Articolo metodologico

Clearing ottico transitorio utilizzando molecole assorbenti per l'imaging ex vivo e in vivo

6.4K visualizzazioni

⸱

DOI:

10.3791/68629

⸱

11 luglio 2025

 ,  ,  , 
1Department of Physics, The University of Texas at Dallas, 2Department of Electrical and Computer Engineering, The University of Texas at Dallas

In questo articolo

Sommario

Le tecniche di chiarificazione ottica, come l'assorbimento di soluzioni molecolari, riducono temporaneamente la dispersione della luce per migliorare l'imaging biologico e offrire strategie di imaging in vivo biocompatibili e reversibili per organi profondamente incorporati. Questo protocollo presenta procedure sperimentali dettagliate e un'elaborazione avanzata delle immagini per ottenere immagini dinamiche di alta qualità per la dinamica in tempo reale negli animali vivi.

Abstract

L'imaging dinamico è uno strumento fondamentale in biologia e medicina, ma è limitato dalla diffusione della luce nei tessuti vivi causata da discrepanze dell'indice di rifrazione, che riduce la profondità di penetrazione e la risoluzione nei tessuti biologici. Il lavoro precedente ha introdotto un nuovo approccio per ottenere la trasparenza ottica negli animali vivi utilizzando molecole fortemente assorbenti. Quando queste molecole assorbenti, come la tartrazina, un colorante approvato dalla FDA comunemente usato negli alimenti, si dissolvono in acqua, modificano l'indice di rifrazione del mezzo acquoso attraverso le relazioni di Kramers-Kronig. Questa modulazione consente di ridurre il disallineamento dell'indice di rifrazione tra componenti separati in tessuti con indici di rifrazione distinti, mitigando così lo scattering. Questo articolo riporta la metodologia dettagliata della tecnica di chiarificazione tissutale utilizzando una soluzione acquosa a base di Tartrazina, applicata sia a campioni ex vivo che in vivo . Questo approccio rende in modo reversibile i corpi dei topi vivi trasparenti nello spettro visibile, consentendo immagini più chiare e profonde dei processi e delle strutture interne. È stato quindi utilizzato un algoritmo avanzato di elaborazione delle immagini per migliorare il contrasto e la segmentazione degli organi di interesse. Inoltre, è stata mostrata un'elevata trasparenza in campioni ex vivo , come il petto di pollo, trattati con una soluzione a base di tartrazina. Questo metodo offre un approccio versatile e accessibile per migliorare le capacità di imaging in varie modalità e apre la strada al progresso nella comprensione di sistemi biologici complessi.

Introduzione

L'imaging biologico è stato a lungo messo alla prova dalla dispersione della luce, che oscura le strutture di interesse1. Le tecniche di pulizia ottica mirano a ridurre la dispersione della luce e migliorare la chiarezza visiva, consentendo la visualizzazione di strutture precedentemente nascoste2. Lo sviluppo di queste tecniche ha portato a una vasta gamma di metodi progettati per migliorare l'imaging ottico di tessuti biologici ex vivo, anche di animali interi, senza dissezione fisica dei campioni3. Tuttavia, lo sviluppo di tecniche simili per applicazioni in vivo è stato impegnativo. Tecniche come CLARITY Clear Lipid-exchanged Acrylamide-hybridized Rigid Imaging / Immunostaining / in situ-hybridization-compatible Tissue hYdrogel), offrono imaging ad alta risoluzione ma mancano di reversibilità, il che le rende inadatte per studi su animali vivi4. Constantini et al. hanno mostrato un progresso più lento nell'imaging in vivo rispetto alla chiarezza dell'imaging ex vivo, il che è dovuto alla complessità di mantenere la vitalità dei tessuti evitando i livelli tossici degli agenti necessari per la trasparenza dei tessuti5. Genina sottolinea il futuro della pulizia ottica dei tessuti come dipendenza da metodi non invasivi e reversibili6. Recenti studi hanno dimostrato l'efficacia di coloranti assorbenti idrosolubili per la chiarificazione ottica in vivo. Ad esempio, Miller et al. hanno dimostrato che l'applicazione topica di Tartrazina ha migliorato significativamente la profondità di imaging sia nell'OCT che nella microscopia fotoacustica (PAM) della pelle di topo vivo, riducendo la dispersione e aumentando l'indice di rifrazione dei componenti del tessuto interstiziale7. Jia et al. hanno utilizzato una soluzione di tartrazina al 15% p/p per migliorare l'imaging PAM in vivo dell'orecchio del topo e del tessuto addominale, rivelando strutture microvascolari fini con risoluzione subcellulare che altrimenti sarebbero state oscurate8. Zuo et al. hanno inoltre dimostrato l'imaging cerebrale attraverso il cuoio capelluto e il cranio intatti in topi vivi utilizzando tartrazina 0,6 M, ottenendo un'intensità del segnale quattro volte superiore e una risoluzione 3,5 volte migliore rispetto al tessuto non trattato9. In un'altra applicazione, Narawane et al. hanno abilitato l'imaging OCT transsclerale profondo negli occhi suini applicando Tartrazina, ottenendo una chiara visualizzazione dello spazio sopracoroideale, che era precedentemente inaccessibile a causa del forte scattering sclerale10. Sebbene i metodi di chiarificazione tissutale ex vivo come CLARITY e iDISCO (Immunolabeling-enabled tridimensional-dimensional imaging of solvent-cleared organs) raggiungano un'elevata trasparenza ottica e risoluzione subcellulare attraverso la rimozione dei lipidi o la chiarificazione a base di solvente, spesso non sono adatti per l'imaging in vivo con animali vivi 4,11,12. Questa limitazione influisce sull'imaging dinamico, che è fondamentale per l'imaging biomedico dei processi dinamici all'interno degli animali viventi, come lo sviluppo di malattie e le terapie.

Le molecole assorbenti con un'elevata solubilità acquosa e forme distinte delle bande di assorbimento, come la tartrazina, un colorante per uso alimentare, offrono vantaggi promettenti per ottenere la trasparenza ottica negli animali vivi13. Introducendo specificamente la tartrazina, il tessuto assorbe selettivamente le lunghezze d'onda ultraviolette e blu grazie alle caratteristiche spettrali uniche del colorante, ottenendo un profilo dell'indice di rifrazione modificato che riduce la dispersione a lunghezze d'onda più lunghe. Questa tecnica ottica controintuitiva di pulizia dei tessuti è ottimizzata per l'imaging in vivo e le relazioni di Kramers-Kronig forniscono una base scientifica per la trasparenza osservata quando si utilizzano molecole fortemente assorbenti come la tartrazina14,15. Per l'imaging in vivo, la tartrazina è combinata con particelle di agarosio riscaldate e acqua per creare una soluzione coesiva che aderisce meglio alla pelle. La natura idrosolubile della tartrazina facilita anche la facile rimozione della soluzione a base di colorante da animali vivi, riducendo i potenziali effetti di un'esposizione prolungata alle soluzioni coloranti. Inoltre, il metodo è stato adattato per varie applicazioni biomediche per migliorare la profondità, la risoluzione e la sensibilità dell'imaging, tra cui la tomografia a coerenza ottica 7,16 e l'imaging fotoacustico 7,9, dimostrando il suo potenziale per la più ampia comunità di imaging biomedico.

Con il crescente interesse per l'applicazione di molecole assorbenti nell'imaging biomedico17,18, il protocollo presenta una procedura dettagliata di utilizzo di coloranti alimentari per applicazioni ex vivo e in vivo, insieme all'elaborazione delle immagini e all'imaging reversibile in vivo. Questo protocollo viene applicato al tessuto del petto di pollo per dimostrare la trasparenza ex vivo e viene quindi modificato per l'imaging in vivo della testa e dell'addome dei topi, mostrando la reversibilità. Una soluzione applicata sulla pelle del topo in vivo crea una trasparenza temporanea e reversibile senza danneggiare la pelle o l'integrità dei tessuti. Questa tecnica può essere integrata con una pipeline di elaborazione delle immagini, incluso il denoising, per creare un protocollo di imaging ottimizzato per l'imaging ottico in vivo degli organi interni. Se combinate, queste tecniche consentono un migliore imaging longitudinale non invasivo per osservazioni in tempo reale dei processi biologici. L'uso di agenti più sicuri che dimostrano la reversibilità supera i limiti precedenti e fornisce un metodo più adatto per l'imaging biologico dinamico.

Accesso limitato. Accedi o avvia una prova gratuita per visualizzare questo contenuto.

Protocollo

Tutti gli esperimenti sugli animali condotti sono stati approvati dall'Institutional Animal Care and Use Committee (IACUC) dell'Università del Texas a Dallas in conformità con la Guida NIH per la cura e l'uso degli animali da laboratorio. I reagenti e le attrezzature utilizzate sono elencati nella Tabella dei Materiali. Il codice per l'elaborazione delle immagini è disponibile su Github: https://github.com/ou-group-utd/JoVE-2025-Image-Processing

1. Preparazione della soluzione di tartrazina

  1. Per campioni ex vivo
    1. Per preparare le soluzioni coloranti, calcolare la massa necessaria di polvere colorante (Tartrazina) per preparare il volume desiderato della soluzione. Usa la formula:
      Massa (g) = Molarità (M) × Peso molecolare (g/mol) × Volume (L)
      NOTA: Per calibrare la molarità effettiva, misurare l'assorbanza delle soluzioni preparate utilizzando uno spettrometro UV-VIS e applicare la legge di Beer-Lambert19.
      ATTENZIONE: Utilizzare una bilancia analitica per pesare la quantità precisa di polvere. Indossare DPI (dispositivi di protezione individuale) adeguati, tra cui camice da laboratorio, guanti e occhiali protettivi, quando si lavora con le polveri coloranti. Evitare l'inalazione o il contatto con la pelle.
    2. Trasferire la polvere di colorante in una fiala di vetro pulita e aggiungere il volume richiesto di acqua deionizzata (DI) utilizzando una pipetta volumetrica per garantire la precisione volumetrica.
    3. Se la polvere non si dissolve completamente a temperatura ambiente, porre la fiala di vetro in un forno da laboratorio o in una fornace preriscaldata a 40 °C e riscaldare per 10 minuti o fino a quando la polvere non si è completamente sciolta (Figura 1A).
      NOTA: Le soluzioni a bassa molarità sono completamente solubili a temperatura ambiente e rimangono in forma liquida, mentre le soluzioni ad alta concentrazione (>0,37 M) richiedono riscaldamento.
      ATTENZIONE: Un riscaldamento eccessivo farà evaporare l'acqua e altererà la concentrazione effettiva della soluzione.
    4. Agitare sul miscelatore a vortice per 30 s a 1 minuto per garantire la completa dissoluzione.
    5. Per preparare una soluzione 0,65 M, sciogliere 427,5 mg di polvere di tartrazina in 1 ml di acqua deionizzata19. Per altre concentrazioni, fare riferimento alla Tabella 1.
      NOTA: Smaltire le soluzioni coloranti inutilizzate e i materiali contaminati secondo le procedure standard di smaltimento dei rifiuti chimici.
  2. Per campioni in vivo
    1. Calcolare la massa richiesta di microparticelle di agarosio a bassa temperatura di fusione e tartrazina per preparare una concentrazione di 0,65 M con una soluzione di idrogel di agarosio allo 0,4% (4 mg/mL).
      NOTA: Seguire le precauzioni di sicurezza standard descritte al punto 1.1.1 quando si maneggiano tutti i reagenti.
    2. Trasferire le polveri pesate in una fiala di vetro pulita. Aggiungere l'acqua deionizzata utilizzando una pipetta volumetrica.
    3. Porre la fiala in un forno da laboratorio o in una fornace preriscaldata a 75 °C per circa 10-15 minuti o fino a quando le particelle di agarosio non sono completamente disciolte.
    4. Mescolare occasionalmente utilizzando un miscelatore a vortice durante il processo di riscaldamento per una dissoluzione uniforme.
    5. Lasciare raffreddare la soluzione a temperatura ambiente prima dell'uso. Se si solidifica in forma di gel, utilizzare il miscelatore a vortice per 30 s per liquefarlo nuovamente.
    6. Per preparare una soluzione di idrogel 0,65 M, sciogliere 427,5 mg di polvere di tartrazina e 4 mg di agarosio in 1 ml di acqua deionizzata. Per preparare soluzioni di altre concentrazioni, mantenere la concentrazione di agarosio allo 0,4% (4 mg/mL) e fare riferimento alla Tabella 1 per la corrispondente massa di Tartrazina17.

2. Pulizia ottica di tessuti ex vivo

  1. Preparazione del campione
    1. Per preparare il tessuto ex vivo , affettare il tessuto di petto di pollo allo spessore desiderato parallelamente alle fibre di collagene.
    2. Pulire delicatamente il fazzoletto affettato con acqua.
    3. Misurare lo spessore posizionando il tessuto tra due vetrini da microscopio puliti. Premere delicatamente i vetrini insieme e utilizzare un calibro a corsoio per misurare la distanza tra i vetrini al centro del tessuto.
    4. Immergere il tessuto nella soluzione colorante.
      ATTENZIONE: Assicurarsi che il volume della soluzione sia superiore al volume del campione e che il tessuto sia completamente sommerso.
    5. Posizionare il contenitore su un agitatore orbitale e agitare a 100 giri al minuto per 10 minuti.
    6. Lasciare riposare il tessuto nella soluzione per 60 minuti a temperatura ambiente per concentrazioni basse ≤0,4 M e a 40 °C per concentrazioni superiori >0,4 M.
  2. Imaging
    1. Rimuovere il fazzoletto dalla soluzione colorante utilizzando una pinza pulita.
    2. Posizionare il campione tra due vetrini trasparenti e acquisire le immagini utilizzando una fotocamera digitale o scientifica con impostazioni di risoluzione e ingrandimento appropriate.
    3. Condurre il processo di imaging in un ambiente a luce controllata per ridurre al minimo l'interferenza della luce esterna.
    4. Ripetere il processo di imaging per campioni di tessuto con diversi spessori e concentrazioni di soluzione colorante (Figura 2B).
      NOTA: Utilizzare una sorgente luminosa a LED per la retroilluminazione. Tuttavia, funziona esattamente allo stesso modo anche per una sorgente luminosa di illuminazione superiore.
  3. Misure di trasmissione ottica
    1. Per misurare la trasmissione ottica, inserire il tessuto di pollo tra due vetrini trasparenti e misurare la trasmissione utilizzando uno spettrometro UV-Visibile-NIR (Figura 2C).
    2. Assicurarsi che il sistema sia posizionato correttamente e che il raggio di luce passi attraverso la stessa regione del tessuto prima e dopo il trattamento con soluzioni coloranti per mantenere la coerenza.
      NOTA: Registrare gli spettri di trasmissione in un intervallo di lunghezze d'onda da 400 nm a 2000 nm, utilizzando una velocità di scansione media e un intervallo dati di 1,0 nm. La scansione spettrale completa richiede circa 5 minuti per campione.

3. Trasparenza ottica negli animali vivi

  1. Preparazione degli animali
    1. Prima dell'esperimento, misurare il peso dell'animale e annotare il livello di attività generale per stabilire una linea di base fisiologica.
    2. Utilizzare un termoforo con la temperatura impostata a 37 °C per mantenere la temperatura corporea dell'animale durante l'esperimento.
      ATTENZIONE: Monitorare continuamente l'animale per evitare il surriscaldamento.
    3. Somministrare l'anestesia (seguendo protocolli istituzionalmente approvati) per l'imaging ottico di animali vivi basato su siti di imaging. Per l'imaging addominale, utilizzare anestetici per inalazione per un rapido recupero e anestesia iniettabile per l'imaging cerebrale.
    4. Per l'anestesia per inalazione, indurre con isoflurano all'1,5%-3% e portata 0,8 L/min per circa 5 minuti prima dell'esperimento di imaging e mantenerla all'1%-2% per tutta la durata dell'esperimento.
      ATTENZIONE: Monitorare continuamente il modello di respirazione e la profondità dell'animale. Utilizzare un'area ben ventilata per ridurre al minimo l'esposizione all'anestesia da parte del personale.
    5. Per l'anestesia iniettabile, preparare un cocktail contenente ketamina HCL (16 mg/mL) e dexmedetomidina HCL 0,2 mg/mL. Dose in base al peso dell'animale e ai protocolli istituzionali approvati.
    6. Taglia la pelliccia usando un tagliaunghie per piccoli animali dall'area di imaging desiderata.
    7. Applicare la crema depilatoria sulla zona della pelle tagliata per meno di 60 s per rimuovere i peli residui. Rimuovere immediatamente la crema e pulire la pelle con salviettine imbevute di alcol per evitare irritazioni cutanee.
    8. Utilizzare l'atipamezolo come farmaco di inversione per l'anestesia iniettabile dopo l'esperimento. Monitora l'animale durante il recupero e assicurati che torni alla normale respirazione e mobilità prima di tornare nella gabbia di casa.
  2. Procedura per rendere trasparente il tessuto
    1. Preparare la configurazione di imaging posizionando un termoforo impostato a 37 °C sotto l'animale per prevenire l'ipotermia. Allineare la sorgente luminosa e la fotocamera per acquisire le immagini.
    2. Utilizzare una soluzione di idrogel di tartrazina 0,65 M miscelata con gel di agarosio allo 0,3%-0,4% per l'applicazione (passaggio 1.2).
    3. Applicare la soluzione sulla pelle (pancia o testa, a seconda della natura dell'esperimento) utilizzando un contagocce e lasciarla riposare per alcuni secondi per avviare l'assorbimento (Figura 3A).
    4. Strofinare delicatamente l'area con un batuffolo di cotone per una distribuzione uniforme della soluzione colorante e facilitare l'assorbimento dermico.
    5. Massaggiare delicatamente l'area con un batuffolo di cotone pulito e applicare altra soluzione fino a quando la pelle inizia a mostrare trasparenza e gli organi interni sono visibili. Durante l'assorbimento, la pelle mostrerà prima la comparsa di punti rosso-arancio, che gradualmente si fondono in un colore uniforme. Questo cambiamento di colore è un indicatore visivo chiave di un'adeguata penetrazione del colorante e dell'inizio della pulizia ottica.
      ATTENZIONE: Assicurarsi che la soluzione non cristallizzi sull'area di applicazione: la cristallizzazione può ostruire i passaggi cutanei, ostacolando l'assorbimento delle molecole di colorante nella pelle, che è fondamentale per ottenere la trasparenza. Un sufficiente assorbimento delle molecole di colorante trasforma il colore della pelle in rosso-arancio.
    6. Continua a massaggiare delicatamente l'area fino a quando la pelle inizia a mostrare trasparenza e gli organi interni diventano visibili. Questo processo richiede in genere circa 3-5 minuti di massaggio per una piccola area, ma la durata può variare a seconda delle dimensioni dell'animale e dello spessore della pelle.
    7. Acquisisci immagini utilizzando la fotocamera allineata. Regola la messa a fuoco, l'esposizione e il bilanciamento del bianco per ottimizzare la qualità dell'immagine.
    8. Posizionare delicatamente un vetrino o un vetrino sulla pelle per ridurre al minimo la lucentezza e ridurre i riflessi per immagini di migliore qualità.
      ATTENZIONE: Maneggiare tutte le soluzioni chimiche con adeguati dispositivi di protezione individuale (camice da laboratorio, guanti e protezione per gli occhi) e smaltire i materiali usati in conformità con i protocolli di smaltimento dei rifiuti chimici dell'istituto.

4. Aumentare la visibilità degli organi con l'elaborazione delle immagini

  1. Fasi di elaborazione delle immagini
    1. Python con OpenCV viene utilizzato per l'elaborazione delle immagini. Importa OpenCV, numpy, matplotlib e PyWavelets.
    2. Carica e normalizza l'immagine originale. Caricare l'immagine originale .tif ad alta profondità di bit. Se un valore di pixel supera 255, normalizzare tutti i pixel nell'intervallo [0, 255].
    3. Ritaglia la regione di interesse (ROI). Richiama il selettore ROI di OpenCV per disegnare un riquadro di delimitazione attorno all'area dell'organo. Procedi utilizzando solo la versione ritagliata per tutti i passaggi successivi.
      NOTA: Assicurarsi che il riquadro di delimitazione racchiuda saldamente l'area di destinazione senza tagliare alcuna struttura pertinente.
    4. Dividi in canali LAB. Converti l'immagine a colori ritagliata in spazio colore LAB e dividila nei canali L (luminosità), A e B.
      NOTA: le immagini vengono elaborate a colori, quindi è stato utilizzato lo spazio colore di laboratorio con tecniche di elaborazione delle immagini applicate solo al canale L, dove si trovano le intensità dei pixel.
    5. Analizza la distribuzione dell'intensità dei pixel. Traccia un istogramma del canale L per valutare il contrasto e la diffusione dell'intensità.
      NOTA: Utilizzare l'istogramma per verificare se è necessario un miglioramento del contrasto e per guidare la selezione dei parametri per il miglioramento del contrasto. Vuoi che il tuo istogramma sia distribuito su [0, 255].
    6. Applicare CLAHE (Contrast Limited Adaptive Histogram Equalization) per migliorare il contrasto locale. Crea un oggetto CLAHE con clipLimit = 5.0 e tileGridSize = (16,16). Eseguire CLAHE sul canale L e unire il canale L potenziato da CLAHE con i canali A e B originali. Converti CLAHE da LAB a RGB per la visualizzazione, se necessario.
      NOTA: se l'istogramma mostra un rumore sovraamplificato (picchi), regolare 'clipLimit' o 'tileGridSize' e riapplicare per ottenere un contrasto locale bilanciato.
    7. Riduci il rumore dell'immagine con contrasto migliorato. Eseguire una decomposizione wavelet discreta a 2 livelli sul canale CLAHE L normalizzato (scalato [0, 1]) con una soglia morbida di 0,1. Ricostruire il canale L denoizzato, ridimensionarlo a [0, 255] e unire il canale L denoised con i canali A e B originali. Visualizza l'immagine a colori ritagliata originale rispetto al risultato dell'eliminazione del rumore wavelet.
      NOTA: La riduzione del rumore wavelet riduce le piccole fluttuazioni che potrebbero essere interpretate erroneamente come primo piano nelle regioni uniformi.
    8. Segmentare gli organi di interesse tramite l'Adaptive Thresholding di Otsu. Calcola la soglia di Otsu sul canale L denoizzato. Sottrai un bias di 15 dalla soglia per includere le regioni degli organi a bassa intensità.
      1. Applicare una soglia binaria con il valore di polarizzazione per ottenere una maschera dei pixel dell'organo. Unisci la maschera con i canali A e B originali e convertila in RGB per la visualizzazione.
        NOTA: L'aggiustamento del bias forza l'inclusione di regioni d'organo sotto i vasi. Se necessario, risintonizzare il bias per un set di dati diverso.
    9. Procedere all'analisi come desiderato.

Accesso limitato. Accedi o avvia una prova gratuita per visualizzare questo contenuto.

Risultati

Dimostrazione della trasparenza ottica nel tessuto di petto di pollo ex vivo
Per studiare la propagazione della luce attraverso il tessuto ex vivo , abbiamo utilizzato pezzi affettati di petto di pollo crudo disossato con spessori di 1,5 mm, 2,5 mm e 3,5 mm (Figura 2B). I tessuti sono stati tagliati parallelamente alle fibre di collagene, garantendo un orientamento costante delle fibre m...

Accesso limitato. Accedi o avvia una prova gratuita per visualizzare questo contenuto.

Discussione

Questo lavoro presenta un metodo di protocollo completo e riproducibile per ottenere la trasparenza ottica nei tessuti biologici utilizzando molecole assorbenti, in particolare il colorante alimentare Tartrazina approvato dalla FDA (approvato per l'uso nei prodotti alimentari, non nelle applicazioni mediche). Questo metodo riduce efficacemente la dispersione intrinseca nei tessuti alterando l'indice di rifrazione all'interno del microambiente del tessuto, migliorando la trasparenza ottic...

Accesso limitato. Accedi o avvia una prova gratuita per visualizzare questo contenuto.

Dichiarazioni

Tutti gli autori dichiarano di non avere conflitti di interesse.

Ringraziamenti

ZO riconosce il sostegno dell'Università del Texas a Dallas.

Accesso limitato. Accedi o avvia una prova gratuita per visualizzare questo contenuto.

Materiali

Elenco dei materiali utilizzati in questo articolo
NomeAziendaNumero di catalogoCommenti
Bilancia analiticaHZKFA220S
Macchina per anestesia animaleRWD scienze della vita coTAIJI-IEAnestetici per inalazione
Atipamezolo HCL iniettabile 5 mg/mLCovertus82124Anestesia iniettabile
Fotocamera CMOSLaboratori ThorCS165CU/M, Zelux
Dexmedetomidina HCL iniettabile 5 mg/10 mlCovertus72960Anestesia iniettabile
Illuminatore a fibra otticaRWD scienze della vita co76301Sorgente luminosa per l'illuminazione superiore
VetriniCravitySci0303-2122Vetrini per microscopio di qualità eccellente
Coperta OmeotermicaRWD scienze della vita co69027Regolatore di temperatura per animali
Elaborazione di immaginiOpenCVPitoneSoftware
Siringa da insulina 0,5 mL 29 gPunto di comfort26028Anestesia iniettabile
IsofluranoCovertusCodice SKU 029405Anestetici per inalazione
Ketmina HCL iniezione 100 mg/mLDechra20042240Anestesia iniettabile
Fonte luminosa a LEDGGE corpTLB-01Sorgente luminosa per l'illuminazione superiore
LenteLaboratori ThorMVL4WALunghezza focale di 3,5 mm e apertura f/1,4
NairChiesa & DwightL 1224Crema depilatoria
PBS ph 7,4 (1x)Gibco2902869Anestesia iniettabile
Cotton fiocAzienda di prodotti medici puritani806-WC Ospedale
SeaPlaque AgarosioLonza50101Chimico
TartrazinaMilliporeSigmaNumero CAS: 1934-21-0Chimico
Pipetta di trasferimentoFisherbrand13-711-9AMMD
Spettrofotometro UV-VIS-NIRShimadzuSolidSpec-3700iStrumento
FlaconciniDistretto di Qorpak242633
Pipette volumetricheEppendorf research plus3123000063100-1000µ L
Sistema di purificazione dell'acquaScienza dell'aviditàSOLO SStrumento

Riferimenti

  1. Yun, S. H., Kwok, S. J. J. Light in diagnosis, therapy and surgery. Nat Biomed Eng. 1 (1), 0008(2017).
  2. Tuchin, V. V. Optical clearing of tissues and blood. , SPIE Publications. (2005).
  3. Ertürk, A. Deep 3D histology powered by tissue clearing, omics and AI. Nat Methods. 21 (7), 1153-1165 (2024).
  4. Chung, K., et al. Structural and molecular interrogation of intact biological systems. Nature. 497 (7449), 332-337 (2013).
  5. Costantini, I., Cicchi, R., Silvestri, L., Vanzi, F., Pavone, F. S. In vivo and ex vivo optical clearing methods for biological tissues: Review. Biomed Opt Express. 10 (10), 5251-5267 (2019).
  6. Genina, E. A. Tissue optical clearing: State of the art and prospects. Diagnostics. 12 (7), 1534(2022).
  7. Miller, D. A., et al. Enhanced penetration depth in optical coherence tomography and photoacoustic microscopy in vivo enabled by absorbing dye molecules. Optica. 12 (1), 24-30 (2025).
  8. Jia, C., et al. Tartrazine-enabled optical clearing for in vivo optical resolution photoacoustic microscopy. Biomed Opt Express. 16 (6), 2504-2515 (2025).
  9. Zuo, T., Tao, C., Liu, X. Absorbing molecules as optical clearing agents improve the resolution and sensitivity of photoacoustic microscopy. Opt Lett. 50 (7), 2282-2285 (2025).
  10. Narawane, A., et al. Optical clearing with Tartrazine enables deep transscleral imaging with optical coherence tomography. J Biomed Photonics Eng. 29 (12), 120501(2024).
  11. Ueda, H. R., et al. Tissue clearing and its applications in neuroscience. Nat Rev Neurosci. 21 (2), 61-79 (2020).
  12. Mai, H., et al. Whole-body cellular mapping in mouse using standard IgG antibodies. Nat Biotechnol. 42, 617-627 (2024).
  13. Ou, Z., et al. Achieving optical transparency in live animals with absorbing molecules. Science. 385 (6713), eadm6869(2024).
  14. Sai, T., Saba, M., Dufresne, E. R., Steiner, U., Wilts, B. D. Designing refractive index fluids using the Kramers-Kronig relations. Faraday Discuss. 223, 136-144 (2020).
  15. Yu, T., Zhu, D. Strongly absorbing molecules make tissue transparent: A new insight for understanding tissue optical clearing. Light Sci Appl. 14 (1), 10(2025).
  16. Drexler, W., et al. Optical coherence tomography: Technology and applications. Drexler, W., Fujimoto, J. G. , Springer International Publishing. Cham. 277-318 (2015).
  17. Wang, F., Zhou, C. Transparent mice': Deep-tissue live imaging using food dyes. Commun Biol. 7 (1), 1307(2024).
  18. Yu, H., Liu, J. -B., Ma, Y. -S., Fu, D. Transparent live mice offer more possibilities for biomedical research. Innov Med. 2 (4), 100098(2024).
  19. Shabbir, M. W., Biswas, S., Kajla, R., Nadella, S., Ou, Z. Designing refractive index fluids of food dye for light propagation through scattering media. MRS Commun. , (2025).
  20. Scheele, C. L. G. J., et al. Multiphoton intravital microscopy of rodents. Nat Rev Methods Primers. 2 (1), 89(2022).
  21. Schmidt, E. L., et al. Near-infrared II fluorescence imaging. Nat Rev Methods Primers. 4 (1), 23(2024).

Accesso limitato. Accedi o avvia una prova gratuita per visualizzare questo contenuto.

Ristampe e permessi

Richiedi il permesso di riutilizzare il testo o le figure di questo articolo JoVE

Richiedi permesso

Tag

Imaging ex vivoschiarimento dei tessuticolorante tartrazinascattering della luceindice di rifrazioneimaging biomedicotrasmissione ottica

Articoli correlati