Articolo metodologico

Preparazione e valutazione del modello di insufficienza ovarica prematura del topo

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DOI:

10.3791/69000

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19 settembre 2025

 , 
1The First Hospital of Anhui University of Science and Technology'

In questo articolo

Sommario

Questo protocollo delinea un metodo per costruire un modello murino di insufficienza ovarica prematura tramite iniezione di ciclofosfamide. Il modello replica in modo efficace, rapido e adattabile la progressione patologica dell'insufficienza ovarica precoce umana, dimostrando un'elevata affidabilità ed economicità.

Abstract

L'insufficienza ovarica prematura (POI) è una condizione critica che porta all'infertilità femminile, che richiede modelli animali affidabili per la ricerca meccanicistica e terapeutica. Qui, presentiamo un protocollo standardizzato per stabilire e valutare un modello murino di POI indotto da ciclofosfamide (CTX). Topi femmina di sei-otto settimane con cicli estrali regolari sono stati selezionati e sottoposti a iniezioni intraperitoneali di CTX: una dose iniziale di 100 mg/kg il giorno 1, seguita da dosi giornaliere di 20 mg/kg per i successivi 14 giorni. I cambiamenti dinamici nei cicli estrali sono stati monitorati tramite citologia dello striscio vaginale con colorazione di Wright. I livelli sierici di estradiolo (E2), ormone follicolo-stimolante (FSH) e ormone antimulleriano (AMH) sono stati quantificati utilizzando ELISA per valutare le alterazioni endocrine. L'istopatologia ovarica è stata valutata attraverso la colorazione con ematossilina-eosina (H&E) delle sezioni incluse in paraffina per quantificare l'atresia follicolare, mentre l'analisi immunoistochimica della caspasi-3 scissa è stata eseguita per rilevare l'apoptosi delle cellule della granulosa. I risultati hanno dimostrato un'interruzione della ciclicità estrale, una riduzione significativa dei livelli di E2 e AMH, concentrazioni elevate di FSH, aumento dell'atresia follicolare e aumento dell'apoptosi delle cellule della granulosa nei topi trattati con CTX, confermando il successo della modellazione dei POI. Questo metodo di costruzione di modelli può imitare altamente il meccanismo del danno ovarico indotto dalla chemioterapia, presentando caratteristiche patologiche tipiche come l'esaurimento della riserva follicolare e i disturbi degli ormoni sessuali. Fornisce una piattaforma sperimentale affidabile per rivelare il meccanismo di tossicità riproduttiva della chemioterapia, lo screening dei farmaci che proteggono le ovaie e l'ottimizzazione delle strategie di conservazione della fertilità. Inoltre, questo modello è relativamente semplice da usare, a basso costo e ha un ciclo di produzione breve, che lo rende facile da realizzare e divulgare. La metodologia è in linea con i requisiti di JoVE per dimostrazioni sperimentali visualizzabili e passo dopo passo.

Introduzione

L'insufficienza ovarica prematura (POI), la forma più diffusa di disturbo dell'invecchiamento riproduttivo femminile, non solo compromette gravemente la salute fisica e mentale delle pazienti attraverso sintomi di carenza di estrogeni e disfunzioni riproduttive, ma aumenta anche i rischi di sviluppare comorbidità, tra cui fratture, disturbi autoimmuni, malattie cardiovascolari, diabete mellito, ecc.1. Lo sviluppo di strategie terapeutiche efficienti e sicure è quindi diventato una priorità di fondamentale importanza nella medicina moderna. Data la limitata disponibilità di campioni clinici, l'eziologia multifattoriale e gli elevati rischi etici associati alla ricerca sui POI, la creazione di modelli animali affidabili che consentano un'indagine meccanicistica sistematica e la convalida della sicurezza è diventata indispensabile.

Attualmente, i modelli di danno ovarico indotto dalla chemioterapia sono ampiamente utilizzati per gli studi sui POI. La ciclofosfamide (CTX), un agente alchilante con proprietà immunosoppressive, è stata identificata come un potente composto gonadotossico. Il suo meccanismo coinvolge il danno da reticolazione del DNA per sopprimere la proliferazione cellulare2, portando all'apoptosi delle cellule di riserva ovarica 3,4. I modelli basati su CTX ricapitolano efficacemente i segni clinici distintivi dei POI, tra cui la deplezione del follicolo primordiale, l'ipoestrogenemia e gli elevati livelli di ormone follicolo-stimolante (FSH). L'iniezione intraperitoneale di CTX nei topi offre vantaggi distinti: elevata biodisponibilità grazie al rapido assorbimento peritoneale, operabilità standardizzata con variabilità tecnica minima ed economicità per studi su larga scala. In particolare, la struttura ovarica dei topi è molto simile a quella degli esseri umani, il che facilita l'osservazione dinamica della deplezione follicolare e dei cambiamenti ormonali. Inoltre, i topi sono a basso costo e hanno un tasso di riproduzione rapido, soddisfacendo i requisiti per studi su campioni su larga scala.

Nonostante questi vantaggi, l'eterogeneità dei regimi di dosaggio CTX (ad esempio, iniezioni in bolo singolo rispetto a quelle frazionate) e nelle finestre di somministrazione temporale ha portato a risultati di modellazione incoerenti tra gli studi. Per colmare questa lacuna, presentiamo un protocollo sistematico che ottimizza il dosaggio e la frequenza di somministrazione di CTX per l'induzione di POI nei topi. Questo studio mira a stabilire un modello riproducibile attraverso la valutazione quantitativa dell'esaurimento della riserva ovarica, della disregolazione ormonale e dei correlati istopatologici, fornendo così una solida piattaforma per l'esplorazione meccanicistica e lo screening terapeutico.

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Protocollo

Questo protocollo è stato esaminato e approvato dal Comitato Etico di Anhui Shendong Biotechnology Development Co., Ltd. (Numero Etico: SDLL202502281). Questo studio aderisce alle linee guida del National Institutes of Health sulla cura e l'uso dei roditori da laboratorio in tutte le procedure di sperimentazione animale. Le femmine di topo C57BL/6 utilizzate in questo esperimento avevano un'età di 6-8 settimane e sono state mantenute in condizioni specifiche prive di agenti patogeni (SPF). Come ceppo consanguineo e sottoceppo del lignaggio C57, i topi C57BL/6 sono caratterizzati dal loro mantello nero. Prima della sperimentazione, i topi sono stati acclimatati per una settimana nel laboratorio animale in condizioni di temperatura e umidità controllate, con un ciclo luce/buio di 12 ore per imitare i ritmi circadiani naturali. Durante tutto il periodo di acclimatazione, ai topi è stato fornito l'accesso ad libitum a cibo e acqua.

1. Preparazione degli animali

NOTA: Seleziona 24 topi femmina C57BL/6 di grado SPF di età compresa tra 6 e 8 settimane con cicli estrali normali. Raccogliere il liquido di lavanda vaginale dai topi alle 9:00 per 10 giorni consecutivi per preparare strisci di cellule vaginali esfoliate. Osserva i cicli estrali e scegli i topi che hanno almeno un ciclo continuo e completo.

  1. Consentire ai topi di acclimatarsi all'ambiente per 1 settimana prima degli esperimenti. Contrassegna i topi usando un punzone per le orecchie dopo il periodo di adattamento. Registrare le misurazioni del peso corporeo immediatamente dopo la marcatura.
  2. Afferra saldamente i topi fino a quando non si verifica la minzione naturale indotta dallo stress. Immobilizzare pizzicando la pelle dorsale del collo tra il pollice e l'indice della mano sinistra. Posizionare la testa del mouse verso il basso per esporre completamente la regione addominale.
  3. Caricare un puntale per pipetta sterile su una micropipetta. Aspirare 10 μL di soluzione fisiologica sterile. Eseguire tre cicli di lavaggio sequenziali attraverso il canale vaginale. Trattenere il liquido di lavaggio all'interno del puntale della pipetta.
  4. Distribuire uniformemente il liquido di lavaggio sul vetrino del microscopio. Scivoli completamente asciutti all'aria a temperatura ambiente. Fissare le cellule immergendole in etanolo al 95% per la conservazione. Etichettare i vetrini in modo completo con i parametri sperimentali e mantenere una conservazione protetta in scatole di vetrini a prova di luce a 4 °C quando non vengono elaborati.
  5. Protocollo di colorazione di Wright
    1. Immergere i vetrini in etanolo al 95% (per 3-10 minuti). Sciacquare abbondantemente sotto il getto di acqua distillata.
    2. Trasferire i vetrini attraverso un bagno di etanolo al 95% (durata 1 min).
    3. Raschiare la pellicola ossidata dalla superficie della soluzione di ematossilina utilizzando carta da filtro pulita. Immergere i vetrini nell'ematossilina filtrata (per 5 minuti).
    4. Sciacquare i vetrini con acqua distillata. Immergere brevemente (<1 s) in una soluzione di HCl all'1%. Completare con un risciacquo prolungato con acqua distillata.
    5. Preparare il colorante misto utilizzando le soluzioni Orange G e EA50. La macchia scivola nella miscela (per 3 minuti).
    6. Far passare i vetrini attraverso tre bagni sequenziali di etanolo al 95% (intervalli di 5 secondi).
    7. Trattare con xilene in due fasi (2 minuti ciascuna).
      NOTA: Operare all'interno di una cappa aspirante per evitare l'inalazione di vapori di xilene. Chiudere i contenitori subito dopo l'uso.
    8. Conservare in modo permanente i campioni utilizzando un mezzo di montaggio in resina neutra
  6. Quando si legge il vetrino al microscopio, identificare le cellule con citoplasma rosa pallido e nuclei viola scuro come cellule epiteliali nucleate, cellule squamose irregolari non nucleate rosa pallido come cellule epiteliali cheratinizzate, e piccole cellule blu rotonde come globuli bianchi.
    NOTA: Determinare lo stadio del ciclo estrale in base alle seguenti caratteristiche citologiche: (1) Fase proestro: Cellule epiteliali nucleate predominanti. Appaiono sia come celle singole che come fogli raggruppati. Scarsa presenza di leucociti (campo visivo <5%); (2) Fase estro: Abbondanti cellule epiteliali cherattinizzate anucleate. Caratteristiche: grande morfologia appiattita con bordi irregolari. Prossima assenza di leucociti e cellule nucleate (<2% combinato); (3) Fase metestro: diminuzione della popolazione cellulare cheratinizzata. Infiltrazione leucocitaria emergente. Ricomparsa di cellule epiteliali nucleate (composizione 20%-40%); (4) Fase diestro: leucociti dominanti e cellule nucleate (>80%). Assenza virtuale di cellule cheratinizzate, (<1%)5. Fare riferimento all'atlante citologico standardizzato nella Figura 1 per la verifica del pattern.
  7. Organizza e analizza i dati e seleziona 24 topi con cicli estrali normali.

2. Preparazione dell'iniezione di ciclofosfamide

NOTA: La ciclofosfamide è instabile alla luce e deve essere maneggiata al buio durante tutto il processo. La ciclofosfamide è tossica, quindi durante l'operazione devono essere indossati indumenti protettivi, guanti in nitrile a doppio strato e maschere.

  1. Aggiungere 200 mg di polvere sterile di ciclofosfamide di grado farmaceutico a 10 ml di soluzione fisiologica sterile. Mescolare accuratamente per ottenere una soluzione di ciclofosfamide da 20 mg/mL. Riservare una porzione per l'uso immediato; Preparare ulteriori concentrazioni con il resto.
  2. Trasferire 200 μl di 20 mg/mL in una provetta da centrifuga da 1,5 mL avvolta in un foglio di alluminio. Aggiungere 800 μL di soluzione fisiologica sterile per raggiungere 1 mL di volume totale. Miscelare a vortice per 30 s per ottenere una soluzione di 4 mg/mL. Preparare 14 aliquote identiche (1 ml ciascuna). Conservare tutte le aliquote a -20 °C in un rack verticale.

3. Iniezione della soluzione di ciclofosfamide

NOTA: Randomizzare 24 topi in tre coorti utilizzando un sistema computerizzato: (1) BIANCO: Nessun trattamento (n = 8); (2) NS: controlli salini (n = 8); (3) POI: Gruppo ciclofosfamide (n = 8). Iniettare i topi ogni mattina alle 9:00. Per il gruppo POI, iniettare intraperitonealmente 100 mg/kg di soluzione di ciclofosfamide il primo giorno, quindi iniettare continuamente 20 mg/kg di soluzione di ciclofosfamide per i successivi 14 giorni. Iniettare intra-peritonealmente un volume uguale di soluzione fisiologica normale nel gruppo NS e lasciare il gruppo BALNK non trattato. Pesare tutti i topi prima di ogni iniezione, ogni giorno, e raccogliere le cellule esfoliate vaginali per lo striscio dopo l'iniezione.

  1. Metti un batuffolo di cotone imbevuto di isoflurano con una pinza in un contenitore sigillabile. Posizionare il mouse all'interno del contenitore per 10 s di anestesia per inalazione.
    NOTA: L'isoflurano è un anestetico volatile con una certa tossicità e irritazione. Le operazioni devono essere eseguite in un ambiente ben ventilato seguendo protocolli approvati istituzionalmente.
  2. Calcolare il volume di iniezione: peso corporeo (g) × 5 = μL. Disinfettare il quadrante inferiore destro con un tampone di etanolo al 75%. Inserire un ago da 26 G con un angolo di 30-45° (orientamento smussato verso l'alto). Avanzare di 5 mm attraverso la parete addominale fino alla sensazione di "pop". Eroga la soluzione a una velocità di 50 μl/s.
  3. Mettere i liquidi residui e le apparecchiature contaminate in contenitori per rifiuti a prova di luce etichettati come "RIFIUTI FOTOSENSIBILI". Gettare i batuffoli di cotone imbevuti di isoflurano negli appositi contenitori sigillati con etichette trasparenti per i RIFIUTI PERICOLOSI.
  4. Scongelare le aliquote congelate di 4 mg/mL in un bagno d'acqua a 37 °C (3 min). Ricalcolare la dose giornaliera: peso corporeo (g) × 5 = μL. Verificare la limpidezza della soluzione prima di caricare la siringa.

4. Raccolta del siero

NOTA: Dopo 15 giorni di iniezione della soluzione di ciclofosfamide, raccogliere il sangue dall'apice del cuore di tutti i topi. Centrifugare per ottenere il siero. I topi del gruppo di controllo e del gruppo NS devono essere campionati durante la fase di diestro. I topi del gruppo POI sono stati sottoposti a campionamento abbinato nel tempo accoppiato con topi del gruppo di controllo/NS, confermati in diestro.

  1. Anestetizzare il topo
    1. Posiziona il mouse in una camera trasparente ed ermetica contenente un batuffolo di cotone imbevuto di isoflurano.
    2. Osserva il comportamento del mouse. La perdita del riflesso di raddrizzamento (incapacità di autocorreggere la postura quando si gira delicatamente in posizione supina) indica un'adeguata induzione dell'anestesia. Questo processo richiede in genere 2-3 minuti.
    3. Rimuovere il mouse dal contenitore. Fissa la testa con la mano sinistra e premi delicatamente la palpebra superiore con il dito indice. Tenere un batuffolo di cotone sterile nella mano destra, immergerlo nell'unguento oculare all'eritromicina per raccogliere una quantità di 1-2 mm di diametro.
      1. Applicare uniformemente l'unguento sulla superficie del bulbo oculare e sulla palpebra interna. Chiudere la palpebra, quindi massaggiare delicatamente con la punta delle dita per 10 s per distribuire uniformemente l'unguento. Rimuovere l'unguento in eccesso intorno all'occhio con un batuffolo di cotone asciutto.
  2. Posizionare il mouse in posizione supina su una tavola di schiuma. Taglia i peli del torace usando le forbici chirurgiche. Disinfettare le zone toraciche e addominali con etanolo al 75%.
    1. Incidere la pelle e il tessuto sottocutaneo lungo la linea mediana. Tagliare i muscoli intercostali longitudinalmente lungo il lato sinistro dello sterno. Esponi il cuore.
  3. Inserire una siringa (con lo smusso dell'ago rivolto verso l'alto) nell'apice del cuore con un angolo di circa 30°. Far avanzare l'ago lentamente e aspirare delicatamente. Iniettare il sangue ottenuto in una provetta da centrifuga da 1,5 mL.
  4. Mettere il sangue ottenuto in una centrifuga. Impostare la centrifuga a 850 × g per 10 minuti a 4 °C. Utilizzare una pipetta per estrarre il siero dello strato superiore e metterlo in una provetta da centrifuga da 0,5 ml. Conservarlo a -80 °C.

5. Rilevamento di estrogeni, FSH e AMH sierici

  1. Mettere il siero congelato in frigorifero a 4 °C per una notte per farlo scongelare lentamente.
  2. Estrarre il kit ELISA dal frigorifero con 30 minuti di anticipo per consentire ai reagenti in esso contenuti di tornare a temperatura ambiente.
  3. Secondo le istruzioni del kit, eseguire diluizioni seriali dello standard utilizzando il diluente standard. In genere, impostare più gradienti di concentrazione, come 0, 10, 20, 40, 80, 160 pg/mL, ecc.
  4. Aggiungere lo standard diluito e i campioni di siero da analizzare ai pozzetti corrispondenti della piastra ELISA, 100 μl per pozzetto. Allo stesso tempo, impostare i pozzetti di controllo in bianco e aggiungere 100 μl di diluente del campione.
  5. Mettere la piastra ELISA in un'incubatrice a 37 °C per 1-2 ore per consentire all'antigene e all'anticorpo di legarsi completamente.
  6. Al termine dell'incubazione, aspirare con cura il liquido nei pozzetti. Lavare la piastra ELISA con la soluzione di lavaggio 3-5 volte. Dopo ogni lavaggio, asciugare delicatamente la piastra ELISA per rimuovere la soluzione di lavaggio residua.
  7. Aggiungere la soluzione di lavoro dell'anticorpo marcato con l'enzima, 100 μL per pozzetto. Continuare a incubare in un'incubatrice a 37 °C per 1 ora.
  8. Ripetere i passaggi di lavaggio precedenti, lavare 3-5 volte e asciugare la piastra ELISA.
  9. Aggiungere 100 μl di soluzione di substrato a ciascun pozzetto. Mescolare delicatamente agitando. Incubare al buio a 37 °C per 15-30 minuti fino a quando non si sviluppa un colore blu chiaro.
  10. Aggiungere 100 μL di soluzione di terminazione a ciascun pozzetto per arrestare la reazione. Osserva il cambiamento di colore dal blu al giallo.
  11. Utilizzare un lettore di micropiastre per leggere i valori di assorbanza (valori A) di ciascun pozzetto a una lunghezza d'onda di 450 nm e registrare i dati.
  12. Prendi la concentrazione dello standard come l'ascissa e il corrispondente valore di assorbanza come ordinata per disegnare una curva standard. In generale, utilizzare l'adattamento polinomiale per assicurarsi che il coefficiente di correlazione r² della curva standard sia maggiore di 0,99.
    1. Secondo la curva standard, sostituire il valore di assorbanza del campione di siero da testare con l'equazione della curva standard per calcolare la concentrazione ormonale nel campione.

6. Raccolta di tessuto ovarico

  1. Sopprimere il topo ancora anestetizzato mediante lussazione cervicale (seguendo i protocolli istituzionalmente approvati), quindi utilizzare le forbici chirurgiche per aprire l'addome del topo.
  2. Le ovaie si trovano sotto i reni e sono avvolte in cuscinetti di grasso bianco. Sollevare delicatamente i cuscinetti adiposi con una pinza per esporre le ovaie e le tube di Falloppio. Usa le forbici per separare le ovaie dai tessuti connettivi circostanti.
  3. Posizionare i tessuti ovarici rimossi in paraformaldeide al 4% per il fissaggio per 24 ore.

7. Preparazione delle sezioni di paraffina

  1. Disidratazione: Estrarre le ovaie e farle passare attraverso soluzioni di etanolo di diverse concentrazioni (75%, 85%, 95%, 100%) in sequenza, con ogni passaggio della durata di 1 ora.
  2. Trattamento della trasparenza: Per prima cosa, trattare le ovaie in una miscela di xilene ed etanolo per 15 minuti. Quindi, immergili in Xilene I e Xilene II per 15 minuti ciascuno.
  3. Impregnazione della cera: immergere le ovaie in una miscela di xilene e paraffina. Quindi, trasferiscili in Paraffina I, Paraffina II e Paraffina III per 0,5 ore ciascuno.
  4. Inclusione: Posizionare le ovaie impregnate di cera in uno stampo da inclusione. Regolare l'orientamento dei tessuti (con la superficie di taglio rivolta verso il basso). Versate la paraffina fusa nello stampo e lasciate raffreddare e solidificare.
  5. Sezionamento: Tagliare il blocco di paraffina in sezioni di 5 μm di spessore utilizzando un microtomo. Eseguire il sezionamento in serie e trasferire delicatamente il nastro con un pennello, assicurandosi che formi una banda uniforme e traslucida che si appiattisca senza distorsioni quando viene fatto galleggiare su un bagno d'acqua

8. Colorazione H&E

  1. Deceratura: Immergere le sezioni incluse in paraffina in Xilene I per 10 minuti. Quindi trasferire le sezioni in Xylene II e immergere per altri 10 minuti.
  2. Reidratazione: Far passare le sezioni attraverso una serie di soluzioni di etanolo di diverse concentrazioni in sequenza: etanolo al 100%, etanolo al 95%, etanolo all'85% ed etanolo al 75%, con un tempo di immersione di 5 minuti per ciascuna. Infine, sciacquare le sezioni con acqua distillata per 1 minuto.
  3. Colorazione con ematossilina: immergere le sezioni in una soluzione di colorazione con ematossilina per 5 minuti. Sciacquare le sezioni sotto l'acqua corrente per 30 s.
  4. Differenziazione: Immergere le sezioni in una soluzione di acido cloridrico-etanolo all'1% per 1-3 s. Sciacquare le sezioni sotto l'acqua corrente per 1-2 minuti.
  5. Colorazione citoplasmatica: Immergere in soluzione di eosina Y (1 min). Tamponare la macchia in eccesso con carta da filtro.
  6. Disidratazione: Passare le sezioni attraverso una serie di soluzioni di etanolo: etanolo all'85%, etanolo al 95% ed etanolo al 100% (due volte), con un tempo di immersione di 5 s per ciascuna.
  7. Sgombero: immergere le sezioni in xilene I per 5 minuti. Quindi trasferire le sezioni su Xylene II e immergere per altri 5 minuti.
  8. Montaggio: Far cadere la resina neutra sulla sezione macchiata. Posizionare con cura un vetrino coprioggetti sulla sezione.
  9. Conteggio dei follicoli: Osservare le sezioni colorate al microscopio. Contare e registrare il numero di follicoli nelle diverse fasi di sviluppo.

9. Immunoistochimica per la caspasi-3 nel tessuto ovarico

  1. Recupero dell'antigene: Posizionare le sezioni decerate e reidratate in un tampone di citrato di sodio (pH 6,0). Scaldare le sezioni in un forno a microonde ad alta potenza per 5 minuti. Quindi tirateli fuori e lasciateli raffreddare.
    1. Ripetere il processo di riscaldamento altre 2 volte, per un totale di 3 cicli di riscaldamento. Dopo il raffreddamento naturale, lavare le sezioni con PBS 3 volte, ogni volta per 5 minuti.
  2. Eliminazione della perossidasi endogena: aggiungere il 3% di H₂O₂ goccia a goccia sulle sezioni. Incubare le sezioni a temperatura ambiente al buio per 10 minuti. Lavare le sezioni con PBS 3 volte, ogni volta per 3 minuti.
  3. Blocco del siero e incubazione degli anticorpi: aggiungere l'anticorpo primario anti-caspasi-3 di coniglio goccia a goccia sulle sezioni. Incubare le sezioni in una scatola umida a 4 °C per una notte. Il giorno successivo, lasciare che le sezioni tornino a temperatura ambiente per 30 minuti. Lavare le sezioni con PBS 3 volte, ogni volta per 5 minuti.
  4. Sviluppo del colore, controcolorazione e montaggio: utilizzare DAB per lo sviluppo del colore, che di solito richiede circa 1-5 minuti. Controcolorare le sezioni con ematossilina per 2 minuti. Dopo la controcolorazione, lavare le sezioni per 5 minuti.
    1. Quindi mettere le sezioni in acqua di ammoniaca per 1 minuto per farle diventare blu. Infine, eseguire la disidratazione attraverso un gradiente di etanolo, pulire le sezioni e montarle.

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Risultati

Il processo di creazione del modello murino POI è illustrato nella Figura 2. Il peso corporeo e il ciclo estrale dei topi sono stati registrati a partire dal primo giorno di iniezione del farmaco. Dopo 15 giorni di iniezione di CTX, il tasso medio di declino del peso corporeo dei topi nel gruppo POI (3,717% ± 1,463%) era significativamente superiore a quello del gruppo BLANK (0,2526% ± 0,1469%) e del gruppo NS (0,4305% ± 0,2494%) (p < 0,0001). Non c'era alcuna differenza statisti...

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Discussione

L'insufficienza ovarica prematura (POI) influisce gravemente sulla salute fisica e sulla qualità della vita delle donne e la sua prevalenza globale aumenta di anno in anno. Tuttavia, al momento, mancano ancora metodi di trattamento sicuri ed efficaci per i POI. La creazione di un modello animale affidabile e riproducibile è fondamentale per far progredire la ricerca sui POI. Clinicamente, le cause dei POI sono diverse e i farmaci chemioterapici sono importanti fattori patogeni noti

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Dichiarazioni

Gli autori non hanno conflitti di interesse da rivelare.

Ringraziamenti

Gli autori riconoscono con gratitudine il sostegno finanziario ricevuto dalla Wu Jieping Medical Foundation attraverso il suo programma di finanziamento speciale per la ricerca clinica (sovvenzione n. 320.6750.17067). Riconosciamo anche con gratitudine la piattaforma di ricerca e il supporto tecnico forniti da Anhui Shendong Biotechnology Development Co., Ltd.

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Materiali

Elenco dei materiali utilizzati in questo articolo
NomeAziendaNumero di catalogoCommenti
4% paraformaldeideSangon Bioingegneria Co., LtdA500684-0500
75% di alcolShandong Dexinkang Medical Technology Co., Ltd200603
Etanolo anidroFabbrica di reagenti chimici Bengbu
Provette da centrifugaBiosharpBS-15-M
Tavolo freddoQuanlin MedicalQL-LT20230003
CotoneShandong Brilliance Co., Ltd20241008
Vetrini coprioggettiJiangsu Shitai Experimental Equipment Co., Ltd80312-3412
CiclofosfamideBaxter Oncology GmbH3K645A
DisidratatoreHubei Xiaogan Haikuo Medical Technology Co., LtdKH-TS
Macchina per tinturaHubei Xiaogan Haikuo Medical Technology Co., LtdKH-S101 
Soluzione colorante EA50Hubei Taikang Medical Equipment Co., LtdJ7EC20
Pinze per marchi auricolariShenzhen Ruiwode Scienze della Vita e TecnologiaCodice C22002-10
Sezionamento efficiente della paraffinaFornitore verificato - Tongxiang Hualing Cera Industry Co., Ltd20241018
Forno elettrico per l'essiccazione rapida (forno)Shanghai Yuejin Medical Equipment Co., LtdHCZF-11
Incubatrice ad acqua termostatica riscaldata elettricamenteShanghai Yuejin Medical Equipment Co., LtdHSW-600
Macchina per l'inclusionePrisstar Changzhou Medical Device Co., LtdPMB-A
Colorazione eosinaSewell Biotechnology Co., LtdG1005-2
Soluzione di differenziazione dell'ematossilinaSewell Biotechnology Co., LtdG1039-500ML
Soluzione colorante con ematossilinaSewell Biotechnology Co., LtdG1005-1
IsofluranoShandong Ante Animal Husbandry Technology Co., Ltd2024101501
microscopioAnhui Jiashang Biotechnology Co., LtdSQS-12P
Kit ELISA per l'ormone antimulleriano (AMH) di topoBiotecnologia HengyuanHB1334-MU
Kit di immunodosaggio enzimatico di topo estradiolo (E2)Biotecnologia HengyuanHB975-MU
Kit ELISA per ormone follicolo-stimolante (FSH) di topoBiotecnologia HengyuanHB967-MU
Gomma neutraNanchang Yulu Experimental Equipment Co., Ltd240504
Apparecchio patologico per sbiancamento dei tessutiPrisstar Changzhou Medical Device Co., LtdPHY-III
Tampone PBSBiosharpBL302A
Puntali per pipetteBiosharpBS-10-T
PipetteDalong Medical Equipment Co., LtdYE213AT0257922
Disidratatore rapido per tessutiHubei Xiaogan Haikuo Medical Technology Co., LtdKH-TS
affettatriceGheddyYD-315
DiapositiveJiangsu Shitai Experimental Equipment Co., Ltd80312-3161
Macchina per spalmareHubei Taikang Medical Equipment Co., Ltd131001305
Iniezione di cloruro di sodioWuhan Binhu Shuanghe Pharmaceutical Co., LtdCodice 240525K04
siringaJiangsu Zhiyu Medical Device Co., Ltd
Affettatrice vibranteShanghai Zhixin Instrument Co., LtdZQP-86
XileneTianjin Kaitong Chemical Reagent Co., Ltd20240102

Riferimenti

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