vago e i vasi linfatici cervicali. La vena giugulare interna si trova anteriormente alle altre strutture all'interno della guaina fasciale.
      3. Sezionare con cura la fascia pizzicandola delicatamente ed elevandola per separare la vena giugulare interna dalle strutture circostanti, riducendo al minimo la manipolazione dei tessuti.
         NOTA: Evitare di afferrare direttamente la vena, in quanto estremamente fragile, sollevarla invece dalla fascia circostante. Preferibilmente, utilizzare una pinza a punta ultrafine per la dissezione e una pinza semi-smussata per tenere la vena in posizione.
2. Legatura della vena giugulare
   NOTA: I seguenti passaggi si applicano a tutti e quattro i vasi, a partire dalle vene giugulari esterne. Garantire una corretta idratazione degli organi durante tutta la procedura applicando gocce di NaCl sul sito chirurgico, in particolare prima di suturare l'incisione cutanea.
   1. Una volta sezionato il vaso, far scorrere delicatamente la pinza ultrafine sotto il vaso per isolarlo con cura e rimuovere il tessuto connettivo rimanente.
   2. Tenere la sutura intrecciata 6.0 (senza ago) con la punta della pinza e passarla con cura dietro la vena giugulare, sollevando delicatamente la vena con una pinza semi-smussata.
   3. Eseguire un nodo da chirurgo incrociando le estremità del materiale di sutura l'una sull'altra, quindi stringere per fissare il vaso.
   4. Fai ulteriori lanci, due o tre, per assicurarti che il nodo sia fermo.
      NOTA: In caso di incertezza sulla completezza della legatura iniziale, posizionare una seconda legatura sullo stesso vaso come misura precauzionale. Questa sutura secondaria deve essere posizionata alcuni millimetri sopra o sotto il primo nodo, lungo lo stesso asse. Si noti che la distanza tra i due nodi non è strettamente standardizzata, in quanto non influisce in modo significativo sul risultato. Eseguire questo passaggio solo quando necessario per garantire la completa occlusione del vaso, come illustrato nella Figura 2.
3. Chiusura dei tessuti
   1. Riposizionare i tessuti sezionati nella loro posizione originale.
   2. Usando una pinza, afferra delicatamente i bordi dell'incisione cutanea per esporli chiaramente.
   3. Assicurarsi che entrambi i bordi dell'incisione siano puliti, privi di detriti e allineati il più vicino possibile.
   4. Tenere il filo di sutura con l'ago (polipropilene 5.0 non assorbibile) con il supporto dell'ago nella parte pressata dell'ago.
   5. Inserire l'ago a un'estremità dell'incisione, a circa 3-5 mm dal bordo. Utilizzare un angolo di 90° rispetto alla superficie del tessuto per un inserimento regolare.
   6. Muovi l'ago attraverso il tessuto, assicurandoti che passi uniformemente attraverso entrambi i lati dell'incisione.
   7. Fai il primo nodo e stringilo delicatamente senza strangolare il fazzoletto.
   8. Fai altri due lanci e assicurati che il nodo sia fermo.
   9. Dopo il serraggio, tagliare le estremità della sutura in modo da lasciare circa 1-2 mm di sutura oltre il nodo.
   10. Ripetere la procedura per chiudere completamente l'incisione cutanea posizionando sei suture individuali, uniformemente distanziate a intervalli di circa 0,25 cm.
       NOTA: Per stabilire controlli appropriati nel disegno sperimentale, possono essere inclusi topi azionati da sham. Questi animali vengono sottoposti alla stessa procedura chirurgica per l'esposizione venosa ma senza legatura (cioè, omettendo il passaggio 2.2).

3. Cure postoperatorie

1. Dopo l'intervento, posizionare l'animale in una camera di recupero riscaldata.
2. Monitorare la respirazione dell'animale attraverso l'osservazione visiva per 2 minuti ogni 5 minuti fino al completo recupero della coscienza.
3. Assicurati che l'animale abbia un calore sufficiente.
4. Verificare la presenza di segni di dolore come: schiena arcuata, letargia, assenza di movimento quando la gabbia è aperta.
5. Somministrare per via sottocutanea buprenorfina (0,1 mg/kg; 12,5 μg/mL; 200 μL) ogni 8-12 ore per 2 giorni dopo l'intervento.
   NOTA: Se la buprenorfina è insufficiente, l'iniezione sottocutanea di carprofene (5 mg/kg, diluito 1:80, 200 μL) può essere aggiunta ogni 12 ore a partire dal primo giorno dopo l'intervento chirurgico.
6. Solo una volta sveglio e completamente recuperato, riporta l'animale nella sua gabbia insieme ai suoi compagni di cucciolata.
   NOTA: In questa fase, e per una durata di 48 ore, il cibo standard e l'acqua in forma di gel vengono posizionati direttamente nella gabbia piuttosto che sulle rastrelliere della gabbia, consentendo ai topi di mangiare e bere comodamente senza bisogno di allungare il collo.
7. Monitorare il benessere degli animali ogni giorno durante le prime 48 ore dopo l'intervento, poi ogni 2 giorni fino al giorno 7 e successivamente una volta alla settimana.
   NOTA: Il monitoraggio include l'aspetto, il comportamento naturale e provocato, il peso corporeo e il sito chirurgico, consentendo il rilevamento di dolore, stress o deterioramento clinico. Sulla base di queste osservazioni, devono essere prese misure appropriate, tra cui l'analgesia, la terapia di supporto o l'eutanasia, se necessario.

Risultati

Immediatamente dopo la legatura venosa, il segmento del vaso a monte del sito di legatura diventa visibilmente ingrandito, mentre il segmento a valle collassa, apparendo piatto e pallido a causa dell'interruzione del deflusso sanguigno (Figura 2). Il reindirizzamento del flusso sanguigno dopo la prima legatura provoca una leggera espansione delle altre tre vene giugulari in modo pulsante.

La procedura chirurgica richiede circa 20 minuti se eseguita da un operatore addestrato, con un tasso di sopravvivenza postoperatoria del 98,4% (128/130 topi). Tuttavia, durante l'implementazione iniziale, il tasso di successo può essere inferiore - circa il 93,8% (122/130) - principalmente a causa della compressione del nervo vago (5/130) o dell'emorragia vascolare (3/130).

Tra i topi che sono stati sottoposti con successo a interventi chirurgici JVL e sono stati monitorati a lungo termine, il 77,5% (86/111) ha sviluppato gonfiore diffuso del viso e della testa, evidente già un giorno dopo l'intervento chirurgico (Figura 3). L'edema si è gradualmente attenuato, con una risoluzione parziale osservata nel 15,3% dei topi (17/111) entro il settimo giorno e una risoluzione completa in tutti gli animali entro il quattordicesimo giorno (0/111).

Il confronto tra la venografia RM bidimensionale a tempo di volo (2D-TOF) eseguita prima e due giorni dopo l'intervento JVL, seguita dalla post-elaborazione 3D, dimostra l'allargamento venoso delle vene facciali extracraniche a monte dei siti di legatura, indicando il successo dell'intervento chirurgico (Figura 4). La metodologia completa, insieme ai risultati dettagliati e alle analisi quantitative, è disponibile in El Kamouh et ^al.23.

Figura 1: Strumenti e reagenti utilizzati per l'intervento chirurgico. (A) Forbici Noyes (dritte), (B) Forbici dell'iride (dritte), (C) Pinze per zanzare (dritte), (D) Pinzette curve, (E) Pinzette curve fini, (F) Pinzette dritte fini, (G) Divaricatori. Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.

Figura 2: Esito chirurgico diretto: cambiamenti morfologici nella vena giugulare. (A,B) Immagini rappresentative di una vena giugulare esterna (EJV) prima (A) e dopo (B) legatura, con il vaso delineato in una scatola nera. Dopo la legatura, il segmento del vaso a monte del sito di legatura è ingorgato (freccia bianca), mentre il segmento a valle appare incolore e collassato (freccia nera) a causa dell'interruzione del deflusso del sangue. Barra della scala = 2 mm. Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.

Figura 3: Decorso temporale del gonfiore facciale dopo l'intervento chirurgico JVL. (A) Immagini rappresentative che illustrano il gonfiore facciale postoperatorio nei topi JVL, evidenziato dalla freccia rossa (pannello di sinistra), che mostrano un gonfiore che supera la normale larghezza facciale indicata dalle frecce bianche. (B) L'incidenza di gonfiore facciale diffuso è stata valutata longitudinalmente in più punti temporali dopo l'intervento chirurgico JVL. La frequenza del gonfiore ha raggiunto il picco del 77,5% già 2 ore dopo l'intervento, seguita da un calo pronunciato al 15,3% entro il giorno 7 (dps 7) e dalla risoluzione completa entro il giorno 14 (dps 14). I dati rappresentano osservazioni longitudinali di 111 topi sottoposti con successo a un intervento chirurgico JVL. Barra della scala = 1 cm. Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.

Figura 4: La risonanza magnetica dei topi rivela l'allargamento delle vene facciali extracraniche dopo la legatura. (A,B) Vista laterale del cervello e delle vene craniche/extracraniche prima (A) e 2 giorni dopo l'intervento JVL (B). La ricostruzione 3D è stata generata con 3D-Slicer (https://www.slicer.org) ed eseguita mediante post-elaborazione 3D di immagini di sequenza multi-gradient echo (MGE) e time-of-flight (TOF) acquisite con uno scanner da 11,7 T. Si noti l'ingrossamento dopo l'intervento chirurgico delle vene extracraniche, tra cui la vena facciale posteriore (pfv), la vena facciale anteriore (afv) e la vena mascellare (mv) che si unisce alla vena facciale comune (cfv). Seni venosi meningei: sigmoideo (SVS). Barra della scala = 2 mm. Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.

Discussione

Questo articolo metodologico descrive la procedura chirurgica per indurre l'occlusione del deflusso venoso cerebrale nei topi attraverso la legatura bilaterale delle vene giugulari interne ed esterne. I topi femmina sono stati selezionati per riflettere il sesso e il profilo di età dei pazienti tipicamente affetti da IIH. Questo modello induce efficacemente le caratteristiche cliniche chiave dell'IIH, come l'ipertensione intracranica e la ritenzione di liquidi cerebrali, evidenziando la compromissione del deflusso venoso cerebrale come caratteristica fisiopatologica centrale della malattia e supportando la rilevanza di questo modello²³. Tuttavia, a causa del rimodellamento vascolare compensatorio, queste caratteristiche sono solo transitorie. I topi con JVL non imitano quindi la fisiopatologia dell'IIH e non riproducono le conseguenze a lungo termine dei disturbi venosi cronici. Tuttavia, forniscono un modello interessante per studiare i processi di rimodellamento indotti nel sangue e nella vascolarizzazione linfatica per ripristinare il normale flusso sanguigno e il drenaggio del liquido cerebrospinale dopo l'alterazione del deflusso venoso cerebrale. I cambiamenti dinamici nel fenotipo vascolare osservati per diverse settimane dopo l'intervento chirurgico rendono i topi JVL un modello adatto per studiare i meccanismi del rimodellamento vascolare cerebrale e il suo impatto sulla clearance dei liquidi e sulla sorveglianza immunitaria²³. L'attuale protocollo graduale garantisce un alto livello di coerenza tra gli esperimenti, soprattutto se eseguiti da professionisti qualificati, rendendolo un approccio efficace per lo studio della fisiopatologia dei disturbi del deflusso venoso. Inoltre, questo modello offre opportunità di studio longitudinale, consentendo ai ricercatori di valutare la progressione e la risoluzione della congestione venosa.

Il principale vantaggio e la novità della procedura chirurgica JVL risiede nella sua capacità di indurre l'occlusione del deflusso venoso cerebrale preservando l'integrità delle strutture vascolari durali. A differenza degli approcci intracranici 16,17,18, questa tecnica evita danni diretti alla dura madre e ai vasi meningei associati, consentendo un'analisi affidabile delle variazioni vascolari e della clearance dei liquidi a valle. Rispetto ad altre tecniche cervicali che prevedono la coagulazione o la doppia legatura seguita da transezione dei vasi^21,22, questo metodo è meno invasivo e riduce al minimo la manipolazione dei tessuti. Evitando la cauterizzazione o le manipolazioni eccessive del vaso, riduce il rischio di danneggiare i vasi linfatici cervicali adiacenti, strutture che sono sempre più riconosciute per il loro ruolo nel drenaggio dei fluidi cerebrali e nella sorveglianza immunitaria.

Tuttavia, l'intervento rimane tecnicamente impegnativo e richiede un attento monitoraggio postoperatorio, soprattutto durante le prime 48 ore. Una delle sfide principali è la necessità di un'elevata precisione chirurgica. La procedura prevede un'attenta dissezione e legatura delle vene giugulari interne ed esterne, evitando lesioni alle strutture critiche adiacenti. Il corretto posizionamento dell'animale è fondamentale: il topo deve essere fissato in modo stabile, con gli arti anteriori estesi ad angolo retto rispetto al corpo e la testa mantenuta in estensione per ottimizzare l'esposizione cervicale. La vena giugulare interna è particolarmente delicata da isolare a causa della sua vicinanza all'arteria carotide, al nervo vago e ai vasi linfatici cervicali. È necessaria una dissezione meticolosa per evitare lesioni pericolose per la vita. La compressione o il danneggiamento del nervo vago possono provocare la morte improvvisa a causa di gravi disturbi autonomici e un sanguinamento significativo, in particolare dalla perforazione del vaso, può portare a un rapido deterioramento e alla morte se non prontamente controllato. L'anestesia deve essere attentamente monitorata durante tutta la procedura, con il livello di isoflurano regolato in base alla frequenza respiratoria e la temperatura corporea mantenuta tramite un termoforo. Anche un'adeguata idratazione è fondamentale, soprattutto in caso di sanguinamento intraoperatorio. L'uso della ketamina non è raccomandato, poiché il suo profilo anestetico è instabile e la sua durata d'azione è poco adatta alla lunghezza e alle esigenze della procedura.

Inoltre, è necessario riconoscere diverse limitazioni. Questo modello è stato convalidato solo in giovani topi femmina C57BL/6J e i risultati possono variare a seconda del sesso, dell'età o del background genetico. Inoltre, l'occlusione venosa in questo modello è extracranica, mentre l'IIH nell'uomo comporta la stenosi del seno durale intracranico. Il gonfiore facciale osservato in questo modello, derivante dall'ipertensione venosa extracranica, non si verifica nei pazienti con IIH e può limitare la rilevanza traslazionale di alcune caratteristiche periferiche. Le differenze anatomiche tra le specie limitano ulteriormente l'estrapolazione diretta alla fisiologia umana. Ad esempio, nei topi, le vene giugulari esterne contribuiscono in modo più sostanziale al drenaggio venoso cerebrale rispetto alle vene giugulari interne nell'uomo²³. Inoltre, le vene vertebrali svolgono un ruolo più significativo nei topi che nell'uomo^24,25. Infine, il drenaggio venoso cerebrale nell'uomo è in gran parte dipendente dalla gravità in posizione eretta, che influenza il ritorno venoso. Nei topi, le dimensioni ridotte del cervello e la postura orizzontale riducono il ruolo della gravità, che influisce meno sull'efficienza e sul meccanismo del ritorno del sangue venoso dal cervello²⁶.

Tuttavia, questo modello offre una piattaforma solida e unica per studiare come l'alterato deflusso venoso cerebrale guidi il rimodellamento dei vasi sanguigni cerebro-meningei e dei linfatici meningei, nonché i cambiamenti nella dinamica dei fluidi cerebrali nel tempo. Nonostante i suoi limiti nell'imitare gli aspetti cronici e anatomici dei disturbi venosi umani, il modello JVL è facile da implementare e altamente riproducibile, il che lo rende uno strumento prezioso per studiare i meccanismi chiave coinvolti nella regolazione del flusso sanguigno cerebrale e nella clearance dei fluidi cerebrali.

Materiali

Elenco dei materiali utilizzati in questo articolo

Nome	Azienda	Numero di catalogo	Commenti
Siringa da 1 mL Omnifix 100 Solo	B.Braun	Codice prodotto: 91611708V	Utilizzato per l'idratazione/diluizione
Bilancia KERN 400-45N	KERN & SOHN	400-45N	Utilizzato per monitorare il peso degli animali
Microscopio stereotassico binoculare (Leica S6E)	Leica BIOSYSTEMS	Leica S6E
Filo intrecciato	FST	18020-60	Utilizzato per la legatura delle vene
Buprenorfina (Buprecare), 0,3 mg/mL	Centravet	BUP002	Usato per analgesia
Cartuccia per Inventor 2010 Scavenger (anestesia)	FIMEP	8438025	Usato per l'anestesia
Panno Medicomp	Hartmann	411029	Utilizzato per mantenere condizioni asettiche
Tamponi di cotone	Centravet	COT010	Utilizzato per mantenere condizioni asettiche
Pinzette curve (modello stretto, seghettato curvo)	FIMEP	n° 11003-20
Euthasol, 400 mg/mL	Centravet	EUT003	Utilizzato per l'eutanasia
Pinzette curve fini (pinza McPherson)	FIMEP	n° 11063-07
Forbici per iride dritte	FIMEP	n. 22002-10 o n. 14094-11
Pinzette dritte fini (Dumont Inox Medbio Forceps)	FIMEP	n° 11254-20
Camera di riscaldamento VET-TECH	FIMEP	HE011	Utilizzato per mantenere la temperatura corporea a 37 gradi C
Sistema di monitoraggio omeotermico Thermostar RWD	FIMEP	69027	Utilizzato per il monitoraggio della temperatura corporea
Siringa da insulina 0,5 mL U-100 (0,33 mm (29 G) x 12,7 mm	BD Microfine TM+	Rif: 324892	Usato per analgesia
Isoflurano (Iso-vet), 1000 mg/g	Centravet	ISO005	Usato per l'anestesia
Pinze per zanzare dritte	FIMEP	n° 13010-12
Sutura in polipropilene 5.0 non assorbente (Dafilon 5.0)	Centravet	DAF003	Utilizzato per la sutura della pelle
Forbici Noyes dritte	FIMEP	n° 15012-12
Gel oftalmico (Ocrygel)	Centravet	OCR002	Utilizzato per proteggere gli occhi da irritazioni e secchezza
Soluzione di iodio Povidum (Vetedina), 75 mg/mL	Centravet	VET001	Utilizzato per mantenere condizioni asettiche
Povidum scrub 4% (sapone)	Centravet	POV008	Utilizzato per mantenere condizioni asettiche
Divaricatori (Guthrie)	FIMEP	n° 17021-13
Rimadyl (Carprofene), 50 mg/mL	Centravet	CERCHIO012	Usato per analgesia
Rasoio MOSER Germania	Bioseb	BIO-1556	Utilizzato per la rasatura del pelo
Piccola scatola per anestesia a induzione	FIMEP	pas de ré fé rence
Soluzione di cloruro di sodio 0,9% B.BRAUN	Centravet	CHL050	Utilizzato per l'idratazione/diluizione
Cornice stereotassica KOPF	FIMEP	Codice 963076A	Utilizzato per posizionare l'animale
Lampada chirurgica (ré f: KL 1500 LED)	LEICA BIOSYSTEMS	KL 1500 LED
Nastro chirurgico	Centravet	COL427	Utilizzato per il fissaggio degli arti superiori e inferiori
Aghi TERUMO AGANI 26 G x (0,45 x 13 mm) Smusso regolare 11 °	Terumo	AN*2613R1	Usato per analgesia
Xilazina (Paxman), 20 mg/mL	Centravet	221631	Usato per analgesia