Allevamento di acari foretici associati a insetti noiosi del legno

Sommario

Qui, presentiamo un protocollo per stabilire e mantenere colture di laboratorio di acari foretici associati a insetti del legno, comprese le specie predatorie e fungivore, utilizzando un'unità di allevamento con fonti di cibo personalizzabili e metodi scalabili per la ricerca sperimentale o applicata.

Abstract

Gli acari foretici sono associati comuni a una vasta gamma di insetti che si nutrono del legno, come i Coleotteri: Curculionidae e Cerambycidae. Gli acari foretici sono tra i pochi gruppi di organismi in grado di accedere ai siti di riproduzione dei loro ospiti. Questi organismi sono minuscoli e stabiliscono strette associazioni e affinità per le condizioni biotiche e abiotiche all'interno delle gallerie degli insetti che scavano nel legno. La loro presenza all'interno delle gallerie può esercitare un'influenza significativa sul comportamento e sulla riproduzione dei coleotteri. Alcune specie possono agire come antagonisti naturali dei coleotteri e dei loro funghi mutualistici, interrompendo le relazioni simbiotiche che ne garantiscono il successo. Queste caratteristiche rendono gli acari foretici candidati promettenti per i programmi di controllo biologico mirati ai parassiti del legno. Tuttavia, sono necessari metodi riproducibili per l'allevamento di questi acari per studiare la loro biologia ed ecologia di base e valutare il loro potenziale come agenti di biocontrollo. Nonostante la loro importanza, attualmente non esistono protocolli dettagliati per il mantenimento delle popolazioni di acari foretici in cattività. Questo studio presenta un approccio pratico e accessibile per l'allevamento di due gruppi di acari foretici, fungivori/detritivori (Acari: Astigmata) (ad esempio, Histiogaster arborsignis) e predatori (Acari: Mesostigmata) (ad esempio, Proctolaelaps spp.). Proponiamo di utilizzare rispettivamente chicchi d'orzo arrotolati e nematodi come fonti nutrizionali per questi acari. Queste fonti di cibo sono pratiche e ampiamente accessibili, richiedono una manutenzione minima e offrono una dieta standardizzata su misura per le esigenze nutrizionali dei gruppi di acari target. Un supporto a base di gesso e carbone viene utilizzato come matrice di regolazione dell'umidità. Questa combinazione fornisce sia risorse alimentari che un microhabitat adatto per il mantenimento e la riproduzione a lungo termine di questi acari. Il metodo descritto è scalabile, consentendo ai ricercatori di espandere le unità di allevamento in proporzione alle dimensioni della colonia e ai requisiti sperimentali. Questo protocollo offre uno strumento fondamentale per far progredire la ricerca sui ruoli ecologici degli acari foretici. Questo sistema convalidato sperimentalmente garantisce la vitalità a lungo termine delle colonie per diversi mesi e più generazioni, pur rimanendo adattabile per l'allevamento di altri taxa di acari in condizioni di laboratorio.

Introduzione

Molti insetti che si nutrono del legno completano la maggior parte del loro ciclo vitale all'interno degli alberi, dove si nutrono e spesso agiscono come vettori di patogeni delle piante, ponendo seri rischi per l'agricoltura e gli ecosistemi forestali ^1,2. Tra i gruppi più dannosi ci sono i coleotteri invasivi delle famiglie Buprestidae, Cerambycidae, Bostrichidae e Curculionidae, che sono stati collegati a un'estesa mortalità degli alberi e a perdite economiche in tutto il mondo³. La Florida ospita oltre 35 specie di coleotteri ambrosia (Coleoptera: Curculionidae), con almeno 15 noti per infestare gli alberi di avocado ^4,5. Le specie comuni nei frutteti includono Xyleborinus saxesenii Ratzeburg, Xyleborus affinis (Eichhoff), X. bispinatus Eichhoff, X. ferrugineus (Fabricius), X. volvulus (Fabricius), X. gracilis (Eichhoff) e Xylosandrus crassiusculus (Motschulsky), spesso co-presenti nello stesso albero ^4,6. Questi coleotteri sono dannosi principalmente perché trasportano funghi simbiotici, alcuni dei quali sono patogeni per le piante⁷. L'agente patogeno più grave è l'Harringtonia lauricola, l'agente eziologico dell'avvizzimento dell'alloro, introdotto negli Stati Uniti con il suo vettore primario, Xyleborus glabratus Eichhoff, intorno al 2002 ^8,9. L'appassimento dell'alloro ha devastato l'industria dell'avocado della Florida e le Lauraceae autoctone, uccidendo oltre mezzo miliardo di alberi^10,11. Inoltre, H. lauricola si trova ora in associazione con diverse specie di coleotteri ambrosia, che funzionano come vettori alternativi nei sistemi di avocado dove X. glabratus è raro ^4,12.

Gli acari (Acari) sono artropodi molto diversi che occupano una vasta gamma di nicchie ecologiche. Tra questi, diversi gruppi sono sempre più riconosciuti per il loro potenziale come agenti di controllo biologico a causa del loro comportamento predatorio, degli alti tassi di riproduzione e della capacità di prosperare in vari ambienti, tra cui il suolo, le superfici delle piante e i prodotti immagazzinati. La loro capacità di sopprimere i focolai di parassiti in serre, vivai e campi agricoli sottolinea la loro importanza nei programmi di gestione integrata dei parassiti (IPM)^13,14. Ad esempio, la famiglia Phytoseiidae comprende diverse specie di notevole importanza nel controllo biologico, in particolare Neoseiulus californicus Berlese e Phytoseiulus persimilis Athias-Henriot, che sono ampiamente utilizzate per la soppressione degli acari (Acari: Tetranychidae) e dei tripidi nelle colture in serra e in campo¹⁵. Allo stesso modo, l'acaro laelapidico Stratiolaelaps scimitus è un agente di controllo biologico mirato a parassiti che vivono nel suolo come le larve di moscerini dei funghi e le pupe dei tripidi ed è ampiamente incorporato nei programmi di gestione integrata dei parassiti¹⁶. Gli acari foretici rappresentano un gruppo promettente in questo contesto. Questi acari si basano su associazioni temporanee con i loro ospiti per la dispersione e si trovano frequentemente all'interno delle gallerie o delle camere di covata di insetti che si nutrono del legno come la corteccia e i coleotteri dell'ambrosia 17,18,19.

La diversità degli acari foretici si estende sia alla morfologia che all'ecologia. Alcuni mostrano un comportamento alimentare fungivoro e detritivoro, mentre altri sono predatori. Considerando la loro vicinanza ai loro ospiti, gli acari foretici hanno il potenziale di sopprimere le popolazioni di insetti direttamente predandosi su uova e larve, danneggiandole fisicamente o indirettamente, interrompendo le associazioni simbiotiche degli insetti che si nutrono del legno 20,21,22,23.

Nonostante il crescente interesse per gli acari e i loro potenziali agenti di controllo biologico, lo sviluppo di protocolli di allevamento per loro rimane limitato. Alcuni studi hanno riportato metodi per l'allevamento di acari predatori a vita libera (Acari: Mesostigmata)^24,25; Tuttavia, le descrizioni spesso mancano di istruzioni per l'insediamento iniziale di colonie di acari, ponendo una sfida per i nuovi acarologi. Attualmente, non sono disponibili protocolli stabiliti per il mantenimento di colonie di laboratorio a lungo termine o per l'allevamento di acari foretici per uso sperimentale. Il protocollo presentato in questo studio affronta questa lacuna offrendo un metodo pratico, scalabile e riproducibile per l'allevamento di acari predatori (ad esempio, Mesostigmata) e fungivori/detritivori (ad esempio, Astigmata). Sebbene il protocollo sia descritto nel contesto degli acari foretici, è ampiamente applicabile ad altri acari e può essere facilmente adattato per soddisfare diversi obiettivi di ricerca. Ad esempio, gli acari Astigmata allevati con questo metodo possono fungere da prede fittizie per gli acari predatori^26,27.

Questo studio mirava a sviluppare e valutare un protocollo di allevamento standardizzato per gli acari foretici, nell'ipotesi che una combinazione di substrato e dieta ampiamente applicabile possa supportare la sopravvivenza e la riproduzione sostenute in diversi taxa di acari (Mesostigmata e Astigmata).

Protocollo

Il protocollo qui descritto è un adattamento aggiornato delle precedenti descrizioni delle tecniche di allevamento di massa per gli artropodi del suolo ^24,25. Include anche un nuovo metodo per l'allevamento di massa di acari foretici fungivori/detritivori (ad esempio, Astigmata) utilizzando sacchetti di plastica autoclavabili. I reagenti e le attrezzature utilizzate sono elencati nella Tabella dei Materiali.

1. Preparazione del substrato dell'unità di allevamento

1. Quando si inizia una coltura con 1-5 acari, utilizzare un barattolo con coperchio a vite da 5 ml per facilitare la visualizzazione degli acari durante l'insediamento della colonia. Per conoscere la dimensione iniziale del barattolo, calcolare circa 20 acari per 30 ml di volume del contenitore.
   NOTA: Ad esempio, quando si inizia una coltura con 5-20 acari, utilizzare un barattolo trasparente con coperchio a vite da 30 ml o più piccolo. Quando si inizia una coltura con 20-40 acari, utilizzare la dimensione successiva del barattolo (60 ml).
2. Preparare una miscela secca di 90 g di gesso di Parigi e 10 g di carbone attivo in polvere (9:1) in un becher autoclavabile da 500 mL. Mescolare la polvere fino a quando non sarà completamente amalgamata prima della sterilizzazione in autoclave.
3. Coprire il becher con un foglio di alluminio per evitare che l'acqua penetri nel contenitore durante il processo di sterilizzazione in autoclave.
4. Preparare una miscela di pezzi di corteccia biologica e muschio di sfagno (2:1) in un becher autoclavabile. Preparate abbastanza da coprire circa la metà del contenitore di allevamento.
   NOTA: Ad esempio, quando si prepara un contenitore da 120 ml, preparare circa 60 ml di substrato.
5. Coprire il becher con un foglio di alluminio per evitare che l'acqua penetri nel contenitore durante il processo di sterilizzazione in autoclave.
6. Versare 500 ml di acqua distillata in un becher autoclavabile.
7. Coprire il bicchiere con un foglio di alluminio.
8. Autoclavare in autoclave la miscela secca, la miscela di corteccia e muschio e l'acqua distillata in becher coperti separati. Impostare l'autoclave per 30 minuti a 121 °C e 15 psi, con un tempo di asciugatura di 30 minuti.
9. Lasciare raffreddare i materiali a temperatura ambiente (25 °C) per circa 1 ora. Lasciare tutti i materiali coperti con un foglio durante il raffreddamento.
10. Una volta raffreddato, versare 50 ml di acqua distillata autoclavata nella miscela di carbone attivo e gesso alla volta, mescolando la miscela ogni volta che viene aggiunta altra acqua. Ripetere il processo fino a ottenere una consistenza cremosa (la consistenza ideale è simile alla maionese).
11. Versate subito il composto sul fondo del barattolo e picchiettatelo delicatamente un paio di volte contro una superficie piana per eliminare le bolle d'aria. Versare quanto basta per creare uno strato di 1 cm di composto.
    NOTA: Se si utilizza un barattolo più piccolo di 30 ml, regolare lo spessore dello strato a circa il 25% dell'altezza del barattolo.
12. Attendere che il composto si asciughi completamente (circa 6 h) (Figura 1A,B).
13. Aggiungere acqua distillata allo strato inferiore fino a quando non diventa di un grigio più scuro. Aggiungere acqua a sufficienza per saturare questo strato senza bagnare la superficie. Se viene versata una quantità eccessiva di acqua, utilizzare un tovagliolo di carta per assorbire l'acqua in eccesso.
14. Aggiungere la miscela autoclavata di pezzi di corteccia biologica e muschio di sfagno (2:1) all'unità di allevamento. Aggiungere una quantità sufficiente a coprire metà o meno dell'unità di allevamento (Figura 1C).
    NOTA: Se si inizia una coltura con 1-5 acari, aggiungere un singolo pezzetto di corteccia e/o un filo di muschio di sfagno per facilitare la visualizzazione degli acari durante l'insediamento della colonia (Figura 2A).

2. Preparazione di un coperchio ventilato

1. Praticare un foro al centro del coperchio del barattolo. Per un barattolo da 30 ml, praticare un foro di 1 cm di diametro. Per contenitori più grandi, aumentare le dimensioni del foro a una velocità di circa 2 mm di diametro per ogni aumento di 30 ml del volume del contenitore (ad esempio, foro di 1,2 mm di diametro per un contenitore da 60 ml, 1,4 mm per un contenitore da 90 ml, ecc.).
   NOTA: Quando si utilizza un barattolo di dimensioni inferiori a 30 ml, non è consigliabile praticare un foro nel coperchio, poiché il substrato si asciugherà rapidamente (Figura 2B). Assicurarsi che il contenitore venga aperto ogni 2 giorni per il ricambio d'aria.
2. Usa la colla a caldo per applicare una rete antiacaro (apertura di 80 μm o meno) sopra il foro. Applicare la colla a caldo attorno al foro su entrambi i lati del coperchio per assicurarsi che tutte le fessure siano coperte (Figura 1D).

3. Fonte di cibo e trasferimento di acari foretici

1. Offri piccole macchie (circa il 20% della superficie) di prede/cibo separatamente nell'unità di allevamento.
   NOTA: Determinare la fonte di cibo in base alle abitudini alimentari dell'acaro allevato. Per gli acari predatori (ad esempio, Mesostigmata), offrire nematodi e/o larve e uova di acari Astigmata (ad esempio, Aleuroglyphus ovatus oThyreophagus entomophagus)²⁷. Il nematode più accessibile e facile da coltivare per nutrire gli acari predatori è il microworm (Panagrellus spp.). (Nematoda: Panagrolaimidae), prontamente disponibile in commercio per l'uso come fonte di cibo per gli avannotti di pesce. In alternativa, utilizzare nematodi entomopatogeni disponibili in commercio, come Steinernema spp. e Heterorhabditis ^spp.28. Per i fungivori/detritivori (ad esempio, Astigmata), offri chicchi d'orzo arrotolati e fiocchi d'avena.
2. Trasferire gli acari nell'unità di allevamento utilizzando un pennello fine.
3. Etichettare le culture. Scrivi i nomi scientifici e comuni (se disponibili), la data, il luogo di raccolta e l'ospite.
4. Dopo 24 ore, osservare gli acari allo stereomicroscopio per determinare quale preda/alimento è preferito da loro.
5. Mantenere le colture a una temperatura compresa tra 25 e 27 °C in completa oscurità.

4. Raccolta di ostie e acari foretici

1. Scegli e individua gli ospiti foretici. Molti coleotteri del legno e altri insetti fungono da ospiti foretici degli acari. Aree di ricognizione e nicchie ecologiche specifiche occupate dall'ospite foretico.
2. Raccogli gli ospiti utilizzando metodi che consentano agli acari foretici di rimanere in vita dopo la raccolta, come l'esca, la cattura, la raccolta con reti e/o la raccolta a mano. Evita di usare agenti letidi.
   NOTA: Il metodo di raccolta dipenderà dall'ospite foretico. Ad esempio, i coleotteri della corteccia e dell'ambrosia possono essere raccolti utilizzando trappole a imbuto Lindgren, scavando manualmente i tronchi o posizionando i tronchi infestati in contenitori che fungono da camere di emergenza²⁹.
3. Trasferire le ostie foretiche in laboratorio.
4. Utilizzare uno stereomicroscopio (40-200x) per localizzare gli acari foretici sul corpo dell'ospite.
   NOTA: Gli acari foretici sono comunemente attaccati alle ali di coleottero (elitre), alla cuticola morbida (cioè tra le zampe e i segmenti del corpo), al torace e sotto le elitre.
5. Dopo aver preparato l'unità di allevamento (dopo la fase 2, la fase 3 e la fase 4), estrarre con cura gli acari dal corpo degli ospiti utilizzando un pennello fine.
6. Esaminare gli individui raccolti allo stereomicroscopio (40-200×) per verificare che tutti gli acari aggiunti all'unità di allevamento siano morfologicamente uniformi. Se vengono rilevati più morfotipi, separarli e stabilire unità di allevamento individuali per ogni morfotipo distinto.
7. Trasferire gli acari foretici nell'unità di allevamento utilizzando un pennello fine.

5. Mantenimento della cultura

1. Osservare le colture allo stereomicroscopio (40-200×) ogni 2 giorni. Verificare la presenza di segni di contaminazione con sporofiti (muffe), altri acari e batteri.
2. Elimina manualmente la contaminazione utilizzando uno strumento sterilizzato come una pinza. Le piccole escrescenze di muffe possono essere gestite applicando delicatamente il 70% di EtOH direttamente sulle ife con un pennello. Elimina tutti gli acari non riconosciuti.
   NOTA: Alcune fasi della vita degli acari sembrano morfologicamente distinte da altre. Ad esempio, molti acari astigmatidi producono deutoniinfe foretiche (hypopi) che non hanno alcuna somiglianza con altre fasi della vita. Ricerca la letteratura per le differenze morfologiche tra le fasi di vita dell'acaro allevato.
3. Reintegrare la fonte di cibo. Aggiungere il cibo sufficiente da consumare prima del successivo mantenimento della coltura per evitare di sporcare l'unità di allevamento.
4. Aggiungere acqua distillata sul fondo dell'unità sperimentale per mantenere alta l'umidità (>75%). Utilizzare una pipetta per aggiungere acqua con incrementi di 1 ml. Aggiungere abbastanza acqua per saturare questo strato senza bagnare la superficie (lucida). Se la superficie diventa eccessivamente umida, utilizzare un tovagliolo di carta per assorbire l'acqua in eccesso fino a quando la superficie non diventa opaca.
   NOTA: Man mano che lo strato assorbe l'acqua, diventerà di un grigio più scuro.
5. Una volta alla settimana, agitare delicatamente l'unità di allevamento per evitare la compattazione del substrato. Questo passaggio è importante per le colture conservate in contenitori di dimensioni superiori a 500 ml.

6. Aumentare le colture di acari foretici predatori

1. Dopo 2-4 settimane dall'insediamento della coltura, o quando la coltura è satura di acari, preparare un barattolo di dimensioni maggiori dotato di preda seguendo i passaggi descritti sopra. Per conoscere la dimensione del barattolo necessario, stimare il numero di acari da trasferire e utilizzare la regola di 20 acari per 30 ml.
   NOTA: Quando la coltura è satura di acari, inizieranno a strisciare sopra il substrato e sul coperchio. Questo è in genere il momento di eseguire l'upscaling delle impostazioni cultura in un contenitore più grande.
2. Trasferisci tutto il substrato con gli acari dal vecchio barattolo a quello nuovo.
3. Capovolgi il vecchio barattolo sopra il nuovo barattolo e picchietta il fondo per rimuovere gli acari dalla vecchia arena sulla nuova unità di allevamento.
4. Se nel vecchio barattolo è rimasto un numero considerevole di acari, trasferirli manualmente con un pennello fine.

7. Aumento delle colture di fungivori/detritivori fino all'allevamento di massa di sacchetti di plastica

NOTA: Poiché gli acari fungivori/detritivori consumano i chicchi, il loro escremento e la materia organica in decomposizione possono sporcare rapidamente il substrato di allevamento, rendendo le condizioni dannose per gli acari. Pertanto, si consigliano piccole unità di allevamento, fino a un barattolo da 120 ml, per mantenere piccole colonie di acari fungivori. Per l'aumento di scala o l'allevamento di massa di acari fungivori, si consigliano sacchetti autoclavabili con orzo arrotolato.

1. Aggiungere 100 g di fiocchi d'orzo o avena in un sacchetto filtrato autoclavabile di 19 cm x 19 cm x 32 cm (comunemente usato per la coltivazione di funghi) (Figura 3).
2. Aggiungere 25 ml di acqua distillata ai chicchi.
3. Chiudere il sacchetto senza stringere in modo che non scoppi nell'autoclave.
4. Autoclavare la sacca con il ciclo Liquid 30 (121 °C).
5. Attendere che i chicchi si raffreddino completamente prima di introdurre gli acari.
   NOTA: I chicchi devono essere morbidi e umidi dopo essere stati sterilizzati in autoclave. La quantità iniziale di acqua potrebbe dipendere dal tipo di grano e dalla marca, a causa delle differenze nel modo in cui vengono lavorati. Il volume di acqua aggiunto ai grani può essere regolato aumentandolo o diminuendolo di 5-10 ml rispetto alla raccomandazione del protocollo (25 ml). Ad esempio, se i chicchi sembrano completamente asciutti, aggiungere 5-10 ml di acqua in più prima della sterilizzazione in autoclave. Se è presente acqua visibile sul fondo della sacca, ridurre la quantità di acqua aggiunta prima della sterilizzazione in autoclave di 5-10 ml.
6. Trasferisci gli acari dal barattolo di allevamento al sacchetto. Usa un cucchiaino piccolo o equivalente per raccogliere un mix di tutte le fasi della vita dalla superficie. Trasferire solo gli acari con il substrato di grano. Non trasferire i pezzi di corteccia e muschio di sfagno , poiché sono fonti di contaminazione da muffe.
7. Sigillare il sacchetto utilizzando un sigillante per sacchetti di plastica a caldo.
8. Conservare le colture a una temperatura compresa tra 25 e 27 °C, preferibilmente al buio.

8. Mantenimento della coltura di fungivori/detritivori in sacchetti di plastica

1. Man mano che gli acari consumano i chicchi, questi vengono trasformati in polvere e tendono a compattarsi. Agitare i sacchetti due volte a settimana per assicurarsi che il substrato alimentare sia aerato e mescolato.
2. Quando la maggior parte (>75%) dei chicchi è stata consumata o se c'è contaminazione con funghi o batteri, preparare un nuovo sacchetto seguendo il passaggio 8.
3. Trasferisci gli acari nella nuova borsa. Assicurarsi di trasferire il substrato in polvere, poiché avrà la più alta concentrazione di acari.
   NOTA: Il tempo in cui gli acari devono essere lasciati nel sacchetto prima di essere trasferiti in uno nuovo dipenderà dalla specie di acaro in questione, dal numero iniziale di acari introdotti e dalla temperatura a cui vengono mantenuti. Nella maggior parte dei casi, le borse dureranno per circa tre settimane prima di dover essere sostituite.

9. Ispezione mensile delle colonie

1. Una volta al mese, preparare vetrini da microscopio di 5-10 acari adulti nella colonia utilizzando il terreno di Hoyer³⁰.
2. Controllare i campioni al microscopio (400-1000x) per assicurarsi che la specie di acaro allevata non sia stata sostituita da un contaminante.

Risultati

Il protocollo descritto in questo manoscritto ha supportato efficacemente la crescita e la riproduzione di due specie di acari predatori, Lasioseius safroi (Mesostigmata: Blattisociidae) e Proctolaelaps sp. (Mesostigmata: Melicharidae), e di una specie fungivora/detritivora, Histiogaster arborsignis (Astigmata: Acaridae), in condizioni di laboratorio. Dieci colonie (repliche) sono state preparate per ogni specie di acaro. Ogni colonia è stata avviata con cinque individui tenuti in arene da 5 ml...

Discussione

Il presente studio dimostra che il protocollo di allevamento proposto ha supportato efficacemente la sopravvivenza e la riproduzione sia degli acari predatori (Lasioseius safroi e Proctolaelaps sp.) che di una specie fungivora/detritivora (Histiogaster arborsignis) in condizioni di laboratorio controllate. Nel periodo di 14 giorni sono stati registrati aumenti sostanziali della popolazione, con dimensioni medie delle colonie superiori a 200 individui dopo il pa...

Materiali

Elenco dei materiali utilizzati in questo articolo

Nome	Azienda	Numero di catalogo	Commenti
Contenitori trasparenti da 5 mL con coperchio	Amazzonia - Medsuo	‎ Y-ZS-11-299
Set di pennelli sottili per dettagli 6 pz	Amazon - Transon	SJGGX6
Foglio di alluminio per tutti i giorni	Involucro di Reynolds	https://www.reynoldsbrands.com/products/aluminum-foil/standard-foil?gad_source=1&gad_campaignid=19 457576830& gbraid=0AAAAADmFV MecGX9nzTc8tAkfL1_tRwqyv& gclid=Cj0KCQjwhafEBhCcARIs AEGZEKLB5fdLiDNOqPXlxtZA -ZlGEYQjzLX5w7KmrTzF6-_ q8sabcwroobIaAlmPEALw_wcB
Sigillante per sacchetti di calore a impulsi	Amazon - runruii	619438296390
Strisce filtranti multiple Sacchetto autoclavabile	Amazon - Sacchetti Microsac	B076C2KTMD
Carbone attivo di cocco biologico (polvere) per uso alimentare	Amazon - Belle Chemical	AC - 01
Gesso di Parigi (Polvere)	DAP	10318
Corteccia di Repti	Zoo Med	RB4
Fiocchi d'orzo arrotolati	Amazzonia - Fattorie di Mulberry Lane	B015EURFTY
Fiocchi d'avena	Quacchero	30000562314
Muschio di sfagno	Amazon - Riare	B0B1TCJQ6R
Filo intrecciato in acciaio inossidabile 200 Mesh	TIMESETL	TXJ-484-US
Steris Amsco Lab 250	Steris	RSLAB250
Verme di Walter - Coltura di Panagrellus silusioides	Amazon - Le rane di Josh	B08XY3LM46
Barattoli di plastica a bocca larga rotondi trasparenti con coperchi neri	Amazon - Momento eterno	734172973182	Disponibili da 30 a 250 mL