Qui valutiamo gli effetti dei biochar derivati dai rifiuti dei fondi di caffè, del luppolo esausto, del legno di abete rosso e dei mozziconi di sigaretta sulla salute del suolo, valutando l'attività microbica, la crescita delle piante e la potenziale ecotossicità degli invertebrati.
Articolo di ricerca
Valutazione dei biochar derivati da rifiuti sulla salute e l'attività biologica del suolo
In questo articolo
Sommario
Abstract
Il biochar è il prodotto ottenuto riscaldando la biomassa attraverso la pirolisi ad alte temperature ed è emerso come un ammendante comune del suolo in base al suo potenziale di migliorare le proprietà del suolo come la ritenzione idrica, il pH e la disponibilità di nutrienti. Tuttavia, il biochar preparato da alcuni materiali di scarto può esercitare effetti ecotossicologici negativi sul biota del suolo. L'obiettivo generale di questo studio è stato quello di valutare l'impatto sulla salute del suolo di biochar selezionati derivati da fondi di caffè, luppolo esausto, legno di abete rosso e mozziconi di sigaretta, concentrandosi sull'attività microbica, sulla crescita delle piante e sulla potenziale ecotossicità. I terreni modificati con biochar sono stati incubati per un totale di 15 giorni e sono stati eseguiti una serie di saggi, tra cui l'attività della deidrogenasi, la quantificazione batterica, un biotest di fitotossicità utilizzando semi di Sinapis alba e un test di ecotossicità utilizzando Enchytraeus albidus. Gli ammendanti del biochar possono alterare il pH del suolo e influire sulla ritenzione idrica. Il biochar dei mozziconi di sigaretta ha mostrato la più alta stimolazione delle colonie batteriche, con conteggi che raggiungono fino a 1,00 × 106 UFC/mL rispetto a 8,47 × 104 CFU/mL nelle repliche di controllo, mentre il biochar dei fondi di caffè ha migliorato l'attività della deidrogenasi (3,53 × 10-3 mU/g), implicando una maggiore capacità metabolica microbica. I test di fitotossicità hanno indicato che la crescita delle piante è stata migliorata dal luppolo (162,96%) e dal biochar di abete rosso (206,66%), mentre tassi di applicazione più elevati di biochar di mozzicone di sigaretta hanno soppresso la crescita delle piantine (62,36% di inibizione). Il test di ecotossicità con Enchytraeus albidus ha indicato che tutti i biochar hanno avuto un effetto dannoso, ad eccezione del biochar del mozzicone di sigaretta (stimolazione del 33%). I risultati di questo studio evidenziano che l'effetto del biochar sulla salute del suolo dipende dalla fonte, con importanti implicazioni per la gestione del suolo. Lo studio rivela la necessità di aggiustamenti dell'applicazione del biochar in base alla concentrazione e al tipo per massimizzarne i benefici, riducendo al minimo i potenziali rischi per i sistemi del suolo.
Introduzione
Negli ultimi anni, il biochar è emerso come ammendante multifunzionale ed ecologico applicato in agricoltura1 e come mezzo per mitigare il riscaldamento globale2. Mentre il mondo è alle prese con il degrado del suolo, la riduzione della produttività delle colture e l'aumento delle emissioni di carbonio, il biochar è emerso come alternativa ecologica ai fertilizzanti convenzionali3 e agli approcci di sequestro del carbonio4. A differenza dei fertilizzanti sintetici, il biochar aumenta intrinsecamente la fertilità del suolo5, riduce la perdita di nutrienti6 e aumenta la ritenzione idrica7, rendendolo molto utile nelle regioni con terreni degradati o a bassa fertilità. Inoltre, il biochar migliora la funzione microbica fornendo un habitat stabile e una fonte di carbonio per i microrganismi benefici del suolo, che sono importanti per la decomposizione della materia organica e il ciclo dei nutrienti8.
Oltre all'agricoltura, il biochar funge anche da soluzione ecologica per lo smaltimento dei rifiuti, in quanto converte i residui di biomassa come i residui agricoli, i residui forestali e i rifiuti alimentari in materiale di carbonio a lungo termine9. Questo non solo limita l'accumulo di rifiuti, ma compensa anche i gas serra attraverso la cattura del carbonio, che altrimenti fuoriuscirebbe sotto forma di anidride carbonica (CO2) o metano (CH4). Rispetto ad altri meccanismi per il sequestro del carbonio, il biochar offre una strategia integrata a lungo termine per il suolo che mitiga la CO2 atmosferica e supporta suoli sani e rese elevate10.
Nonostante i suoi benefici riconosciuti, come il miglioramento della fertilità del suolo, la capacità di trattenere l'acqua e le proprietà microbico-stimolanti, ci sono preoccupazioni in corso per quanto riguarda i potenziali effetti ecotossicologici sul biota del suolo11. Sebbene il biochar sia generalmente positivo per l'attività e la diversità microbica, alcune materie prime o condizioni di lavorazione possono produrre composti tossici che danneggiano i microrganismi del suolo e la loro funzione ecologica12.
Per valutare i potenziali rischi dei biochar, sono necessarie valutazioni ecotossicologiche. I batteri (decompositori), le piante (produttori) e gli invertebrati (consumatori) sono tra i gruppi tassonomici utilizzati nella ricerca sull'ecotossicità del suolo e dei sedimenti. Questi taxa rappresentano sia ambienti terrestri che acquatici13.
La funzione complementare degli enchitreidi con i lombrichi nel funzionamento dell'ecosistema del suolo è la base per lo sviluppo di biosaggi per questi organismi. Nei biosaggi, gli enchitreidi fungono da modelli biologici terrestri per studiare gli effetti di sostanze chimiche come pesticidi (ad esempio, dimetoato, atrazina, carbendazim) e metalli in tracce (ad esempio, piombo, zinco, rame, cadmio)14.
Oltre ai saggi basati sugli organismi, l'attività enzimatica microbica è un altro modo per valutare la salute del suolo. L'attività della deidrogenasi del suolo è un indicatore dell'attività ossidativa microbica15. Il test della deidrogenasi nelle miscele di suolo e biochar è efficace per quantificare l'attività microbica e la salute generale del suolo. Poiché gli enzimi deidrogenasi sono coinvolti nella respirazione microbica, la loro attività riflette quanto sia biologicamente attivo il suolo. Questo è utile per valutare la qualità del suolo, la fertilità e l'effetto del biochar sui microbi. Il test misura la riduzione del cloruro di trifeniltetrazolio (TTC) a trifenil formano (TPF), che viene determinata spettrofotometricamente. Una maggiore produzione di TPF è un indicatore di una maggiore attività microbica.
Prevediamo che i biochar prodotti da diverse materie prime avranno un impatto distintivo sulla salute del suolo. Questi effetti dipenderanno dalle loro caratteristiche chimiche e fisiche, che possono alterare i parametri fisico-chimici del suolo, influenzando così l'attività microbica, la crescita delle piante e la tossicità degli organismi del suolo.
In questo studio, valutiamo gli effetti dei biochar derivati dai rifiuti su diverse metriche di salute del suolo, tra cui il pH, l'attività microbica, la crescita delle piante e la sopravvivenza degli invertebrati (Figura 1). Tre concentrazioni (1%, 5%, 10% p/p) di quattro diversi biochar derivati dai rifiuti sono state mescolate con il terreno del giardino e valutate per gli effetti sopra menzionati. Il contenuto di umidità, il pH e la selezione degli organismi di prova sono stati attentamente controllati per garantire la rilevanza ecologica dello studio.
Protocollo
1. Preparazione del biochar
NOTA: Vedere la Tabella dei materiali per i dettagli sui biochar utilizzati qui come materiali di prova. I produttori hanno fornito le condizioni di pirolisi, la composizione elementare e i dati di analisi prossimali (Tabella 1).
ATTENZIONE: Eseguire sempre la pirolisi in un laboratorio ben ventilato con un adeguato sistema di scarico o fumi. Indossare guanti resistenti al calore, camice da laboratorio, occhiali di sicurezza e, se necessario, indossare una visiera.
Tabella 1: Caratteristiche di base dei biochar testati. Clicca qui per scaricare questa tabella.
2. Caratterizzazione chimica del biochar
- Analizzare la composizione elementare di tutti i biochar (eseguita utilizzando la spettroscopia di emissione atomica al plasma accoppiato induttivamente (ICP OES) o la spettrometria di massa al plasma accoppiato induttivamente (ICP MS), in base alle concentrazioni, dopo la decomposizione assistita da microonde (Tabella 2).
3. Preparazione di miscele di terreno e biochar
- Raccolta del terreno e impostazione dell'esperimento
- Raccogli il terriccio da un campo sperimentale.
- Rimuovere manualmente i detriti superficiali. Setacciare il terreno a una granulometria inferiore a 5 mm per rimuovere i detriti.
- Pesare 100 g di terriccio setacciato e aggiungerlo ai contenitori di prova.
- Emendamento e incubazione del biochar
- Aggiungere 1 g, 5 g o 10 g di ciascun tipo di biochar per 100 g di terreno per creare l'1%, 5% e 10% (p/p) di ammendante suolo-biochar.
- Aggiungere acqua distillata fino a raggiungere il 60% della capacità massima di ritenzione idrica (WHC).
- Mescolare accuratamente con una spatola.
- Pesare ogni contenitore e coprire con parafilm per ridurre al minimo l'evaporazione.
- Incubare le miscele a 27 °C per 10 giorni.
NOTA: Questa miscela verrà utilizzata per la misurazione della perdita d'acqua, la variazione del pH, la fitotossicità e i saggi di quantificazione batterica.
Il terriccio utilizzato deve essere raccolto e smaltito secondo i protocolli locali dei biosolidi.
4. Misura del pH di miscele di suolo e biochar
- Pesare 10 g di ogni miscela di terreno e biochar in provette coniche da 50 ml.
- Nelle provette, aggiungere 25 ml di acqua distillata.
- Agitare manualmente i tubi per 30 s o utilizzare un miscelatore a vortice a velocità media. Filtrare la miscela con la carta da filtro Whatman No. 1 in un becher pulito da 100 ml.
- Misurare il pH del filtrato a temperatura ambiente (20-25 °C) utilizzando un pHmetro calibrato.
5. Test di tossicità per Enchytraeus albidus
- Condurre il test secondo l'Organizzazione per la cooperazione e lo sviluppo economico (OCSE) 2016, test n. 22016.
- Preparazione del terreno per la prova
- Utilizzare il terreno artificiale dell'OCSE per questo test.
- Misurare il pH del terreno seguendo i passaggi indicati nella sezione 4.
- Regolare a pH 6,0 ± 0,5 aggiungendo gradualmente al terreno carbonato di calcio di grado analitico (CaCO3) e mescolare accuratamente.
- Regolare il contenuto di umidità al 40-60% del WHC massimo aggiungendo acqua distillata o deionizzata.
NOTA: Controllare la consistenza a mano; Il terreno deve essere umido ma non grumoso.
- Acclimatazione e selezione dei vermi
- Sciacquare delicatamente i vermi con acqua distillata per rimuovere la soluzione salina di trasporto.
- Collocare i lombrichi nel terreno OCSE preparato e acclimatarli a 20 °C per 24 ore in un ciclo di 16 ore luce e 8 ore di buio a 6.000 lux.
- Seleziona 15 vermi adulti sani per configurazione, utilizzando uno stereomicroscopio in base alla presenza di clitello.
- Configurazione del test e incubazione
- Mescolare 100 g del terriccio OCSE preparato con 5 g di ciascun tipo di biochar in contenitori puliti.
- Preparare il controllo utilizzando 100 g di terriccio OCSE non modificato.
- Verificare che il pH e il contenuto di umidità siano nell'intervallo richiesto (pH - 6,0 ± 0,5; contenuto di umidità - 40-60% del WHC massimo).
- Introdurre 15 vermi adulti in ogni contenitore di test e controllo utilizzando una pinza a punta morbida.
- Aggiungere 25 mg di fiocchi d'avena finemente macinati come fonte di cibo sulla superficie del terreno.
- Coprire i contenitori con un foglio di alluminio forato per consentire il ricambio d'aria.
- Incubare i contenitori a 20 °C per 5 giorni con un ciclo di 16 ore luce/8 ore buio a 6.000 lux.
- Pesare i contenitori ogni giorno e reintegrare la perdita di peso con l'aggiunta di una quantità adeguata di acqua distillata o deionizzata per mantenere costante il contenuto di umidità.
- Monitora l'attività dei vermi e registra qualsiasi mortalità visibile durante il test.
- Dopo la fine del test, calcolare l'effetto letale (%) utilizzando la formula:
Dove:
Wi - conteggio iniziale dei worm all'inizio del test
Wf - conteggio finale delle viti senza fine alla fine del test
NOTA: Affinché il test sia valido, la mortalità degli adulti nella configurazione di controllo non deve superare il 20% alla fine del test. - Dopo il test, asciugare il terreno di prova a 105 °C per inattivarlo e smaltirlo secondo i protocolli biosolidi locali.
6. Test di fitotossicità
- Eseguire il test secondo l'Organizzazione internazionale per la standardizzazione (ISO) 18763:201617.
- Configurazione della piastra di Petri
- Aggiungere 20 g di miscele di terreno e biochar incubate in piastre di Petri pulite da 9 cm. Appiattire delicatamente la superficie con una spatola pulita.
- Preparare tre repliche per ogni concentrazione di biochar e includere due controlli non modificati.
- Piantagione di semi e incubazione
- Mettere 10 semi di Sinapis alba uniformemente distanziati in ogni piatto sulla superficie del terreno.
NOTA: Non premere i semi nel terreno; Lasciali solidificare naturalmente con l'umidità. - Coprite le pirofile con i coperchi e mettetele in un'incubatrice a 25 °C ± 2 °C per 5 giorni senza luce diretta.
- Dopo l'incubazione, misurare la lunghezza della radice dal bordo di un seme all'estremità di una radice, utilizzando un righello di plastica. Segnalalo in cm o mm. Se il seme è appena incrinato, dichiaralo come 0,1 cm o 1 mm.
- Calcola l'effetto di inibizione (%) utilizzando la formula:
Dove:
RLc - lunghezza media delle radici dei semi nella capsula di controllo
RLt - lunghezza media delle radici dei semi nel piatto di prova
NOTA: Affinché il test sia valido, è importante verificare che la germinazione dei semi sotto controllo sia almeno dell'80% (8 germinati su 10 semi).
- Mettere 10 semi di Sinapis alba uniformemente distanziati in ogni piatto sulla superficie del terreno.
7. Quantificazione delle colonie batteriche
- Sospensione e diluizione del suolo
- Pesare 5 g di ogni miscela di terreno e biochar incubata in provette coniche sterili da 50 mL.
- Aggiungere 25 ml di acqua distillata sterile e agitare accuratamente per 30 s.
- Lasciare omogeneizzare la sospensione a temperatura ambiente per 2 ore.
- Filtrare la sospensione con garza sterile o rete e preparare diluizioni seriali utilizzando questa soluzione madre.
- Preparare cinque provette contenenti ciascuna 9 ml di acqua distillata sterile.
- Eseguire diluizioni seriali di 10 volte utilizzando pipette sterili, ad esempio, trasferire 1 mL dalla soluzione madre alla prima provetta = 10-1, quindi 1 mL nella successiva = 10-2, ecc.)
- Utilizzare una diluizione di 10-2 per la placcatura.
- Placcatura e conteggio delle colonie
- Pipettare 0,2 mL di diluizione 10-2 su piastre di agar nutrienti sterili.
- Distribuire il campione in modo uniforme utilizzando uno spandiconcime sterilizzato.
- Incubare le piastre in posizione capovolta a 27 °C per 24 ore.
- Conta le colonie usando un contatore di colonie.
- Calcolare le unità formanti colonie (CFU) mL-1 della miscela utilizzando la formula:
NOTA: Lavorare sotto una cabina di biosicurezza, se disponibile. Sterilizzare a fiamma gli strumenti tra i campioni per evitare contaminazioni.
Disinfettare tutte le piastre con etanolo al 70% o autoclave prima di scartarle.
8. Determinazione della sostanza secca (SS)
NOTA: Utilizzare guanti resistenti al calore quando si maneggiano ciotole calde.
- Pesare 10 g di terra in una ciotola di vetro o porcellana resistente al calore.
- Mettere la ciotola in un forno di essiccazione preriscaldato a 105 °C e asciugare per 2 ore.
- Dopo l'asciugatura, trasferire la ciotola in un essiccatore e lasciarla raffreddare per 10 minuti per evitare che l'umidità venga assorbita dall'aria.
- Pesare nuovamente il recipiente raffreddato utilizzando una bilancia analitica.
- Ripetere la procedura per almeno tre campioni per garantire l'accuratezza.
- Calcolare il contenuto di sostanza secca (SS) utilizzando la formula:
Dove:
SS - contenuto di sostanza secca (%)
Md - peso del campione secco in g
Mw - peso del campione non essiccato (originale) in g
9. Test dell'attività della deidrogenasi (DHA)
- Condurre il test secondo il protocollo standard (ISO 23753-1:2019)18.
- Preparazione del reagente
- Soluzione tampone TRIS (100 mmol/L, pH 7,6).
- Sciogliere 12,12 g di tris(idrossimetil)amminometano (TRIS) in 800 ml di acqua distillata.
- Regolare il pH a 7,6 utilizzando acido cloridrico 1 M (HCl).
- Regolare il volume totale a 1 L con acqua distillata.
- Conservare a 4 °C e consumare entro una settimana.
- Soluzione di substrato TTC (300 mmol/L)
- Sciogliere 1 g di TTC in 10 mL della soluzione tampone Tris preparata.
- Conservare al buio a 4 °C e consumare entro 1 settimana.
- Preparare la soluzione standard TPF per la curva di calibrazione:
- Aggiungere 100 mg di TPF a 10 mL di etanolo al 96% e mescolare fino a completa dissoluzione per ottenere una soluzione madre di TPF (33 mmol/L).
- Diluire 0,5 mL della soluzione madre preparata in TPF con 50 mL di etanolo per ottenere la soluzione di lavoro in TPF (330 nmol/mL).
- Preparare standard di lavoro di 0, 0,1, 0,2, 0,5 e 1,0 mL dalla soluzione di lavoro, diluita con etanolo fino a un volume finale costante di 3 mL.
- Misurare l'assorbanza a 485 nm per generare la curva di calibrazione.
- Soluzione tampone TRIS (100 mmol/L, pH 7,6).
- Preparazione del campione
- Aggiungere 5 g di ogni miscela di terreno e biochar in provette coniche da 50 mL.
- Aggiungere 4 mL di tampone Tris (100 mmol/L, pH 7,6) e 1 mL di soluzione TTC alle configurazioni del test.
- Aggiungere solo 4 ml di tampone Tris alle configurazioni di controllo.
- Miscelare manualmente le provette mediante inversione delicata e incubare a 25 °C per 6 ore al buio.
- Estrazione del formazan
- Aggiungere 25 ml di etanolo in ciascuna provetta dopo l'incubazione.
- Porre i campioni in agitazione orbitale al buio per 1 ora (250 min-1, a 25 °C).
- Dopo l'agitazione, aggiungere 1 mL di TTC alle provette di controllo.
- Centrifugare tutte le provette a 2.000 × g per 5 minuti a 25 °C per separare il surnatante.
- Misurazione e calcolo
- Trasferire i surnatanti in cuvette pulite.
- Leggere l'assorbanza a 485 nm utilizzando uno spettrofotometro.
- Utilizzo della curva di calibrazione per determinare la concentrazione di TPF nei campioni (nmol/L).
- Calcolare l'attività della deidrogenasi utilizzando la seguente formula:
Dove:
A - attività enzimatica in mU g-1 (o nmol min-1 g-1) di terreno secco
Cs - concentrazione di TPF in campioni di prova in nmol mL-1
Cb - concentrazione di TPF nel campione di controllo in nmol mL-1
V - volume totale di reazione (somma dei volumi del substrato, della soluzione tampone e dell'etanolo, in mL)
RT - durata della reazione in minuti
M - massa del suolo per tubo in g
SS - Contenuto di sostanza secca del suolo (%)
NOTA: Maneggiare TTC e TPF con i guanti in quanto sono potenziali mutageni. Utilizzare una cappa aspirante quando si preparano reagenti a base di etanolo.
Dopo il test, smaltire l'etanolo e i rifiuti contenenti TTC negli appositi contenitori per rifiuti chimici.
Figura 1: Rappresentazione schematica del flusso di lavoro sperimentale. Fare clic qui per visualizzare una versione più ampia di questa figura.
Risultati
Caratterizzazione chimica
I biochar hanno mostrato differenze significative nella composizione elementare (Tabella 2). Il calcio (Ca) e il potassio (K) erano più alti nei biochar dei mozziconi di sigaretta e del luppolo esaurito. Il biochar di abete rosso aveva la maggior parte di alluminio (Al) e ferro (Fe). Il rame (Cu) e il magnesio (Mg) sono stati fortemente arricchiti nel biochar del luppolo esausto. Il piombo (Pb), il cadmio (Cd) e altri metalli in tracce erano presenti in basse quantità in tutti i campioni.
Tabella 2: Composizione chimica dei biochar. Principali contenuti elementari dei diversi biochar utilizzati nello studio. Clicca qui per scaricare questa tabella.
Variazione del pH durante il periodo di incubazione
In tutti i trattamenti, il pH delle miscele suolo-biochar tendeva ad aumentare leggermente nel tempo (Figura 2). Il valore di pH più alto è stato registrato per la miscela con biochar di mozzicone di sigaretta al 10% p/p, raggiungendo 9,48 il giorno 15; Questo trattamento ha mostrato il maggiore aumento nel tempo. Anche il biochar dei fondi di caffè ha prodotto un aumento graduale, con un pH massimo di 8,94 al 10% p/p il giorno 15. Il biochar del luppolo ha aumentato il pH del 16,57%, con un massimo di 9,20 al 10% p/p. Al contrario, la miscela di biochar di abete rosso e legno ha raggiunto un pH di 8,56 al 10% p/p. Il controllo ha mostrato il pH più basso, compreso tra 6,57 e 7,66 con variazioni minime nel tempo.
Figura 2: Variazioni di pH nel tempo nelle miscele di suolo e biochar. pH del suolo misurato il giorno 0, 10 e 15 per ogni ammendante del biochar all'1%, 5% e 10% p/p. Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa cifra.
Ritenzione idrica e perdita di peso
La capacità di ritenzione idrica in tutti i tipi di biochar era inferiore rispetto al suolo di controllo senza biochar (Figura 3). Il controllo ha perso il 3,67% del suo peso in 15 giorni, indicando la più alta ritenzione idrica. Tra i biochar, il trattamento con mozziconi di sigaretta ha avuto la minor perdita d'acqua, diminuendo del 5,89% durante l'incubazione, e quindi la maggiore ritenzione tra i biochar. Un modello simile ma più moderato è stato osservato con il biochar del luppolo (9,22% di perdita di peso totale, con perdite maggiori a concentrazioni più elevate). Il biochar dei fondi di caffè ha mostrato la maggiore perdita di peso (fino al 16,56%), indicando la più bassa ritenzione idrica. La miscela di abete rosso e legno ha perso in media il 10,22%.
Figura 3: Perdita di peso delle miscele suolo-biochar durante l'incubazione. Variazione di peso come indicatore della ritenzione idrica nell'arco di 15 giorni per tutti i biochar e le concentrazioni. Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.
E. test di tossicità e riproduzione dell'albidus
La riproduzione di E. albidus al 5% p/p di biochar ha mostrato una marcata dipendenza dalle materie prime. Nell'ambito del controllo del suolo dell'OCSE, la popolazione è aumentata da 15 a 24 (aumento del 60%, Figura 4). Il biochar di abete rosso ha prodotto solo 7 sopravvissuti (53% di inibizione, Figura 5). I biochar di luppolo e fondi di caffè hanno prodotto ciascuno 12 sopravvissuti (inibizione del 20%, Figura 5). Il biochar del mozzicone di sigaretta ha stimolato la riproduzione del 33%, con un totale di 20 vermi, compresa la prole.
Figura 4: Variazione netta della popolazione di E. albidus nel suolo trattato con biochar. Conteggio iniziale e finale dei vermi dopo 5 giorni. È stata testata la concentrazione del 5% p/p di ciascun biochar. I dati rappresentano la media ± la deviazione standard (n = 3). Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.
Figura 5: Effetti tossici o stimolatori su E. albidus. Effetto netto sui vermi rispetto al controllo. I valori positivi mostrano inibizione; I valori negativi mostrano stimolazione. I dati rappresentano la media ± la deviazione standard. Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.
Fitotossicità
L'allungamento radicale in S. alba è stato misurato dopo un'incubazione di 10 giorni all'1%, 5% e 10% p/p (Figura 6). Nel terreno non modificato, la lunghezza media delle radici era di 237 mm. Il biochar macinato di caffè all'1% p/p ha prodotto una stimolazione del 79,16%; Concentrazioni più elevate hanno causato inibizione, fino al 47,08% al 5% p/p. Il biochar di abete rosso ha stimolato la crescita a tutte le concentrazioni, con un picco del 206,66% al 10% p/p. Il biochar del mozzicone di sigaretta ha prodotto una stimolazione del 41,01% all'1% p/p, ma ha inibito la crescita al 5% e al 10% p/p, raggiungendo un'inibizione del 62,36% al 10% p/p. Il biochar del luppolo ha stimolato la crescita a tutti i tassi (38,97%, 31,75% e 162,96% rispettivamente all'1%, 5% e 10% p/p).
Figura 6: Effetti di fitotossicità su Sinapis alba. Inibizione o stimolazione della crescita delle radici rispetto al controllo dopo 10 giorni di crescita in tutti i trattamenti con biochar. I valori positivi mostrano inibizione; I valori negativi mostrano stimolazione. I dati rappresentano la media ± la deviazione standard (n = 3). Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.
Quantificazione delle colonie batteriche
La conta delle colonie batteriche è stata valutata dopo 10 giorni (Figura 7). Il controllo ha avuto una media di 8,47 × 104 CFU/mL. Il biochar del caffè ha prodotto 7,33 × 104 CFU/mL all'1% p/p ed è aumentato a 1,18 × 105 e 1,50 × 105 CFU/mL rispettivamente al 5% e al 10% p/p. Il biochar di abete rosso ha dato 1,97 × 105 CFU/mL all'1% p/p, diminuendo a 9,73 × 104 e 4,93 × 104 CFU/mL al 5% e al 10% p/p. Il biochar di mozziconi di sigaretta ha prodotto 5,40 × 104 CFU/mL all'1% p/p e la massima stimolazione al 10% p/p (1,00 × 106 CFU/mL). Il biochar del luppolo ha mostrato una leggera stimolazione in tutte le concentrazioni, con un picco di 1,07 ×10,5 CFU/mL al 5% p/p.
Figura 7: Crescita batterica in terreni trattati con biochar. UFC/mL batterico dopo 10 giorni di incubazione per tutti i trattamenti e le concentrazioni. Controllo incluso per il confronto. I dati rappresentano la media ± la deviazione standard (n = 3). Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.
Attività della deidrogenasi
Il biochar dei fondi di caffè ha prodotto la più alta attività deidrogenasi in tutte le concentrazioni, con un picco dell'1% p/p (3,53 × 10-3 mU/g) e rimanendo comparabile al 5% e al 10% p/p (2,38 × 10-3 e 2,62 × 10-3 mU/g) (vedi Figura 8). Il biochar del luppolo ha migliorato l'attività all'1% p/p (2,39 × 10-3 mU/g) ma è diminuito al 5% (6,34 × 10-4 mU/g) ed è diventato negativo al 10% p/p (-8,30 × 10-4 mU/g). Il biochar del mozzicone di sigaretta è risultato positivo all'1% p/p (1,29 × 10-3 mU/g) ed è diminuito a -7,26 × 10-4 e -8,53 × 10-4 mU/g al 5% e al 10% p/p. Il biochar di abete rosso è risultato negativo a tutte le concentrazioni (-5,53 × 10-4 e -5,19 × 10-4 mU/g all'1% e 5% p/p; -3,11 × 10-4 mU/g al 10% p/p), rimanendo inferiore al controllo.
Figura 8: Attività della deidrogenasi in terreni modificati con biochar. Attività enzimatica microbica in tutti i tipi e concentrazioni di biochar. I valori sono relativi al suolo di controllo senza aggiunta di biochar. I valori positivi indicano un'attività enzimatica più elevata rispetto al controllo, mentre i valori negativi indicano un'attività enzimatica inferiore rispetto al controllo. I dati rappresentano la media ± la deviazione standard (n = 3). Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.
Vedere la Tabella 3 e la Tabella 4 per un riepilogo dei risultati.
Tabella 3: Effetti del biochar sul pH del suolo e sulla ritenzione idrica. Mostra i valori di pH iniziale e finale, ΔpH e % di perdita d'acqua durante l'incubazione. Clicca qui per scaricare questa tabella.
Tabella 4: Riassunto degli effetti biologici e dei risultati del DHA. Dati combinati sulla riproduzione dei vermi, fitotossicità, conta microbica e attività enzimatica per tutti i trattamenti. 
indica stimolazione e 
indica inibizione. Per i risultati del DHA, i valori positivi indicano un'attività enzimatica più elevata rispetto al controllo e i valori negativi indicano un'attività enzimatica inferiore rispetto al controllo. Clicca qui per scaricare questa tabella.
DISPONIBILITÀ DEI DATI:
I dati saranno caricati nell'archivio pubblico: DOI/URL: https://doi.org/10.6084/m9.figshare.30128803.v1
Discussione
La miscela di biochar terriccio e fondi di caffè esausti ha mostrato un'elevata alcalinità, con un pH di 8,94, coerente con il pH precedentemente riportato di 9,419. Il biochar ha anche mostrato il più alto aumento di perdita di peso rispetto al campione di controllo, indicando una bassa capacità di ritenzione dell'umidità, probabilmente dovuta alla sua bassa superficie, che limita la tendenza all'adsorbimento dell'acqua20,21. Queste proprietà fisiche hanno creato condizioni sfavorevoli per E. albidus, causando un'inibizione del 20% nella sopravvivenza e nella riproduzione dei vermi.
Nei test di fitotossicità, S. alba ha mostrato una stimolazione del 79,16% all'1% p/p, mentre a concentrazioni più elevate, ad esempio il 5% p/p, il biochar ha inibito l'allungamento radicale del 47,08%. Ciò è in linea con i rapporti22 secondo cui gli effetti fitotossici del biochar dei fondi di caffè sulla Lactuca sativa sono stati causati dagli acidi carbossilici. Inoltre, gli studi hanno dimostrato che anche i fenoli solubili e gli acidi carbossilici interrompono il trasporto dell'auxina, con conseguente soglia fitototossica23.
La conta delle colonie batteriche è aumentata con l'aumento della concentrazione di biochar del caffè (1,50 × 10-5 CFU/mL al 10% p/p di concentrazione), indicando che questo biochar forniva condizioni favorevoli per i batteri coltivabili. Il biochar del caffè ha anche mostrato la più alta attività del DHA (3,53 × 10-3 mU/g), suggerendo che stimola sia le popolazioni microbiche coltivabili che quelle non coltivabili. Ciò è stato ulteriormente supportato dagli studi24 che hanno osservato gli impatti benefici del biochar del caffè sull'attività enzimatica del suolo.
Il biochar del luppolo ha causato un aumento dell'alcalinità del suolo e una moderata perdita di peso media (10%). Nei test di fitotossicità, il biochar è risultato utile per la stimolazione dell'allungamento radicale, soprattutto a concentrazioni più elevate (stimolazione del 162,96%). Per quanto riguarda l'attività microbica, il biochar del luppolo non ha mostrato cambiamenti significativi nella conta batterica (fino a 1,00 × 10-5 CFU/mL), che potrebbe essere dovuto a un equilibrio nella sua composizione chimica. Mentre il biochar del luppolo conteneva la più alta quantità di rame (Cu), che può essere tossico per i microbi in quanto inibisce i sistemi enzimatici batterici25, conteneva anche livelli più elevati di elementi come potassio (K) e fosforo (P), che dovrebbero supportare la crescita microbica migliorando la sintesi della clorofilla nelle piantine26. Anche l'attività del DHA rifletteva questo effetto neutro, indicando una risposta stabile con un impatto biologico limitato.
Il biochar dei mozziconi di sigaretta ha portato ad un aumento dell'alcalinità del suolo nel tempo (fino a pH 9,48). È stato prodotto a una temperatura di pirolisi più elevata (700 °C), che ha portato a un biochar più alcalino che ha sostenuto la crescita batterica. Questa osservazione è coerente con studi precedenti27, che hanno riportato che il biochar migliora il pH del suolo, migliorando così le condizioni dell'habitat. Tra tutti i trattamenti, il biochar dei mozziconi di sigaretta ha mantenuto il più alto contenuto di umidità (fino al 94%), il che potrebbe anche spiegare l'effetto stimolante sulla sopravvivenza e la riproduzione di E. albidus . Un'elevata ritenzione di umidità può essere collegata a cambiamenti microstrutturali a 700 °C, producendo micropori che intrappolano i film d'acqua28. Un'altra causa dell'effetto stimolante può essere dovuta all'alto contenuto di calcio (Ca), P e K nel biochar dei mozziconi di sigaretta, che sono elementi benefici per la sopravvivenza e la riproduzione dei vermi.
Nelle valutazioni microbiche, il biochar dei mozziconi di sigaretta ha mostrato la più alta stimolazione batterica a concentrazioni più elevate, raggiungendo circa 1,00 × 10-6 CFU/mL, a differenza dell'attività del DHA che non ha mostrato lo stesso livello di aumento. Questa scoperta suggerisce la stimolazione selettiva dei batteri coltivabili piuttosto che dell'intera comunità microbica.
La miscela di terriccio e biochar di legno di abete rosso ha causato solo un leggero aumento del pH, notato anche dagli studi29, che hanno riportato un pH di 7,87 per il biochar derivato dalle conifere. La sua temperatura di produzione è stata la più bassa (600 °C) di tutti i biochar utilizzati in questo studio. La capacità del biochar di trattenere l'acqua era moderata rispetto ad altri tipi di biochar, in quanto non mostrava una perdita di peso estrema.
Tuttavia, nel caso della sopravvivenza e della riproduzione di Eisenia foetida , il biochar del legno di abete rosso ha mostrato la tossicità più elevata (53% di effetto letale). Una delle probabili cause potrebbe essere l'aumento dei livelli di elementi come l'alluminio (Al), il ferro (Fe) e il manganese (Mn), che sono noti per essere tossici per i lombrichi in quanto interferiscono con la regolazione del pH intestinale e causano stress ossidativo30. Risultati simili sono stati riportati in studi in cui Eisenia foetida ha subito un notevole calo della biomassa a causa della tossicità dei metalli pesanti nel suolo dovuta all'uso eccessivo di prodotti agrochimici31.
Il biochar del legno di abete rosso ha causato la massima stimolazione dell'allungamento radicale nel saggio di fitotossicità (fino al 206% di stimolazione). Ciò suggerisce che, a differenza della sensibilità ai vermi, alte concentrazioni di metalli possono fungere da micronutrienti essenziali per specie vegetali come S. alba. Basse concentrazioni di questo biochar hanno stimolato le colonie batteriche; Tuttavia, il numero di colonie diminuì con l'aumentare della concentrazione. Questo effetto indica la sensibilità batterica a bassi livelli di K e P e ad un alto contenuto di elementi tossici (Al, Fe, Mn). Questa osservazione è coerente con l'attività del DHA misurata, che era inferiore a quella del suolo di controllo, probabilmente a causa di un basso rapporto idrogeno/carbonio (H/C), che rendeva il carbonio non disponibile32. Questi risultati suggeriscono che il biochar del legno di abete rosso non supporta la crescita microbica a causa dello scarso contenuto di nutrienti o composti inibitori.
I biochar sono stati ottenuti come materiali di prova da laboratori esterni e prodotti nelle condizioni abitualmente applicate da ciascun fornitore, che includevano diverse temperature di pirolisi. Il nostro obiettivo era quello di valutare i biochar rappresentativi derivati dai rifiuti così come forniti, piuttosto che isolare l'effetto della temperatura tra le materie prime; Pertanto, in questo studio, gli effetti della temperatura non possono essere completamente districati dagli effetti della materia prima. I parametri di produzione dettagliati come la velocità di riscaldamento, l'atmosfera del gas e il tempo di permanenza non erano disponibili presso i fornitori; sono state riportate solo le temperature e le caratteristiche elementari fornite (vedi Tabella 1 e Tabella 2).
Considerando i risultati di questo studio, si può concludere che il biochar del luppolo ha avuto un effetto complessivamente equilibrato con moderati effetti collaterali ambientali. Ha sostenuto la crescita delle piante a tutte le concentrazioni, ha mostrato un moderato cambiamento di pH e capacità di ritenzione idrica e, inoltre, non ha avuto un effetto drastico sui microbi del suolo e sui vermi rispetto ad altri biochar testati.
Questi risultati dimostrano quanto sia fondamentale selezionare il tipo di biochar appropriato insieme alle sue concentrazioni adeguate per gli ammendanti del suolo per garantire l'effettivo miglioramento della qualità del suolo e della crescita delle piante, senza causare effetti collaterali negativi.
Diverse fasi del protocollo, tra cui la temperatura di pirolisi e il tasso di applicazione del biochar, hanno avuto un notevole impatto sui risultati di questo studio. Temperature di pirolisi più elevate hanno portato a una maggiore alcalinità del biochar e hanno influenzato la stimolazione della riproduzione dei vermi e la crescita batterica, come si è visto per il biochar del mozzicone di sigaretta. Al contrario, temperature di pirolisi più basse hanno portato a una minore quantità di biochar alcalino e sono state associate alla più alta tossicità dei vermi e a una ridotta attività microbica, come nel caso del biochar di legno di abete rosso. L'effetto del tasso di applicazione dipendeva dal tipo di biochar e dall'organismo testato. Concentrazioni più basse di biochar dei fondi di caffè hanno portato ad un effetto stimolante sull'allungamento delle radici e ad un'elevata attività del DHA, mentre alte concentrazioni di biochar dei mozziconi di sigaretta hanno portato alla più alta crescita batterica coltivabile.
Sono stati apportati alcuni aggiustamenti al metodo di studio per risolvere problemi comuni come il conteggio incoerente delle colonie. Ciò include l'omogeneizzazione in 2 ore delle sospensioni del suolo e l'utilizzo della diluizione seriale 10-2 per ottenere conteggi di colonie ottimali e comparabili. Inoltre, le linee guida dell'OCSE, il test n. 220, hanno lo scopo di valutare l'effetto delle sostanze chimiche in esame sui vermi enchitraeidi. Suggerisce il calcolo della concentrazione letale 50 (LC50) derivata da una gamma di concentrazioni chimiche testate nel test di determinazione dell'intervallo. In questo studio, l'obiettivo era quello di valutare l'effetto tossico complessivo dei biochar derivati dai rifiuti sulla sopravvivenza e la riproduzione dei vermi; pertanto, l'effetto letale è stato determinato dalla variazione percentuale del numero di vermi dall'inizio alla fine del test e riportato come % di effetto letale.
Questo protocollo è riproducibile in condizioni di laboratorio e su piccola scala (ad esempio, campioni da 100 g). Tuttavia, l'aumento di scala per volumi di terreno maggiori potrebbe causare differenze nei risultati. Questo può essere controllato da un'adeguata miscelazione meccanica del terreno e del biochar utilizzato, insieme a un sistema di irrigazione controllato per mantenere costanti i livelli di umidità. Inoltre, gli effetti del biochar variavano fortemente a seconda del tipo di materia prima e della temperatura di pirolisi, suggerendo ricerche future per caratterizzare ogni materiale individualmente prima dell'applicazione.
Il protocollo differisce da altre tecniche di valutazione della salute del suolo in quanto offre una combinazione di parametri fisico-chimici come il pH e la ritenzione di umidità e risposte biologiche alla modifica del suolo con diversi tipi di biochar. L'inclusione dell'analisi dell'attività enzimatica insieme alla conta delle colonie microbiche tradizionali fornisce informazioni sulla funzione microbica non coltivabile. Inoltre, lo studio si è basato su diverse materie prime di biochar a più concentrazioni, il che aggiunge rilevanza pratica per le strategie di ammendante del suolo nel mondo reale.
La ricerca futura potrebbe comportare l'analisi di ulteriori materie prime, come letame, lolla di riso o fanghi di depurazione, per confrontare i loro effetti sugli ecosistemi del suolo. Le prove sul campo a lungo termine possono anche essere adattate per valutare gli effetti stagionali e i risultati della resa delle colture. Questo studio mostra gli effetti dei biochar derivati dai rifiuti sulla salute del suolo in funzione delle materie prime e della concentrazione. Alcuni biochar hanno stimolato l'attività microbica e la crescita delle piante, mentre altri hanno prodotto risposte inibitorie o tossiche negli organismi del suolo. La selezione di tipi di biochar e tassi di applicazione appropriati è essenziale per massimizzare i benefici riducendo al minimo i rischi nella gestione del suolo.
Dichiarazioni
Gli autori dichiarano di non avere conflitti di interesse.
Ringraziamenti
Il lavoro presentato è stato finanziato dal progetto BIOCIRKL (reg. n. TN02000044), sostenuto dal piano di ripresa ceco e dall'Agenzia tecnologica della Repubblica ceca nell'ambito del programma dei centri nazionali di competenza per il periodo 2023-2028.
Materiali
| Nome | Azienda | Numero di catalogo | Commenti |
|---|---|---|---|
| 1,3,5- Trifeniltetrazolium formazan | Sigma-Aldrich, Repubblica Ceca | 93145 | |
| 2,3,5- Cloruro di Trifeniltetrazolio | Sigma-Aldrich, Repubblica Ceca | T8877 | |
| autoclave CertoClav Classic | CertoClav, Austria | 8510174 | |
| Carbonato di calcio | Sigma-Aldrich, Repubblica Ceca | 239216 | |
| centrifuga MPW-251 | MPW Med. Instrument, Polonia | 10251 | |
| Mozziconi di sigaretta biochar | Università di Hohenheim, Germania | Prodotto a 700 e gradi C | |
| Contatore colonia CC-200 | Cole-Parmer | 14212-04 | |
| Enchytraeus albidus | INVITAL aqua s.r.o. | ||
| Etanolo | Penta, Repubblica Ceca | 70390-11003 | |
| Biochar biomassa di luppolo | Laboratorio dell'Accademia delle Scienze della Repubblica Ceca | Prodotto a 650 e gradi; C | |
| Cella Q incubatrice | Pol-Lab, Polonia | ||
| Forno a microonde | Anton Paar, Multiwave PRO | ||
| PC portatile DELL Latitude 3510 | Prodotti Dell, Irlanda | ||
| Media di agar nutritivo | OXOID, Repubblica Ceca | CM0003B | |
| OCSE suolo | Microbiotest, Belgio | ||
| Misuratore di pH WTW inoLab pH 7110 | Xylem Analytics, Germania | 1AA112 | |
| Semi di Sinapis alba | Microbiotest, Belgio | ||
| Spettrofotometro M4 Spettrofometro UV-Visibile | VWR | 76520-716 | |
| Biochar con fondi di caffè esauriti | Laboratorio dell'Accademia delle Scienze della Repubblica Ceca | Prodotto a 650 e gradi; C | |
| Biochar per legno di abete | Olesnice, Repubblica Ceca | Prodotto a 600 e gradi; C | |
| Stereomicroscopio MSZ5000-T-IL-TL | A.Kruss Optronic, Germania | MSZ5000-T-IL-TL | |
| Tris Base | Sigma-Aldrich, Repubblica Ceca | 252859 | |
| oculare video VOPC93 USB 2.0 | A.Kruss Optronic, Germania | VOPC93 | |
| Bilancia KERN EMB | KERN, Germania |
Riferimenti
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Ristampe e permessi
