Articolo metodologico

Cannulazione inguinale per stabilire la circolazione extracorporea nel modello adulto di suini

DOI:

10.3791/69148

⸱

30 gennaio 2026

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Cardiac Surgery, University Hospital of Heidelberg, 2HFU Furtwangen, University of Furtwangen, 3Department of Neurology, University Hospital Carl von Ossietzky of Oldenburg, 4Department of Cardiac Surgery, University Hospital of Münster

In questo articolo

Sommario

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Questo articolo descrive l'instaurazione della circolazione extracorporea tramite la cannulazione inguinale e spiega i vantaggi e gli svantaggi associati a questa tecnica.

Abstract

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Grazie ai rapporti di dimensioni simili, i modelli suini adulti sono adatti per studi di fisiologia cardiovascolare e circolatoria sulla circolazione extracorporea. Come standard, il collegamento con il bypass cardiopolmonare (CBP) viene stabilito tramite una sternotomia e una cannulazione di grandi vasi. Tuttavia, possono sorgere problemi durante l'implementazione metodica, ad esempio a causa di un situs piccolo, vasi difficili da vedere o anomalie vascolari con un'aorta piccola. Una rottura aortica iatrogenica può portare alla cessazione dell'esperimento. Pertanto, è necessario un accesso ulteriore e sicuro tramite i vasi inguinali. Una macchina cuore-polmone con un set usa e getta (ossigenatore a fibre cave con capacità di perfusione fino a 3,5 l/min) viene utilizzata nello studio in vivo. Per la cannulazione inguinale, l'arteria e la vena femorale vengono dissezionate nell'inguine destro. A 14-16 in francese (Fr.). Per la cannula Edwards Heartport e una cannula femorale SAP 22-Fr. sono utilizzate per la canulazione. La canulazione viene eseguita utilizzando la tecnica di Seldinger. La canulazione inguinale ha portato a un numero significativamente inferiore di esperimenti abortiti negli studi su grandi animali e ha permesso un migliore sollievo del cuore durante la dissezione. La cannulazione inguinale per stabilire una circolazione extracorporea in uno studio su modelli animali di grandi dimensioni rappresenta un approccio sicuro. Provoca un trauma minimo all'aorta e una migliore visibilità nel torace. Inoltre, questo accesso consente la chirurgia cardiaca minimamente invasiva. L'attenzione è anche sugli aspetti etici degli esperimenti sugli animali e sul relativo successo sperimentale.

Introduzione

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

I modelli suini in vivo sono adatti per studi di fisiologia cardiovascolare e circolatoria grazie alle loro proprietà anatomiche e fisiologiche comparabili. L'instaurazione della circolazione extracorporea non è problematica anche grazie ai rapporti tra dimensioni e peso. Ciò significa che possono essere condotti studi approfonditi su varie questioni in vivo. Questo vale in particolare per gli studi sull'uso di una macchina cuore-polmone e sull'associazione dell'istituzione di un circuitoextracorporeo 1,2. L'obiettivo del metodo qui presentato è fornire una piattaforma sperimentale per la circolazione extracorporea nei maiali utilizzando vasi inguinali. Questo fornisce un approccio meno invasivo rispetto alla canulazione centrale tramite una sternotomia mediana. Inoltre, la canulazione dei vasi inguinali è sempre più utilizzata per la chirurgia cardiaca minimamente invasiva e per il supporto circolatorio meccanicotemporaneo 3,4. Quindi, questo metodo può essere utile per la ricerca che si concentra specificamente su questi ambiti.

Quando si stabilisce un circuito extracorporeo, l'aorta e l'atrio sono utilizzati come standard per la canulazione. L'accesso tramite l'aorta in particolare può essere complicato da cambiamenti morfologici nel tessuto aortico, da una breve aorta ascendente o da un cuore ingrossato in un piccolo situ, che ostacola la vista dell'aorta (Figura 1A-B). Nei maiali, l'aorta è spesso particolarmente piccola, corta e situata dorsalmente rispetto all'arteria polmonare principale. Il rischio di rottura aortica iatrogenica da manipolazione durante la canulazione può essere la conseguenza. Pertanto, è necessario un altro accesso sicuro arterioso e venoso. Questo può essere ottenuto tramite cannulazione dei vasi femori. Negli animali di grandi dimensioni (genere maiale domestico), i diametri dei vasi inguinali variano tra 6 e 8 mm (arteria femorale comune) e tra 10 e 12 mm (vena femorale). Per garantire una perfusione sufficiente degli organi nell'animale di prova (40-60 kg), si utilizza una cannula Fr. Edwards 14-16 (Figura 2A) per la cannula arteriosa e una cannula Fr. Sorin 22 (Figura 2B) per la cannulavenosa 5.

Accesso limitato. Accedi o avvia una prova gratuita per visualizzare questo contenuto.

Protocollo

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Tutti gli esperimenti su grandi animali su maiali (età 3-4 mesi; sesso: maschio e femmina; peso 40-60 kg; maiali domestici), dopo un'attenta revisione, sono stati approvati dal Consiglio Regionale di Karlsruhe il 10 ottobre 2022, con il fascicolo numero 35.-9185.81/G-96/22. Questa è una procedura terminale; Tutti gli animali sono stati soppressi al termine della procedura.

1. Anestesia e preparazione degli animali

  1. La premedicina viene sempre svolta presso la nostra facoltà presso il Centro di Ricerca Biomedica Interfacoltacolare. Premedicare l'animale da laboratorio con 0,075 mL/kg midazolam cloridrato (5 mg/mL) e 0,225 mL/kg ketamina (100 mg/mL) prima di portarlo in sala operatoria.
  2. Inserire un catetere venoso residente nella vena dell'orecchio, attraverso il quale somministrare analgesia con 0,56 mg/kg di peso corporeo/0,5 h di piritramide e un volume di Sterofundin 1/1.
  3. Fissa tutte le estremità con una garza sul tavolo operatorio.
  4. Applicare un ECG a 5 derivazioni al torace e all'addome per l'analisi del ritmo, una sonda di temperatura per il livello rettale e un pulsossimetro alla mucosa nasale per il monitoraggio 6,7,8,9.

2. Intubazione e ventilazione

  1. Assicurare le vie aeree tramite intubazione e avviare la ventilazione a pressione controllata.
  2. Usa le seguenti impostazioni di ventilazione sotto controllo di pressione usando un respiratore. Le impostazioni iniziali sono le seguenti:
    FiO 2 0.6-0.8
    Frequenza respiratoria di 12-18/min
    Volume minimo respiratorio di circa 0,2 L/min/kg
  3. Utilizzando queste impostazioni, punta a unCO2 di 35-40 mmHg, unpaO2 di 150-200 mmHg e un metabolismo respiratorio normale con un pH di 7,35-7,45. Valutare regolarmente la ventilazione con analisi del gas ematico 7,8,9.

3. Mantenimento dell'anestesia

  1. Mantieni l'anestesia con sevoflurano 1,5% (somministrato tramite ventilazione) o propofol 1%, 8 mg/kg p./h. Se la profondità dell'anestesia è insufficiente, aumentare la dose di sevoflurano al 2,0% o somministrare un bolus di propofolo di 2-4 mg/kg di peso corporeo. I segni di anestesia insufficiente includono risveglio intraoperatorio, reazioni dolorose, movimento, respirazione dell'animale, battito cardiaco accelerato, ipertensione arteriosa, ecc. Il dexpantenolo viene usato per prevenire la secchezza della congiuntiva degliocchi 7,8,9,10.

4. Misurazione della pressione arteriosa e grande accesso venoso centrale

  1. Per il monitoraggio arterioso, si apri l'inguine sinistro (la procedura è descritta nella sezione 5.4), esponi l'arteria femorale e inserisci un catetere a pressione tramite una puntura. La curva di pressione viene visualizzata tramite un trasduttore di pressione.
  2. Punta a una pressione arteriosa media (MAP) di 50-60mmHg 6. Per mantenere la MAP, somministrare volume o noradrenalina.
  3. Assicurare l'accesso a grande volume di lumen esterno mediante una preparazione aperta della vena giugulare. Questo catetere ha due accessi per il volume: uno per la sostituzione volutrice e uno per il monitoraggio della pressione venosa centrale (8-12 mmHg). Questa pressione, così come quella arteriosa, viene mostrata tramite il trasduttore.
  4. Inserire un catetere residente transuretrale per valutare l'emissione di urina. Bilancia il volume usando una sacca perurina 6.

5. Procedura operatoria

  1. Prima di iniziare l'intervento, segnare le aree da operare (vie di accesso standardizzate in chirurgia cardiaca) con una penna insolubile in acqua (guida per incisione; Figura 3). Copri tutte le aree non rilevanti con tenda chirurgica blu.
  2. Prepara il tavolo operatorio con tutti gli strumenti (Figura 4).
  3. Sternotomia mediana
    1. Eseguire un'incisione longitudinale della pelle sopra la linea mediana sternale, poi dividere gli strati sottocutaneo, il muscolo pettorale e il periosteo sternale utilizzando l'elettrocauterizzazione.
    2. Esponi la linea mediana sternale per la sternotomia mediana. Assicurati che la fossa giugulare e il processo xifoide siano ben definiti, e seziona la superficie retrosternale in modo semplice con un dito.
    3. Dopodiché, dividere lo sterno longitudinalmente con una sega sternale. Assicurati l'emostasi utilizzando l'elettrocauterizzazione sul periosto e applicando cera ossea. Inserisci il retrattore sternale.
    4. Espone il tessuto adiposo sottostante e il timo. Apri il pericardio longitudinalmente e posiziona suture di sstay pericardiche (mersilina 0) per creare un pozzo pericardico.
    5. Ispeziona attentamente il situs e il cuore. I passaggi finali avvengono dopo la canulazione inguinale. Per prima cosa, mobilita l'aorta ascendente e l'arteria polmonare e posiziona una sutura a cordone (polipropilene 4,0 RB-1) per la cannula della cardioplegia.
    6. Dissezionare l'aorta libera circonferenzialmente nell'area daclampare 11.
  4. Preparazione dei vasi inguinali
    1. Eseguire un'incisione longitudinale sulla pelle (inguinale) e tagliare il tessuto adiposo cutaneo usando l'elettrocauterizzazione (Figura 5A-H). Espandi il tessuto con un retrattore di tessuti.
    2. Dissezionare lungo il muscolo gracile e la fascia dell'adduttore femorale muscolare con forbici sezionatrici per esporre l'arteria femorale e la vena tra i muscoli. Poi infila le imboccazioni con un elastico rosso e blu.
    3. Per fissare la cannula nella nave, avvolgi un filo di seta attorno alla vasca e fissala con un laccioemostatico 12.
  5. Posizione della cannula: Per comprendere meglio la posizione della cannula intravascolare, posizionare le canule venosa e arteriosa sull'animale di prova (vedi diagramma illustrativo, Figura 6)12.
  6. Canulazione venosa
    1. Utilizzare una cannula 22 Fr. Seldinger e un set di punture per la canulazione della vena femorale. Il set per punture è composto da un filo lungo 180 cm, una cannula per punture e dilatatori (Figura 7A).
    2. Lo schema è mostrato nella Figura 8A-E12. Posizionare una sutura a borsa con polipropilene 5.0 RP-2 e perforare la vena con una cannula a puntura 18 GA.
    3. Inserire il filo nel vaso (vena femorale) tramite la cannula usando l'ausilio di inserimento. Assicurati che il filo possa essere spinto avanti e indietro in modo morbido.
    4. Avanza il filo nella vena cava superiore. La posizione può essere controllata tramite palpazione o ecocardiogramma.
    5. Rimuovi la cannula e comprimi leggermente il punto della puntura con una garza (evita la perdita di sangue). Dilatare con attenzione il sito della puntura con i vari dilatatori (inizia dal più piccolo); Il filo deve essere tenuto teso in ogni momento.
    6. Infila la cannula e spingi il filo inferiore e teso nel recipiente fino al livello atriale e fai un anello nella sutura della tasca del tabacco. Quando il torace è aperto, la posizione della vena cava superiore deve essere controllata. Questo è necessario per drenare il sangue venoso dalla vena cava superiore e inferiore e per alleviare adeguatamente il cuore.
    7. Fissa la cannula alla sutura della tasca del tabacco con seta. Estrai con attenzione il filo e l'ingresso della cannula, ventila con sangue antegrado e stringi con una pinza tubore. Poi collega la cannula al connettore da 1/2" e al tubo da 1/2" 3x32 del CPB.
  7. Canulazione arteriosa
    1. Usa una cannula 14-16 Fr. Seldinger e un set di puntura per la cannula dell'arteria femorale. Quest'ultimo consiste in un filo lungo 100 cm, una cannula per punture e dilatatori (Figura 7B).
    2. La procedura è la stessa della canulazionevenosa 12. Prepara le suture del cordone della borsa (polipropilene RB-1 4-0) e inserisci la cannula per la puntura.
    3. Inserisci il filo sopra la cannula e rimuovi la cannula. Dilatare il sito della puntura con i singoli dilatatori (12 Fr. e 14 Fr.) e inserire la cannula arteriosa 16 Fr.
    4. Rimuovi il filo e l'ingresso, sgonfia retrogradamente e clampa. Poi collega la cannula al connettore da 3/8" e al tubo 3x32 da 3/8" della macchina cuore-polmone e fissala al tessuto.
  8. Collegamento con il bypass cardiopolmonare
    1. Dopo aver collegato il bypass cardiopolmonare ai vasi inguinali, avvia il circuito extracorporeo (Figura 9A e Video 1). A causa della piccola differenza di altezza tra la cannula venosa e il serbatoio, il drenaggio venoso spesso necessita di essere sostenuto da una aspirazione attiva. Questa aspirazione è di circa -60---80 mmHg ed è generata da una pompa a rulli. Visualizza l'aspirazione misurando la pressione sul tubo venoso usando un trasduttoredi pressione 13,14,15.

Accesso limitato. Accedi o avvia una prova gratuita per visualizzare questo contenuto.

Risultati

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Il cambiamento nel tipo di cannulazione per stabilire la circolazione extracorporea, dalla canulazione centrale toracica alla canulazione inguinale, non ha portato a una rottura aortica iatrogenica negli esperimenti sugli animali (Tabella 1). Il contesto di ciò è uno studio sugli animali in cui sono stati operati 18 maiali per gruppo. Nelle prime 15 procedure, sei maiali hanno subito una rottura aortica iatrogenica dopo la canulazione centrale, motivo per cui l'esperimen...

Accesso limitato. Accedi o avvia una prova gratuita per visualizzare questo contenuto.

Discussione

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

La chirurgia cardiaca sperimentale è oggi indispensabile. I possibili obiettivi includono la valutazione della funzione della pompa ventricolare sinistra sotto somministrazione di vari farmaci e le loro proprietà farmacocinetiche, l'ottimizzazione delle procedure chirurgiche e la perfusione nella circolazione extracorporea. I modelli di maiale adulto sono molto adatti a questo scopo grazie alle loro caratteristiche cardiovascolari e fisiologiche.

Accesso limitato. Accedi o avvia una prova gratuita per visualizzare questo contenuto.

Dichiarazioni

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

L'autore o gli autori non hanno dichiarato alcun potenziale conflitto di interesse riguardo alla ricerca, autorialità e/o pubblicazione di questo articolo.

Ringraziamenti

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Questo lavoro è stato sostenuto dal gruppo di ricerca Andreas Möbius, Influence of Sevoflurane bs. Propofol nel bypass cardiopolmonare sulla microcircolazione estrema e sulla funzione cardiopolmonare negli esperimenti sui suini (35-9185.81/G-96/22).

Accesso limitato. Accedi o avvia una prova gratuita per visualizzare questo contenuto.

Materiali

Elenco dei materiali utilizzati in questo articolo
NomeAziendaNumero di catalogoCommenti
Dexpantenolo 5%BayerPZN AT-2424276Anestesia
HLM Set Trilly AF KinderEurosetAG71155Set usa e getta per macchine cuore-polmone
Ketamin 5mg/mlPfizerPZN 01395650Anestesia
Mersilene 0EthiconR844Suture a smorzo pericardico
Midazolam 5mg/5mlHamelnPZN 05918501Anestesia
Perkutanes Einfü HRKIT 100 cmMaquetPIK 100Set di punture arterie
Piritramid 15mg/mlPiramalPZN 01312724Anestesia
Polipropilene 4,0 RB-1 (Prolene)ETHICON8710HRivestimento della tasca per tabacco sul recipiente
Cannula per perfusione arteriosa PotiSite 16 fr.EdwardsFLK0012Cannula inguinale arteriosa
Propofol 1% 200mg/20mlFresenius KABIPZN 18116200Anestesia
RAP Cannula Venosa Femorale 22 Fr. LivaNova200-100Cannula inguinale venosa
Kit di accesso Revas Dual Lumen 180 cmFreelifeFLK0012Set di punture venosa
Seide 75 cmResorbaG850Nper fissare la cannula intorno alla nave
Sevofluran 100% /V/V) 250mlSEVOranePZN 03796821Anestesia
Silikon-Loops 2,5 mm bluSERAG WiessnerSL27per la preparazione della vena
Silikon-Loops 2,5 mm rossoSERAG WiessnerSL26per la preparazione dell'arteria
Sterofundin ISO 1/1 E ISOB/BRAUNPZN 01078955Volume
Kit Laccio Emostatico 7 Fr. Medtronic79005per fissare le cannule alla vasca

Riferimenti

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Hubert, M. B., Salazkin, I., Desjardins, J., Blaise, G. Cardiopulmonary bypass surgery in swine: a research model. J Exp Anim Sci. 42 (3), 135-149 (2003).
  2. Mickelson, H. E., et al. Swine as a Model for Cardiovascular Research: Improved Cardiopulmonary Bypass Techniques. J Invest Surg. 3 (3), 253-260 (1990).
  3. Glower, D. D., et al. Comparison of direct aortic and femoral cannulation for port-access cardiac operations. Ann Thorac Surg. 68, (1999).
  4. Bastopcu, M., Senay, S., Güllü, A., Kocyigit, M., Alhan, C. Percutaneous cannulation for cardiopulmonary bypass in robotic mitral valve surgery with zero groin complications. J Card Surg. 37 (2), (2022).
  5. Neuzil, P., et al. Direct comparison of percutaneous circulatory support systems during specific haemodynamic conditions. Eur Heart J Suppl. 5 (6), 1202-1206 (2010).
  6. Larsen, R. Anesthesia during operations using a heart-lung machine. Anesthesia Intens Care Med Cardiac Thorac Vasc Surg. , (2017).
  7. Regulation on the protection of animals used for experimental or other scientific purposes (Animal Welfare Experimental Animals Regulation - TierSchVersV). , https://www.gesetze-im-internet.de/tierschversv/BJNR312600013.html (2025).
  8. Hubrecht, R. Guide for the Care and Use of Laboratory Animals. , Eighth Edition 2011, National Research Council of the National Academies. Washington DC, USA. (2011).
  9. du Sert, N. P., et al. Reporting animal research: Explanation and elaboration for the arrive guidelines 2.0. PLoS Biol. 18 (7), 3000411(2020).
  10. Kardioanästhesie, DGAI. , https://www.dgai.de/aktuelles-2/342-ai-02-2016-verbaende-empfehlungen-kardioanaesthesie/file.html (2019).
  11. Ferguson, M. K. Chapter 1 Incisions. Thorac Surg Atlas. , (2024).
  12. Sicim, H., Çaynak, B., Sicim, H., Çaynak, B. Open Seldinger Technique in Peripheral Cannulation Strategy for Minimally Invasive Cardiac Surgery. J Updates Cardiovasc Med. 12 (4), 133-141 (2024).
  13. Sreshta, E. G., Miller, T. M., McQuitty, A. L. Cardiopulmonary Bypass. Critical Care Obstetrics. , Seventh Edition, (2024).
  14. Colangelo, N., et al. Vacuum-assisted venous drainage in extrathoracic cardiopulmonary bypass management during minimally invasive cardiac surgery. Perfusion. 21 (6), 361-365 (2006).
  15. Ulrich, C., et al. Optimizing the venous drainage in minimized extracorporeal circulation system (MECC) at the Coswig Heart Center. Kardiotechnik. 19 (4), 94-97 (2010).
  16. Chapler, C. K., Cain, S. M. The physiologic reserve in oxygen carrying capacity: Studies in experimental hemodilution. Can J Physiol Pharmacol. 64 (1), 7-12 (1986).
  17. Dabadie, P., Erny, P., Destribats, B. Hemodilution and tissue oxygenation. Ann Fr Anesth Reanim. 5 (3), 204-210 (1986).
  18. Tiedge, S. Pediatric perfusion in Germany 4.0 “Hardware. Deutsche Gesell Perfusiol Tech Med. 30 (1), 008-025 (2021).

Accesso limitato. Accedi o avvia una prova gratuita per visualizzare questo contenuto.

Ristampe e permessi

Richiedi il permesso di riutilizzare il testo o le figure di questo articolo JoVE

Richiedi permesso

Tag

Bypass cardiopolmonarearteria femoralevena femoraletecnica di Seldingermacchina cuore polmonechirurgia mininvasivamodello animale di grandi dimensioni

Articoli correlati