Articolo metodologico

Metodi elettrofisiologici per valutare il blocco del dolore periferico in un ratto anestetizzato

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DOI:

10.3791/68740

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21 novembre 2025

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1Department of Physical Medicine and Rehabiliation, The MetroHealth System, 2Department of Physical Medicine and Rehabilitation, Case Western Reserve University School of Medicine

In questo articolo

Sommario

Qui presentiamo un metodo per valutare l'attivazione e il blocco degli assoni sensoriali nei nervi periferici in esperimenti acuti, anestetizzati e in vivo con ratti, utilizzando due tipi di misurazioni elettrofisiologiche spinali che possono discriminare l'attività dei sottotipi di fibre nervose: Potenziali di Campo Locali e registrazioni di singoli neuroni a ampio intervallo dinamico.

Abstract

Le registrazioni elettrofisiologiche in vivo dalla regione lombare della colonna vertebrale del ratto possono essere utilizzate per studiare l'attivazione dei segnali sensoriali neurali negli arti posteriori, così come l'efficacia di interventi terapeutici che interrompono i segnali di dolore ascendenti.

Qui descriviamo le procedure chirurgiche (laminectomia ed esposizione al nervo sciatico), la raccolta dei dati e l'analisi di due segnali elettrofisiologici complementari: registrazioni di potenziale di campo locale e registrazioni di singoli neuroni a ampio intervallo dinamico. Entrambi differenziano l'attivazione delle sottoclassi di fibre nervose in base alla velocità di conduzione rispetto a un impulso di stimolazione elettrica.

I potenziali di campo locale (LFP) possono differenziare tra fibre nervose A α/β e C ma non possono rilevare l'attività Aδ. Forniscono informazioni sull'attivazione globale dell'intera sciatica. Dopo la stimolazione elettrica diretta del nervo sciatico utilizzando un elettrodo bipolare in J-cuff, si calcolano le misurazioni dell'area sotto la curva dei due canali corrispondenti a ciascun componente.

Le registrazioni di singoli neuroni a ampio intervallo dinamico (WDR) valutano l'attività di un sottoinsieme di attivazione sciatica e possono differenziare i tipi di fibre Aα/β, Aδ e C. La stimolazione elettrica può essere applicata direttamente sulla sciatica come con la LFP, oppure tramite elettrodi ad ago posizionati sulla superficie plantare della pata posteriore. Questo segnale ad alta frequenza produce alti picchi di potenziale d'azione segnale/rumore. I conteggi di picchi all'interno delle finestre di latenza predefinite riflettono il livello di attività dei vari tipi di fibra.

Ad oggi, queste tecniche sono state utilizzate per valutare le proprietà temporali di tre diverse modalità di blocco del dolore: blocco nervoso elettrico a corrente continua utilizzando un elettrodo di interfaccia nervosa separata al carbonio (CSINE) su misura, corrente alternata a frequenza kilohertz e fotobiomodulazione con laser a 830 nm. Questa preparazione chirurgica è stata utilizzata per interventi di blocco nervoso fino a 5 ore.

Introduzione

Bloccare direttamente i segnali di dolore nei nervi periferici prima di raggiungere il midollo spinale ha il potenziale per diverse applicazioni nella terapia del dolore, come l'osteoartrite al ginocchio e la sindrome dell'arto fantasmapost-amputazione 1,2,3,4. In generale, tali interventi di terapia del dolore ridurrebbero o eliminerebbero gli effetti collaterali sistemici osservati negli attuali anestetici e analgesicifarmaceutici 1,2.

Due tipi di misurazioni elettrofisiologiche complementari possono essere registrate dal midollo spinale lombare per valutare l'attivazione sensoriale periferica: potenziali di campo locale (LFP)3,4 e registrazioni a ampio intervallo dinamico (WDR)5,6,7 singoli neuroni. La LFP può essere registrata dalle colonne dorsali spinali. Vengono utilizzati per misurare l'attivazione dell'intero nervo sciatico; la LFP rappresenta le risposte di molte cellule, inclusi i potenziali postsinaptici eccitatori nelle dendriti e i potenziali d'azione registrati dai terminali soma e assonico. Sono stati utilizzati per studiare la neuroplasticità del midollospinale 3 e gli effetti di mitigazione del dolore della stimolazione elettrica del midollospinale 8. Dai segnali LFP, si può misurare l'ampiezza di grandi Aα/β mielinizzati così come l'ampiezza delle fibre Cnon mielinizzate 3. I neuroni WDR sono presenti nel corno dorsale del midollo spinale L4 e L5. Questi neuroni sono multi-recettivi; ricevono e trasmettono fedelmente input da tutte le sottoclassi di neuroni sensoriali: fibre Aδ e C nocicettive, e fibre Aα/β non nocicettive 7,9,10,11. Pertanto, in base alla latenza rispetto allo stimolo sensoriale, l'attività dei neuroni WDR fornisce informazioni dettagliate sull'attività sensorialeperiferica 5. Tali registrazioni sono state utilizzate in precedenza per valutare blocchi sensoriali utilizzando corrente continua (DC)9 e corrente alternata a frequenza kilohertz (KHFAC)10. Entrambe le tecniche utilizzano la latenza dei segnali registrati per discriminare tra le varie sottoclassi di fibre sensoriali periferiche; ciò è dovuto alle diverse velocità di conduzione delle sottoclassi di fibrenervose 12. I segnali sono complementari perché le registrazioni LFP riflettono l'attività dell'intero nervo sciatico ma possono distinguere solo Aα/β dalle fibre C e non rilevano Aδ,13,14. Allo stesso tempo, le registrazioni WDR riflettono l'attività di una sottopopolazione di fibre sciatiche ma possono discriminare Aα/β, Aδ e fibreC 7,9,10,11. Questo svantaggio può essere superato con array di elettrodi multicontatto per registrare simultaneamente più neuroniWDR 15.

Diversi sottotipi di fibre nervose periferiche trasmettono diversi tipi di segnali sensoriali o motori. Ad esempio, le grandi fibre sensoriali mielinizzate trasmettono segnali tattili mentre le fibre più piccole e non mielinizzate trasmettono segnali di dolore 16,17,18. Quando si valutano le tecnologie di blocco nervoso, è importante capire quali sottotipi di fibre sono principalmente colpiti, poiché sarebbe clinicamente vantaggioso bloccare i segnali del dolore preservando la sensazione tattile. Inoltre, sono state osservate proprietà temporali complesse del blocco nervoso periferico. Ad esempio, lidocaina anestetica locale blocca inizialmente solo le fibre C non mielinizzate, poi procede a bloccare le fibre mielinizzate piùtardi 19. Dopo un blocco completo di tutte le fibre nervose con lidocaina, sono state osservate anche differenze di tipo di fibra nel recupero dal blocco20. La tecnica elettrofisiologica descritta qui consente ai ricercatori di chiarire le proprietà temporali delle metodologie di blocco dei nervi periferici sulle varie sottopopolazioni di fibre nervose sensoriali. Ad oggi, abbiamo utilizzato questo metodo per valutare il blocco usando il blocco elettrico a correntecontinua 21,22,il blocco elettrico a corrente alternata a frequenza kilohertz e la fotobiomodulazione usando lunghezze d'onda infrarossevicine 24,25. Queste tecniche sarebbero inoltre adatte per indagare altri interventi che agiscono localmente su un nervo periferico, come il freddo, il calore e le iniezionichimiche 26,27,28.

La valutazione delle terapie per nervi periferici spesso utilizza modelli di malattia come infiammatorio29 o dolore neuropatico30 combinati con test comportamentali di ipersensibilità meccanica etermica 31. I metodi elettrofisiologici descritti qui possono quantificare i cambiamenti nell'attività neurale che contribuirebbero a una riduzione della sensazione di dolore. Inoltre, possono fornire dati utili su eventuali effetti indesiderati del blocco nervoso periferico, come il blocco di grandi fibre sensoriali coinvolte nella sensazione tattile.

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Protocollo

Questo protocollo che coinvolge esperimenti su animali è stato approvato dall'Institutional Animal Care and Use Committee (IACUC) della Case Western Reserve University (CWRU). La Case Western Reserve University è un'istituzione accreditata AAALAC e si conforma alle leggi e regolamenti federali, statali e locali appropriati, nonché alle politiche istituzionali. Il nostro gruppo di ricerca è stato formato e certificato dal personale CWRU. Quando lavoriamo sui protocolli approvati da IACUC, aderiamo alle politiche del Servizio di Sanità Pubblica e alla Guida per la Cura e l'Uso degli Animali da Laboratorio (8ª edizione)32.

NOTA: I parametri per ventilazione, anestesia e altri farmaci descritti sono stati utilizzati con successo per ratti adulti di entrambi i sessi nell'intervallo di peso tra 350 e 500 g.

1. Anestesia e ventilazione

  1. Indurre l'anestesia in una scatola acrilica sigillata con isoflurano al 5%. Una volta che il ratto è completamente incosciente, si sposta su un cono nasale per radersi. Con una tosa elettrica, rimuovere il pelo dalla schiena e dalla zampa posteriore sinistra dalla cresta iliaca all'articolazione del ginocchio.
    NOTA: Il ratto è pronto per l'intubazione quando la respirazione spontanea avviene a una velocità di 15-30 respiri al minuto.
  2. Intubare il ratto in posizione supina con la guaina di un catetere IV Angiocath da 14 G (un catetere da 16 G potrebbe essere più adatto per animali più piccoli) e un laringoscopio con una lama Miller 0 o 00.
  3. Per migliorare la visibilità delle corde vocali, solleva delicatamente la lingua usando pinze non schiaccianti. Validare l'intubazione tramite escursione toracica e frequenza ventilatrice, che coincide con la velocità di sollevamento toracico.
  4. Usa la ventilazione a pressione positiva a una velocità di corsa di 60/min e un volume di corsa di 3-5 cc/corsa, mantenendo la concentrazione di isoflurano tra l'1% e il 3%.
  5. Cateterizzare una vena caudale laterale con catetere endovenoso da 22 G. Per migliorare la visibilità, pulire la vena caudale sul lato laterale con acqua tiepida e alcol isopropilico al 70%.
  6. Iniettare circa 1 mL di soluzione salina sterile monitorando attentamente il flusso attraverso il catetere. Qualsiasi edema indica una posizione errata del catetere.
  7. Utilizzando tubi in polietilene, collega il catetere inserito a una siringa di soluzione di rocuronio (2 mg/mL) montata in un porta-siringa. Non iniziare l'infusione finché non sei pronto per eseguire le registrazioni spinali.

2. Chirurgia

NOTA: Tutte le procedure chirurgiche devono essere eseguite sulla piastra base di un apparato stereotassico per piccoli animali. Il resto dell'apparecchiatura stereotassica può essere assemblato a fasi man mano che l'intervento procede.

  1. Chirurgia spinale
    1. Per un chirurgo destrorso, posiziona il ratto con la coda a destra e la testa a sinistra. Un chirurgo mancino può preferire posizionare il ratto con la testa a destra.
    2. Senti la costola più caudale sul fianco sinistro del ratto e seguila fino alla colonna vertebrale. Con un bisturi, eseguire un'incisione mediana di circa 60 mm centrata su questo punto.
    3. Usa il bisturi per raschiare il tessuto dai processi spinosi. Usa le forbici per esporre le costole e individuare la costola più caudale.
    4. Utilizzando la tecnica della dissezione contundente (inserire forbici chiuse, poi forbici aperte per separare i tessuti), confermare la costola caudale sia visivamente che tattilmente. Utilizzare un microscopio chirurgico in questo passaggio (ingrandimento 3,5x-45x). La costola caudale si unisce all'aspetto rostrale della vertebra T13. Segna il processo spinoso T13 usando un pennarello permanente.
    5. Stabilizzare la colonna vertebrale usando pinze spinali alle vertebre T11 e L4. Per farlo, usa la dissezione contusiva per creare una tasca su entrambi i lati di ciascuna vertebra.
    6. Fai scorrere i due pali verticali con supporti alla base nel binario a T nella piattaforma stereotassa, allineati con le vertebre T11 e L4, ma non stringere. Inserire gli assi cilindrici delle pinze delle vertebre nelle pinze per i pali, ma non stringere.
    7. A partire da T11, tieni la colonna vertebrale usando una pinza dentata, inserisci le mascelle delle pinze spinali ai lati delle vertebre, a circa 45° dalla vertebra T13, e stringi le mascelle della colonna vertebrale. Poi stringi l'asta della pinza di colonna vertebrale nel morsetto del posto. Ripeti questo processo per la vertebra L4.
    8. Sollevare entrambi i pinze per sollevare la colonna vertebrale in modo che il torso del ratto sia sostenuto tramite le pinze della colonna vertebrale (Figura 1A). Questo riduce gli artefatti di movimento legati alla respirazione nelle registrazioni elettrofisiologiche.
    9. Segna la posizione rostro-caudale dei processi spinosi T13 e L1 utilizzando singole suture nella superficie muscolare laterale alla colonna vertebrale.
      NOTA: I punti di riferimento del processo spinoso verranno rimossi durante la laminectomia.
  2. Laminectomia
    1. Posizionare temporaneamente il telaio stereotassico a forma di U in modo che la rotaia orizzontale possa essere utilizzata per appoggiare i talloni delle mani durante questa delicata procedura (Figura 1B). Dovrebbe essere rimosso prima dell'intervento al nervo sciatico.
    2. Liberare muscoli e tessuto connettivo dalla superficie delle lamine vertebrali tra T12 e L3 usando pinzeps dentate, forbici e raschiamento con un bisturi. Al microscopio chirurgico, si utilizza il metodo di Friedman-Pearson Rongeurs per rimuovere le lamine vertebrali da L2 a T13.
    3. Per cominciare, posiziona i rongeur vicino all'orizzontale e prende piccoli morsi dalla parte caudale di L2 dove si sovrappone a L3. Estendi la laminectomia rostralmente per esporre la linea mediana del midollo spinale, facendo attenzione a minimizzare la pressione sul midollo spinale e eliminando regolarmente i frammenti ossei dai ranger.
    4. Infine, estendi la laminectomia lateralmente di 2 mm su ciascun lato della linea mediana. Rimuovere la dura madre dal midollo spinale esposto usando pinze fini e forbici a molla.
    5. Tenda la dura mater prima di fare tagli. Una piccola quantità di liquido cerebrospinale scorre dalla dura mater dopo il primo taglio. Assorbi delicatamente con un pezzo di tessuto intrecciato senza pelucchi prima di rimuovere la sezione rimanente della dura mater.
    6. Copri la laminectomia con un pezzo di tessuto inumidito con soluzione salina fino al periodo di registrazione elettrofisiologica.
  3. Chirurgia del nervo sciatico
    1. Rimuovere la struttura stereotassica a forma di U per accedere alla zampa dell'animale. Esponi il nervo sciatico a metà coscia facendo un'incisione con un bisturi (Figura 1C). Liberare il tessuto connettivo dal nervo tramite dissezione contusiva. La quantità di nervo esposto dipenderà dal fatto che il nervo venga stimolato elettricamente.
    2. Posiziona il dispositivo per un blocco nervoso adiacente al nervo esposto. Assicurati che l'elettrodo di stimolazione e il dispositivo di blocco nervoso siano entrambi prossimali al punto di ramo in cui la sciatica si divide nei nervi tibiale, surale eperoneale 33. Sostituire il telaio stereotasso e aggiungere il braccio stereotasso per prepararsi alle registrazioni elettrofisiologiche (Figura 1D).
    3. Eseguire la stimolazione per le registrazioni dei neuroni WDR sia sulla superficie plantare della zampa posteriore sia tramite stimolazione diretta della sciatica tramite un elettrodo della cuffia nervosa. Per le registrazioni LFP, eseguire la stimolazione tramite stimolazione diretta del nervo perché l'attivazione tramite stimolazione del piede rende la tacca della fibra C troppo diffusa per essere rilevata.
    4. Se la stimolazione sensoriale viene applicata direttamente al nervo sciatico, si posiziona un elettrodo bipolare in platino in stile J-cuff su misura attorno al nervo34, dimensione del contatto esposto 1 mm x 3 mm (elettrodi simili per cuffia nervosa possono essere realizzati su misura da MicroProbes for Life Science, Gaithersburg, MD, o World Precision Instruments, Sarasota, FL).
    5. Per una stimolazione nervosa diretta al più efficace, assicurati che l'elettrodo sia posizionato prossimamente al punto di ramo in cui la sciatica si divide nei nervi tibiale, surale eperoneale.
    6. Per la stimolazione plantare, inserire due elettrodi ad ago in acciaio inox da 13 mm, all'interno dellaquinta e all'esterno dellaquarta dita, vicino alla superficie plantare.

3. Stimolazione elettrica

  1. Se si utilizza la stimolazione con la cuffia nervosa, iniziare l'infusione sistemica di soluzione di rocuronio (2 mg/mL a una velocità di 1-1,4 mL/h). L'infusione sistemica di rocuronio dovrebbe avere effetto entro 30-60 secondi. Cerca movimenti legati alla stimolazione nella zampa posteriore e regola la velocità di infusione se necessario per assicurarti che ogni movimento venga eliminato.
  2. Applicare una stimolazione elettrica controllata dalla corrente sia sulla superficie plantare del piede che sul nervo sciatico utilizzando uno stimolatore a impulsi isolato rettangolare biphasico, utilizzando parametri di stimolazione: larghezza dell'impulso 1-5 ms, frequenza cardiaca 0,1-0,2 Hz, ampiezza 1-10 mA da picco a picco.
  3. Regolare i parametri di stimolazione durante le registrazioni elettrofisiologiche, descritte nella sezione seguente, per garantire la massima stimolazione di tutti i sottotipi di fibre.
  4. Lo stimolatore ha un segnale di innesco in uscita, separato dall'impulso di stimolazione controllato dalla corrente. Collega questo al dispositivo di acquisizione dati per sincronizzare i dati elettrofisiologici con l'impulso di stimolazione. Vedi la sezione successiva per ulteriori dettagli.

4. Registrazioni elettrofisiologiche

  1. Inserire aghi ipodermici (21 G, 1 1/2 pollici) nel muscolo su ciascun lato della colonna vertebrale, paralleli alla colonna vertebrale. Collega l'ago di messa a terra alla custodia metallica di ciascuno stadio della testa.
  2. Collega l'ago di riferimento a ciascuno degli ingressi di riferimento sugli stadi della testa. Ciascuno degli 8 canali dell'amplificatore ha la propria porta di uscita BNC, collegata a un canale analogico-digitale separato sul dispositivo di acquisizione dati.
  3. Digitalizza i segnali in modo continuo (frequenza di campionamento a 20 kHz) e visualizza (software Spike2). Utilizzando un cavo BNC, collega l'uscita impulso di trigger (etichettata 'TRIG OUT') dallo stimolatore a impulsi isolato a uno dei canali digitali di ingresso sul dispositivo di acquisizione dati.
  4. Nel software, imposta il canale trigger per registrare gli Eventi. Questo permetterà di analizzare i segnali LFP o WDR rispetto al tempo di ciascuna stimolazione elettrica.
    NOTA: Le registrazioni LFP e WDR possono essere effettuate con lo stesso array di microelettrodi personalizzato (array multielettrodo 1 x 8, distanza di 500 μm tra gli alberi, impedenza di 1 MΩ, realizzata su misura). La profondità di penetrazione e le impostazioni del filtro passa-banda dell'amplificatore sono le principali differenze tra i tipi di segnale. L'array veniva tenuto e collegato allo stereotax tramite un connettore stampato in 3D personalizzato (Figura 2A). Tuttavia, è disponibile un'alternativa commercialmente disponibile (Figura 2B, Portaelettrodi Standard [Tabella dei Materiali]).
  5. Per le LFP, si inserisce l'array orientato nella direzione rostrocaudale, con l'elettrodo più rostrale al livello della sutura che segna il processo spinoso T13 come vicino alla linea mediana senza danneggiare il vaso sanguigno medio. I segnali più forti si trovano tra la superficie del cavo e una profondità di 300 μm.
  6. Imposta i filtri passabanda dell'amplificatore a 10-100 Hz, con guadagno di 1.000x. Aggiungi un filtro a incascatura a 60 Hz (o 50 Hz, a seconda della posizione geografica) per rimuovere il rumore di corrente di rete. La qualità della potenza del segnale varierà all'interno dell'array. Seleziona il segnale migliore da utilizzare per ulteriori analisi.
  7. I neuroni WDR sono distribuiti lungo l'ingrossamento lombare del midollo spinale, nel corno dorsale da 600-1200 μm di profondità e da 200-800 μm lateralmente a mediano, ipsilaterale alla stimolazione. Imposta i filtri passabanda sull'amplificatore a 300-10.000 Hz, con guadagno di 10.000 volte. Usa anche un filtro a tacca per queste registrazioni, anche se il rumore principale viene solitamente rimosso dal filtro passa-banda.
  8. Regolare i parametri di stimolazione mentre si osserva il segnale elettrofisiologico. Regolare l'ampiezza della stimolazione e la larghezza dell'impulso per garantire la massima attivazione di tutti i sottotipi di fibre nervose.
    NOTA: Le fibre mielinizzate grandi (Aα/β) presentano le soglie di attivazione più basse, seguite da fibre mielinizzate piccole (Aδ). Le fibre C non mielinizzate richiedono larghezze e ampiezze di impulso di stimolazione maggiori per generare potenziali d'azione tramite stimolazione elettrica.
  9. A partire da 1 ms di larghezza d'impulso, aumentare l'ampiezza finché tutte le componenti del segnale non sono viste. Se non si possono vedere le fibre C a soglia più alta, aumentare la larghezza dell'impulso di stimolazione.
  10. Per la registrazione LFP, si osserva la latenza breve e la risposta A-fiber a bassa soglia tra 40-100 ms, e la risposta C-fiber a latenza più lunga e soglia elevata tra 150-350 ms (Figura 3B)3,8.
  11. Per le registrazioni WDR, utilizzare le seguenti latenze post-stimolo per identificare sottotipi di fibre nervose: Aα/β: 0 - 25 ms, Aδ: 25 - 100 ms, e C: 100-500 ms (Figura 3C)5,6,7.

5. Blocco del nervo periferico

  1. Utilizzando un elettrodo di interfaccia nervosa separata dal carbonio (CSINE)21, applicare corrente catedica continua da 0,1 a 5 mA sul nervo sciatico, prossimale al braccio stimolante (se applicabile). Esempi di prove a blocchi di registrazioni LFP e WDR sono mostrate nelle Figure 4 e 5.

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Risultati

I dati generati con questo protocollo permettono di valutare la quantità relativa di blocco per le sottoclassi di fibre nervose sensoriali. Permette inoltre di valutare le proprietà temporali del blocco; sia la velocità a cui il blocco viene indotto, sia la velocità di recupero dopo la cessazione dello stimolobloccante 35. Per le misurazioni LFP, l'attivazione delle fibre viene determinata calcolando l'area sotto la curva per il periodo temporale specifico corrisp...

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Discussione

Questo metodo descrive la raccolta di due segnali elettrofisiologici complementari che possono essere utilizzati per misurare l'efficacia di interventi potenzialmente terapeutici nel bloccare i segnali sensoriali nei nervi periferici.

I potenziali di campo locale (LFP) possono essere registrati dalle colonne dorsali spinali utilizzando microelettrodi ad alta impedenza (1 MΩ). Vengono utilizzati per misurare l'attivazione dell'intero nervo sciatico; la LFP rapp...

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Dichiarazioni

Gli autori non hanno nulla da rivelare.

Ringraziamenti

Questo lavoro è stato supportato dal NIH NINDS R01NS116009.

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Materiali

Elenco dei materiali utilizzati in questo articolo
NomeAziendaNumero di catalogoCommenti
1 array multielettrodo 500 & micro; m spaziatura tra alberi  MicrosondeProdotto personalizzatoArray di microelettrodi personalizzati 
14 g di catetere angiogenicoBencton DickinsonSKU: 381164, GTIN: 382903811649
Bioamplificatore a 8 canaliStrumenti di Precisione MondialeISO-DAM8APrimo palco
AmScope SM-6T serie Trioculare microscopio stereo zoom 3,5-45x Ingrandimento con braccio articolato con anello luminosoAmscopeSM-8TW2-144SMicroscopio chirurgico
dispositivo di acquisizione dati  Cambridge Electronic DesignPotenza 1401-3A
Pinza Dumont #5Strumenti scientifici di qualità11251-20
Friedman-Pearson Rongeurs (tazza 1mm)Strumenti scientifici di qualità16021-14
Ventilatore per apparecchiature HarvardApparato di Harvard Modello 683
Isoflurano, USPPiramel Terapia Intensiva66794-017-25
LaringoscopioSarnova HC301-B802
Lama del laringoscopio Miller 00Sarnova HC301-B5100-20
Aghi sottocutani accoppiatiRhythmLinkRLSND121-1.0Elettrodi ad ago in acciaio inox da 13 mm  
Rocuronium bromium, USPSolco43547-530-10
Spike2Cambridge Electronic Design
Stimolatore a impulsi isolato a onde quadrate  Sistemi AM-Modello 2100Stimolatore a impulsi isolati rettangolari bifasici
Piattaforma stereotastica  with  supporti base regolabili   con perno e morsettoDavid Kopf InstrumentsModello 982
Catetere di sicurezza SureSite IV 22G x 1"  MedlineDYNA2210022 G catetere endovenoso  
Conducente per siringaCole ParmerModello 74900
Micromanipolatore ultra preciso
risoluzione di 10 micron		David Kopf InstrumentsModello 961
PortauniversaleDavid Kopf InstrumentsModello 1772 Connettore alternativo stampato in 3D  
Frame stereotassico a forma di U  David Kopf InstrumentsModello 1430
Forbici a molla Vannas - filo da taglio da 2 mmStrumenti scientifici di qualità15000-03 
Pinze per vertebre  David Kopf InstrumentsModello 986C 

Riferimenti

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