Questo studio è stato condotto presso il Dipartimento di Parodontologia, Facoltà di Odontoiatria, Università Çukurova, Adana, Turchia, con la partecipazione di 20 volontari sani. Prima dell'inclusione, tutti i partecipanti sono stati informati sullo scopo, la metodologia e le procedure dello studio ed è stato ottenuto il consenso informato scritto. L'approvazione etica è stata concessa dal Comitato Etico per la Ricerca Clinica della Facoltà di Medicina dell'Università di Çukurova (Approvazione n.: 125/55, Data: 16.09.2022). Tutte le procedure, comprese le linee guida essenziali sulla biosicurezza per la manipolazione del sangue umano e le istruzioni per lo smaltimento dei rifiuti di materiali a rischio biologico e reagenti chimici, sono state eseguite in conformità con le linee guida NIH-CDC8. I reagenti e le attrezzature utilizzate sono elencati nella Tabella dei Materiali.
1. Selezione dei partecipanti
I partecipanti inclusi nello studio erano individui sani di età compresa tra i 18 e i 25 anni, senza alcuna malattia sistemica nota e che hanno dimostrato un'adeguata collaborazione durante le procedure. Gli individui sono stati esclusi se avevano qualsiasi condizione sistemica, erano in gravidanza o in allattamento o stavano assumendo farmaci o agenti ormonali che potrebbero influenzare i parametri ematologici o ormonali.
2. Prelievo del sangue e assegnazione dei gruppi
Un totale di sei campioni di sangue venoso da 10 ml sono stati raccolti da ciascun partecipante, tre al mattino (08:00) e tre alla sera (20:00). Nello studio sono state utilizzate provette PRF sterili di vetro privo di additivi (10 mL). Nella sessione mattutina, la provetta 1 è stata utilizzata per l'emocromo completo (CBC), la provetta 2 per l'analisi del cortisolo sierico e la provetta 3 per la preparazione del PRF seguita dall'analisi dei fattori di crescita. Nella sessione serale, la provetta 4 è stata utilizzata per l'emocromo, la provetta 5 per l'analisi del cortisolo sierico e la provetta 6 per la preparazione del PRF e l'analisi dei fattori di crescita. In base al tempo di raccolta del sangue, i campioni sono stati assegnati in due gruppi: il gruppo 1 consisteva in PRF puro preparato da sangue mattutino (08:00) e il gruppo 2 consisteva in PRF puro preparato da sangue serale (20:00).
3. PRF preparazione
I campioni di sangue sono stati centrifugati a 708 x g per 12 minuti a temperatura ambiente utilizzando una centrifuga dotata di un rotore ad angolo fisso di 40° e provette di vetro da 10 mL. Il dispositivo utilizzato aveva un raggio del rotore regolabile tra 88 mm e 110 mm; In questo studio, è stato selezionato un raggio di 88 mm per standardizzare il protocollo. Durante la procedura non sono stati utilizzati anticoagulanti. Dopo la centrifugazione, le PRF risultanti sono state valutate macroscopicamente per garantire una corretta formazione, caratterizzata da una superficie liscia e omogenea, una forma elastica e cilindrica e una consistenza compatta e soda.
4. Analisi ELISA del fattore di crescita
I coaguli di PRF sono stati accuratamente separati dallo strato di globuli rossi utilizzando forbici sterili. Ogni coagulo è stato pesato e il terreno di coltura RPMI-1640 è stato aggiunto in un rapporto 1:1 basato sul peso (g = mL) al fine di standardizzare l'ambiente di incubazione in tutti i campioni e garantire una diffusione coerente dei fattori di crescita solubili dalla matrice PRF. Questo rapporto consente un'estrazione proporzionale in base alle dimensioni del coagulo, riducendo al minimo la variabilità delle concentrazioni dei fattori di crescita dovuta a masse di coagulo disuguali. I campioni sono stati incubati in un agitatore orbitale a 100 giri/min e 3 °C per 24 ore e 72 ore per promuovere una diffusione uniforme dei fattori di crescita dalla matrice PRF al terreno di coltura. Dopo l'incubazione, i surnatanti sono stati raccolti e conservati a -8 °C fino all'analisi. Le concentrazioni dei fattori di crescita sono state quantificate utilizzando kit ELISA commerciali, tra cui FGFR, VEGF, IGF-1, PDGF e TGF-β1, seguendo il protocollo di preparazione del produttore 9,10.
5. Passaggi ELISA
Gli standard e i campioni (100 μL ciascuno) sono stati aggiunti ai pozzetti e incubati a 3 °C per 90 minuti. I pozzi sono stati poi lavati tre volte con tampone di lavaggio. Successivamente, 100 μl di anticorpo marcato con biotina sono stati aggiunti a ciascun pozzetto e incubati a 3 °C per 60 minuti, seguiti da tre lavaggi aggiuntivi. Quindi, sono stati aggiunti 100 μL di soluzione di perossidasi di rafano (HRP) e incubati a 3 °C per 30 minuti. Dopo altri tre lavaggi, sono stati aggiunti 100 μL di reagente substrato e incubati per 15 minuti. Infine, 50 μL di soluzione di arresto sono stati aggiunti a ciascun pozzetto e l'assorbanza è stata misurata a 450 nm.
6. Analisi statistica
Le variabili categoriali sono state espresse come frequenze e percentuali, mentre i dati numerici sono stati presentati come media ± deviazione standard o mediana (minimo-massimo), a seconda dei casi. La normalità delle variabili numeriche è stata valutata utilizzando il test di Shapiro-Wilk. Le variabili che non soddisfacevano l'ipotesi di normalità, in particolare le concentrazioni dei fattori di crescita e i livelli di cortisolo, sono state analizzate utilizzando test non parametrici, tra cui il test del rango firmato di Wilcoxon per i confronti accoppiati e il coefficiente di correlazione dei ranghi di Spearman per le associazioni. Tutte le analisi statistiche sono state eseguite utilizzando il software IBM SPSS Statistics. Un valore p <0,05 è stato considerato statisticamente significativo. Tutti i confronti sono stati condotti all'interno del soggetto sottoposto a controllo per la variabilità interindividuale.