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Articolo metodologico

Nuovo modello chirurgico di roditore per lo studio delle opzioni di trattamento del dolore del neuroma utilizzando la reinnervazione muscolare mirata attraverso il nervo safeno

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DOI:

10.3791/69152

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14 novembre 2025

 , 
1Department of Plastic and Reconstructive Surgery, University Medical Center Utrecht, Utrecht University

In questo articolo

Sommario

Questo protocollo presenta un modello di ratto riproducibile che utilizza i nervi sensoriali per imitare il dolore del neuroma umano e valutare i trattamenti chirurgici, offrendo uno strumento prezioso per la ricerca sul neuroma traslazionale.

Abstract

Questo protocollo descrive un nuovo modello chirurgico per studiare il dolore nervoso e il trattamento chirurgico nei ratti. I modelli tradizionali di neuroma utilizzano nervi misti, anche se il più delle volte accade che i nervi sensoriali diano origine a neuromi dolorosi in ambito clinico. Selezionando il nervo safeno, questo approccio riflette la realtà clinica della formazione del neuroma e fornisce una piattaforma rilevante per la valutazione delle strategie chirurgiche. Questo metodo mira a replicare la fisiopatologia della formazione del neuroma umano e a valutare un intervento chirurgico comune per il dolore da neuroma, in particolare la reinnervazione muscolare mirata (TMR), un intervento ampiamente utilizzato per il dolore associato al neuroma. L'articolo fornisce una descrizione dettagliata e dettagliata della procedura, a partire dalla preparazione degli animali e dalla cura perioperatoria. La tecnica chirurgica viene spiegata con attenzione ai punti di riferimento anatomici, ai requisiti degli strumenti e alle considerazioni tecniche che migliorano l'accuratezza e la coerenza. Vengono delineate le misure di monitoraggio e benessere postoperatorio per garantire il rispetto degli standard etici e la riproducibilità in tutti i laboratori. Questo modello è riproducibile, tecnicamente accessibile e rilevante dal punto di vista traslazionale, in quanto imita la realtà clinica della formazione del neuroma sensoriale. Fornisce una piattaforma per la valutazione delle strategie chirurgiche e della ricerca preclinica sul neuroma.

Introduzione

I neuromi sono tumori nervosi dolorosi formati dopo una lesione nervosa 1,2. Rappresentano un problema clinico significativo con conseguenze sociali di vasta portata e un aumento dei costi medici 3,4,5,6,7. Le opzioni di trattamento come la terapia farmacologica sono spesso sintomatiche, affrontano il dolore ma non riescono a risolvernele cause sottostanti. È stato dimostrato che gli interventi chirurgici hanno tassi di successo variabili (56%-82%) e i meccanismi che guidano la formazione del neurinoma doloroso rimangono poco conosciuti 9,10,11.

Si ritiene che il dolore da neurinomi derivi dai fasci sensoriali nel nervo danneggiato, sottolineando l'importanza di modellare i contributi puramente sensoriali al dolore associato al neuroma12. I modelli animali rimangono una piattaforma essenziale per esplorare i complessi meccanismi alla base del dolore da neuroma e anche per sviluppare terapie chirurgiche efficaci13. Tuttavia, la maggior parte dei modelli animali disponibili utilizza nervi sensoriali motori misti, il che limita la loro applicabilità traslazionale, poiché circa il 74% dei neurinomi dolorosi in ambito clinico origina da nervi puramente sensoriali14,15.

Sono stati sviluppati diversi modelli animali per simulare il dolore neuropatico e valutare potenziali interventi16. In primo luogo, è stato descritto il modello di lesione da costrizione cronica (CCI)17. Questo modello induce un danno parziale ai nervi attraverso legature legate in modo lasco attorno al nervo sciatico, imitando le condizioni di dolore neuropatico. Fornisce informazioni sulla sensibilizzazione periferica, sulla degenerazione assonale, sulle risposte infiammatorie e sui cambiamenti centrali nel midollo spinale ed è ampiamente utilizzato per valutare potenziali terapie analgesiche 17,18. In secondo luogo, la lesione del nervo risparmiato (SNI) induce una lesione a due dei tre rami terminali del nervo sciatico (nervi tibiale e peroneo comune), lasciando intatto il nervo surale rimanente19. In terzo luogo, il modello di trasposizione del neuroma tibiale (TNT), sviluppato da Dorsi et al. Il nervo tibiale viene sezionato chirurgicamente e trasposto per via sottocutanea per facilitare la valutazione della formazione del neuroma e del dolore associato16,20. Questo modello consente la valutazione dell'ipersensibilità primaria mediante la stimolazione di Von Frey della pelle sovrastante il neuroma trasposto nel sito pretibiale e la valutazione dell'ipersensibilità secondaria nei dermatomi del nervo tibiale surale o residuo adiacenti. Il modello TNT è stato progettato chirurgicamente per replicare lo sviluppo del neuroma, senza incorporare alcun intervento chirurgico o non chirurgico volto a prevenire o trattare il dolore correlato al neuroma20. In quanto tale, non consente la valutazione di strategie terapeutiche, come la reinnervazione muscolare mirata (TMR), nel contesto primario (Figura 1).

La TMR è una tecnica che collega un nervo sezionato (sensoriale) a un ramo motorio sacrificabile di un bersaglio dopo la resezione del neuroma. Questo concetto utilizza il principio di dare al nervo qualcosa da fare, in base al quale il nervo si rigenererà in un nervo collegato a un bersaglio muscolare. La filosofia mira a prevenire la formazione di un neuroma di per sé consentendo al nervo di rigenerarsi in un muscolo denervato11.

Nel presente studio, descriviamo un modello di roditore che coinvolge la transezione del nervo safeno. Questo nervo puramente sensoriale viene sezionato, trasposto al muscolo gastrocnemio e lasciato non trattato (trasposizione del neuroma safeno, SNT) o inserito in un ramo motorio (TMR). Questo modello consente di studiare gli effetti della TMR applicata al nervo safeno sull'ipersensibilità meccanica secondaria in dermatomi adiacenti di nervi anatomicamente intatti, in particolare all'interno del territorio tibiale sulla superficie plantare centrale della zampa posteriore (Figura 1)21,22. Questo contesto anatomico evidenzia anche la rilevanza clinica nei pazienti. A causa del suo decorso anatomico superficiale, il nervo safeno è particolarmente vulnerabile a lesioni iatrogene o traumatiche, soprattutto a seguito di un intervento chirurgico al ginocchio, che spesso provoca dolore neuropatico; In particolare, il 55,2% dei pazienti riporta sintomi persistenti nonostante l'intervento chirurgico di revisione come la neurolisi o la neurectomia23,24.

Questo studio mira a stabilire un modello di roditore riproducibile al fine di replicare il contesto clinico della formazione del neuroma doloroso. Questo modello è particolarmente adatto per studiare la fisiopatologia del neuroma sensoriale puro e gli effetti della TMR, mentre la sua misura di esito primaria si concentra sull'ipersensibilità meccanica secondaria.

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Protocollo

Questo protocollo è in linea con le linee guida etiche per la ricerca sugli animali e ne enfatizza il potenziale traslazionale. Numero del progetto: AVD1150020198824.

1. Misure di von Frey

  1. Eseguire il test di Von Frey della superficie plantare della zampa posteriore secondo il protocollo adattato di Brakkee et al. per valutare l'ipersensibilità meccanica secondaria20.
    1. Determinare la sensibilità di base delle aree di innervazione dei nervi tibiale e surale sulla superficie plantare della zampa posteriore. Esegui tre misurazioni di base in giorni separati utilizzando i filamenti Von Frey per ottenere dati affidabili e riproducibili 20,25,26,27,28,29,30.
    2. Acclimatare i ratti a gabbie con fondo a rete per almeno 5-7 giorni prima delle misurazioni di base. Maneggiare gli animali ogni giorno per ridurre le risposte allo stress. I dati di Von Frey al basale sono forniti nella Tabella supplementare 1. Valutare l'ipersensibilità indotta dall'intervento chirurgico nelle aree di innervazione tibiale e surale utilizzando il test di Von Frey a partire da 7 giorni dopo l'intervento chirurgico.
  2. Posiziona l'animale con calma nella gabbia di prova e verifica che i movimenti spontanei siano minimi prima di iniziare.
  3. Applicare una serie di monofilamenti calibrati (0,6 g, 1 g, 1,4 g, 2 g, 4 g, 6 g, 8 g, 10 g, 15 g) perpendicolari alla pelle fino a quando il filamento non si piega leggermente. Mantenere il contatto per circa 3 s.
    NOTA: Non eseguire test quando l'animale si sta toelettando, urinando, stando in piedi o defecando. Eseguire il test solo quando il peso è distribuito uniformemente su tutte e quattro le zampe.
  4. Variare l'ordine dei dermatomi tra gli animali per evitare distorsioni sistematiche come descritto di seguito.
    Territorio del nervo surale: superficie plantare laterale, in prossimità del bordo peloso-glabro.
    Territorio del nervo tibiale: superficie plantare centrale, evitando i cuscinetti.
  5. Usa il metodo up-down: inizia con il filamento da 4 g. Se si verifica un ritiro (sollevamento improvviso della zampa, sussulto, leccamento o vocalizzazione), applicare la forza inferiore successiva; Se non si verifica alcuna risposta, applicare la forza immediatamente più alta. Continuare fino a quando non si ottengono 5-6 risposte dopo il primo cambiamento di comportamento. Registra una risposta positiva come qualsiasi ritiro veloce, sussulto, leccata o vocalizzazione. Registra l'assenza di questi comportamenti come risposta negativa.
    1. Calcolare la soglia di prelievo del 50% utilizzando il metodo Dixon up-down, che determina la forza alla quale esiste una probabilità del 50% di una risposta di ritiro basata su una sequenza di applicazioni di filamenti von Frey crescenti e decrescenti31.
  6. Per la valutazione dell'iperalgesia secondaria, confrontare le soglie post-operatorie nelle zone tibiale e surale con i valori basali e con la zampa controlaterale.
    NOTA: La preferenza di luogo condizionata (CPP) è un paradigma comportamentale convalidato per valutare il dolore in corso e l'effetto del trattamento in modelli animali di lesione dei nervi periferici, in particolare quando i test meccanici non sono fattibili a causa della posizione anatomica della formazione del neuroma, come ad esempio in profondità nella coscia 32,33,34. È menzionato qui solo come informazione di base e non è stato applicato nel presente studio.

2. Preparazione preoperatoria

  1. Prenota una sala operatoria per animali e prepara/ordina strumenti sterili (vedi Tabella dei materiali).
  2. Analgesia, anestesia e preparazione
    NOTA: Questo studio è stato condotto su 12 (6 femmine e 6 maschi) ratti Sprague Dawley di 12 settimane.
    1. Iniettare 0,5 mg/kg di analgesico carprofene per via sottocutanea nella regione addominale 1 ora prima dell'intervento chirurgico.
    2. Anestetizzare l'animale utilizzando isoflurano al 5% per l'induzione, mantenendo l'anestesia con isoflurano al 2%-3%.
    3. Posizionare l'animale sulla schiena con la testa a sinistra o a destra da operare, in senso opposto alla posizione del chirurgo.
    4. Posizionare l'animale su un termoforo impostato a 37 °C per mantenere la sua temperatura corporea durante la procedura. Distribuire uniformemente la superficie riscaldante ed evitare il surriscaldamento. Monitorare la temperatura con una sonda termica rettale, fissata alla coda con nastro di carta. Regolare il termoforo secondo necessità per mantenere la normotermia.
      NOTA: Questo passaggio è fondamentale per prevenire l'ipotermia indotta dall'anestesia e garantire la stabilità fisiologica durante l'intervento chirurgico.
    5. Applicare un unguento oftalmico sterile sugli occhi per prevenire la secchezza causata dall'anestesia gassosa.
      NOTA: Questo passaggio garantisce che la superficie corneale rimanga umida e protetta durante la procedura, riducendo al minimo il rischio di irritazione o danni oculari.
    6. Radere il sito chirurgico dalla coscia alla caviglia utilizzando un rasoio elettrico. Dopo la rasatura, utilizzare il lato adesivo di un pezzo di nastro adesivo per rimuovere eventuali peli sciolti rimanenti per una preparazione ottimale della pelle.
    7. Disinfettare l'area rasata con tre cicli alternati di clorexidina digluconato allo 0,5% utilizzando una garza sterile. Lasciare asciugare completamente ogni applicazione prima di procedere al giro successivo.
      NOTA: Tre cicli alternati forniscono una sterilizzazione completa del sito chirurgico e riducono al minimo il rischio di infezione.
    8. Verificare l'anestesia pizzicando delicatamente lo spazio web del piede dell'animale con una pinza. L'assenza di astinenza indica un'anestesia soppressa e adeguata.
      NOTA: Procedere solo in assenza di riflessi per confermare l'efficacia dell'anestesia e il rispetto degli standard etici per ridurre al minimo il disagio degli animali durante l'intervento chirurgico. Procedi solo quando puoi confermare che i riflessi sono assenti.

3. Tecnica chirurgica

  1. Posizionare l'animale in posizione supina e ruotare lateralmente la zampa operativa per esporre il sito chirurgico.
  2. Con l'ingrandimento 6x del microscopio, segnare la linea di incisione utilizzando un pennarello cutaneo sterile. Iniettare 0,05 ml di lidocaina all'1% per via sottocutanea utilizzando una siringa da 1 ml con un ago da 25 G lungo la linea contrassegnata per fornire l'anestesia locale e ridurre il dolore al sito chirurgico. Distribuire l'iniezione in modo uniforme e confermare l'assenza di reazioni avverse immediate prima di procedere. Questo passaggio riduce al minimo il disagio e migliora la precisione chirurgica.
  3. Creare un'incisione dermica longitudinale di 8-10 mm sull'arto posteriore mediale utilizzando una lama di bisturi 15 (Figura 2A). Deve essere inciso solo il derma.
    NOTA: Prestare particolare attenzione alla profondità dell'incisione. Se possibile, avviare l'escissione e proseguire lungo la linea segnata utilizzando le forbici per aprire la pelle. Poiché il nervo safeno si trova direttamente sotto la pelle, viene prestata meticolosa attenzione per evitare un'incisione profonda (Figura 2B).
  4. Identificare il fascio neurovascolare superficiale, compresa l'arteria safena, la vena e il nervo. Passare con cura e isolare il nervo safeno mediante dissezione con ago per evitare danni accidentali. Se necessario, utilizzare l'elettrocauterizzazione per controllare il sanguinamento minore dai vasi circostanti.
    1. Eseguire la dissezione dell'ago orientando lo smusso di un ago sottile verso l'operatore e facendo scorrere delicatamente la punta lungo il piano del tessuto. Questa tecnica crea un bordo affilato sul lato inferiore della punta dell'ago, consentendo una separazione precisa del delicato tessuto connettivo senza esercitare una trazione o una pressione eccessiva sulle strutture adiacenti.
  5. Aumentare l'anestesia con isoflurano al 5% prima della transezione nervosa. Dopo aver completato la transezione, ridurre l'anestesia con isoflurano al 2%-3% per mantenere livelli di anestesia adeguati ma controllati.
  6. Modificare l'ingrandimento del microscopio a 16x.
  7. Quando ci si avvicina medialmente ai muscoli adduttori e si esegue un'attenta separazione, si incontra una vena perpendicolarmente trasversale, la vena caudalis femorale, centralmente all'interno dell'area di dissezione, che accompagna il ramo nervoso otturatorio. Questa vena diventa visibile quando si sezionano gli adduttori longitudinalmente più in profondità verso il ramo motorio mediale del nervo tibiale, che innerva il muscolo gastrocnemio. Eseguire un'attenta dissezione mediale o laterale per preservare l'integrità venosa prima di stabilire il campo di coaptazione.
    NOTA: La vena caudalis femorale attraversa perpendicolarmente la direzione delle fibre dei muscoli adduttori; Fare attenzione a evitare di esercitare una trazione eccessiva su questo recipiente per evitare danni e inutili perdite di sangue.
  8. Applicare una stimolazione di 1 mA con lo stimolatore nervoso per valutare l'attività muscolare del ramo motorio del nervo tibiale e confermare una risposta nel muscolo gastrocnemio.
  9. Durante la preparazione del nervo ricevente, sezionare con precisione lungo la sua traiettoria e sezionarlo con forbici microchirurgiche a meno di 3 mm dalla superficie muscolare. Posizionare il sito di coaptazione vicino al punto di ingresso muscolare del ramo motorio per facilitare la rigenerazione assonale ottimale. Aumentare brevemente l'isoflurano al 5% durante il sezionamento del nervo.
    NOTA: Questa tecnica assicura che il sito di coaptazione rimanga vicino all'inserzione del ramo motorio nel muscolo, facilitando la rigenerazione assonale ottimale e il recupero funzionale nelle procedure di TMR. Una maggiore distanza tra il sito di coaptazione e il punto di ingresso del ramo motorio può portare a dispersione assonale e ridotta conduzione del segnale.
  10. Tunnellare il nervo safeno attraverso i muscoli adduttori e collegarlo al ramo motorio mediale del nervo tibiale utilizzando suture di nylon 11.0 (Figura 3). Effettuare due suture e assicurarsi che le suture non ostruiscano l'interfaccia per consentire un'efficace coaptazione neurale. Per i controlli non trattati, dopo il tunneling, non eseguire la coaptazione; Invece, trasporre il moncone distale del nervo safeno e fissarlo alla fascia del muscolo gastrocnemio.
    NOTA: Due punti di sutura dovrebbero essere sufficienti per stabilire una superficie di contatto ottimale tra i due nervi. Una singola sutura non è adatta poiché può causare la rotazione di uno dei nervi.
  11. Regolare l'ingrandimento del microscopio a 6x prima di procedere con la chiusura della pelle. Usa 8-0 suture per approssimare i bordi epidermici con una tecnica intradermica. Mantenere una tensione minima sulla ferita. Dopo la chiusura, pulire la pelle con NaCl allo 0,9% utilizzando un batuffolo di cotone sterile per rimuovere i detriti residui e mantenere un ambiente di guarigione ottimale.

4. Assistenza postoperatoria

  1. Metti l'animale in una gabbia pulita e a temperatura controllata con un termoforo parzialmente posizionato sotto la gabbia per mantenere un calore ottimale. Fornire accesso a cibo e acqua. Regola l'illuminazione su un'impostazione fioca e proteggi la gabbia dalle luci intense della sala operatoria.
    NOTA: Queste misure riducono al minimo lo stress e favoriscono un recupero regolare dopo l'intervento chirurgico.
  2. Dopo il risveglio, l'animale può essere riportato nella sua gabbia condivisa dopo circa 40 minuti. Confermare la piena vigilanza e il comportamento normale prima di reintrodurre i compagni nella gabbia. Ciò riduce al minimo il rischio di lesioni o stress durante il reinserimento.
  3. Somministrare una dose di carprofene (0,5 mg/kg) nella regione addominale per via sottocutanea a 24 ore e 48 ore dopo l'intervento chirurgico.
  4. Monitorare la perdita di peso non superiore al 15%. Fornire un'adeguata idratazione e assunzione di cibo.

5. Smaltimento dei rifiuti

  1. Smaltire immediatamente gli oggetti taglienti in un contenitore per oggetti taglienti approvato. Raccogliere i rifiuti dell'anestesia in conformità con le linee guida istituzionali sulla biosicurezza. Gestire i resti animali secondo le normative istituzionali e nazionali per lo smaltimento biologico dei rifiuti.

6. Raccolta dei campioni ed eutanasia

  1. A 6 settimane dall'intervento chirurgico, sopprimere i ratti dopo la raccolta di campioni di tessuto per una differenziazione ottimale tra nervo e tessuto circostante.
  2. Indurre l'anestesia e somministrare l'analgesia come descritto nei passaggi da 2.2.1 a 2.2.5.
  3. Riaprire la precedente linea di incisione sulla coscia mediale con un bisturi. Se necessario, estendere l'incisione di 2 cm. Eseguire la dissezione smussata attraverso lo strato sottocutaneo.
  4. Ritrarre o dividere i muscoli adduttori per esporre il nervo safeno. Per i nervi ricostruiti: identificare il segmento rigenerato e l'eventuale neuroma. Asportare il sito di coaptazione insieme a 2 mm di nervo prossimale e distale. Per i controlli non trattati: identificare il moncone distale del nervo safeno e asportare un segmento di 4 mm.
  5. Trasferire il campione direttamente nel fissativo. Incorporato longitudinalmente in paraffina o resina per analisi morfologiche.
  6. Eutanasia dell'animale in anestesia terminale (isoflurano al 5%) mediante puntura cardiaca. Gestire tutti i campioni di tessuto secondo i protocolli standard di laboratorio per preservarne l'integrità strutturale e biochimica per le analisi successive (Figura 4).

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Risultati

La valutazione dell'ipersensibilità secondaria (soglie di astinenza del 50% log-trasformate) ha mostrato differenze di gruppo nel dermatomero tibiale (Figura 5A). La transezione del nervo safeno senza trattamento (SNT) ha determinato la massima sensibilità durante il follow-up di 6 settimane. Al contrario, gli animali trattati con TMR hanno mostrato una tendenza costante verso una ridotta ipersensibilità nel territorio tibiale. La divergenza tra i gruppi è s...

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Discussione

Questo approccio ha diversi punti di forza. La descrizione graduale consente la riproducibilità tra i laboratori, la procedura può essere eseguita in modo efficiente con competenze microchirurgiche e l'uso di un nervo puramente sensoriale ne migliora la rilevanza traduzionale. Insieme, questi aspetti rendono il modello pratico per studi comparativi e utile per testare nuovi interventi. Passaggi critici, come il mantenimento di condizioni asettiche, la dissezione precisa del nervo safeno ...

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Dichiarazioni

Ricerca svolta da un dottorando (CB) supportato da una borsa di studio Axogen (nessuna relazione con il prodotto). Tutti gli altri autori non hanno conflitti di interesse da rivelare.

Ringraziamenti

Gli autori ringraziano Sabine Versteeg per il suo contributo alla valutazione del dolore comportamentale. Anja van der Sar e Trudy Oosterveld-Romijn (Common Animal Laboratory, Gemeenschappelijk Dieren Laboratorium) sono ringraziate per il loro supporto tecnico nella preparazione delle strutture chirurgiche e di microscopia e per la loro dedicata cura degli animali. Gli autori ringraziano anche Wim van Hecke per la sua valutazione esperta dei campioni nervosi raccolti.

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Materiali

Elenco dei materiali utilizzati in questo articolo
NomeAziendaNumero di catalogoCommenti
CarprofenFarmacia veterinaria localen/aLa farmacia veterinaria locale prepara la diluizione del carprofene
Cotton bobNobamed974255—
Rasoio elettricoEsculapGT421
ElettrocauterizzazioneStrumenti scientifici di qualità18010-00—
Etanolo 70%Interchema BV400406—
Ethilon 10.0Johnson & JohnsonBV130-3: codice 2820G
Ethilon 11.0Johnson & JohnsonCodice BV50-3L 2881G
Ethilon 4.0Johnson & Johnson1854G: codice 1854G-
Ethilon 6.0Johnson & JohnsonBV130-5: codice 2809G
Ethilon 8.0Johnson & JohnsonBV130-5: codice 2808G—
Ethilon 9.0Johnson & JohnsonBV130-3: codice 2819G
Guanti da esame nitriloSempermed GmbH1065920
Protezione oculare3M & trade; Assistenza sanitaria71512-00001M
Sterilizzatore a perline di vetroAttrezzature da laboratorio VanPelGBS300H
GraphPad PrismGraphPad Software, San Diego, California USA  Versione 10
Cuscina riscaldanteScienza della CondottaCS-HP-2005
Isoflo (isoflurano)Zoetis / Dechra Veterinary ProductsB506—
Lidocaina 1%Henry Schein809755
Gabbie a fondo a reteStoelting Co.57816, 57824—
Micro pinzeStrumenti scientifici di qualità11251-35—
Micro portaagoStrumenti scientifici di qualità12076-12—
Micro forbiciStrumenti scientifici di qualità15019-10—
Piccole pinzetteStrumenti scientifici di qualità11254-20—
NaCl 0,9%TrademedH7 1000-FRE—
Ago 25G e volte; 1"Becton, Dickinson & Azienda300400
PortaaghiStrumenti scientifici di qualità12004-16—
Stimolatore nervoso  (VARI-STIM Localizzatore di nervi)REF 856200
Software RandoMicevan Eineige et al.  LeidenVersione 1.1.7
Sonda rettale per roditoriStrumenti di Precisione MondialeNC9506514
BisturiStrumenti scientifici di qualità10003-12—
ForbiciStrumenti scientifici di qualità14001-12—
Valutatore sensorialeStrumentazione Linton514007 e traccia; 514015Monofilamenti da 0,6 g a 15 g
Microscopio chirurgico stereoLeicaA60 F—
Cuscinetti di garza steriliNobamed740113
Unguento lubrificante oculare sterileAlcon ‎ B00BRLSC8S
Foglio sterile con foroEvercare / OneMed1555-01—
Lama chirurgica n. 15Strumenti scientifici di qualità10015-00—
Maschera chirurgicaMedline Industries, Inc.MSK1002
Siringa Luer Lock 2 mlBecton, Dickinson & Azienda300613
PinzetteStrumenti scientifici di qualità11617-12—

Riferimenti

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