Method Article

Modello di difetto osseo diafisario semi-segmentale nei ratti per la valutazione delle prestazioni di sostituto osseo nelle regioni portanti

DOI:

10.3791/69211

⸱

December 30th, 2025

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1State Key Laboratory of Oral Diseases & National Center for Stomatology & National Clinical Research Center for Oral Diseases, West China Hospital of Stomatology, Sichuan University, 2Department of Cariology and Endodontics, West China Hospital of Stomatology, Sichuan University, 3Department of Jinjiang Outpatient, West China Hospital of Stomatology, Sichuan University

In This Article

Summary

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Questo studio ha stabilito un modello di difetto semisegmentale femorale nel ratto per valutare le prestazioni meccaniche e osteogeniche dei materiali sostitutivi ossei in condizioni portanti, senza l'uso di fissazioni interne o esterne.

Abstract

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Una valutazione preclinica accurata dei materiali sostitutivi ossei richiede modelli che non solo supportino la rigenerazione tissutale, ma riflettano anche le sfide meccaniche delle condizioni fisiologiche portanti. Tuttavia, la maggior parte dei modelli convenzionali di difetti ossei animali non funziona sotto questo aspetto. Ad esempio, i modelli di difetti calvariali, sebbene ampiamente utilizzati, vengono creati in regioni non portanti. Analogamente, i difetti di perforazione o parziali nelle ossa lunghe si concentrano principalmente sulla guarigione localizzata, mancando di un trasferimento di carico sufficiente per valutare il supporto meccanico. Questo studio ha stabilito un modello standardizzato di difetto diafisario diasario semisegmentale nel femore del ratto per valutare sia le prestazioni meccaniche che biologiche dei materiali sostitutivi ossei in un contesto portante senza l'uso di dispositivi di fissazione. Utilizzando un portamani ad alta velocità e una bura dentale cilindrica specializzata, fu creato un difetto semicilindrico lungo 4 mm e raggio di 1,5 mm nel fascicolo centrale laterale del femore. Due materiali rappresentativi con proprietà distinte — gelatina metacriloile (GelMA) idrogel e polimetil metacrilato stampato in 3D (3DP-PMMA) — sono stati impiantati per validare la capacità del modello di differenziare le proprietà meccaniche dei materiali. Analisi radiografiche, istologiche e immunofluorescenti effettuate a 4 settimane dall'impianto hanno rivelato che, a causa di un supporto meccanico inadeguato, l'impianto di GelMA ha portato a una malunione con predominanza di tessuto fibroso e a integrazione ossea limitata. Al contrario, il 3DP-PMMA facilitò l'organizzazione della formazione di nuove ossee, la continuità periostale e il reclutamento di cellule di tipo piezosensibile meccanosensibile al componente 1 del canale ionico (Piezo1+) e di cellule che esprimono il recettore della leptina (LepR+). Questo modello fornisce una piattaforma pratica e riproducibile per valutare la capacità portante, l'osteoinduttività e il potenziale di osseointegrazione dei biomateriali. Può essere uno strumento prezioso per selezionare i materiali candidati per applicazioni ortopediche, come la ricostruzione delle ossa lunghe o la riparazione di fratture.

Introduction

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

In condizioni fisiologiche, l'osso svolge un ruolo centrale nel mantenimento dell'integrità strutturale e della funzione meccanica del corpo. Sostiene il peso corporeo, consente il movimento e protegge gli organi interni. Quando l'osso viene danneggiato a causa di traumi, resezione tumorale o infezione, specialmente nelle aree portanti, la continuità meccanica viene interrotta. Questa interruzione spesso porta a complicazioni come deformità ossee, mobilità ridotta, instabilità degli arti, dolore cronico e persino problemi potenzialmente letali dovuti a fratture gravi edemorragie 1,2. Oggigiorno, sostituti ossei come l'innesto osseo e i biomateriali sono stati applicati clinicamente per sostituire tessuto osseo gravemente danneggiato o ripristinare difetti ossei su larga scala. Analogamente, per i sostituti ossei impiantati, le loro prestazioni meccaniche compromesse possono portare a un fallimento dell'impianto, con conseguente fratture non unite o addirittura catastrofiche nel sito deldifetto 3,4. Per ripristinare sia la struttura che la funzione, i materiali sostitutivi ossei devono non solo promuovere la rigenerazione ossea, ma anche possedere sufficiente resistenza meccanica per resistere al caricofisiologico 5.

Un passaggio cruciale prima della traduzione clinica è la valutazione realistica se un biomateriale, una volta impiantato in vivo, possa soddisfare le esigenze meccaniche richieste per il supporto strutturale nelle regioni ossee portanti. Sebbene molti biomateriali abbiano mostrato potenzialità in vitro o in modelli piccoli e non portanti, la loro traduzione nella pratica clinica è spesso ostacolata dalla mancanza di modelli preclinici affidabili che simulino condizioni meccaniche in vivo. I modelli animali attualmente utilizzati per gli studi sui difetti ossei includono i difettimandibolari 6, i difetticalvariari 7, i difetti dei fori di perforazione nelle ossalunghe 8, le cavità post-estrazione9, e così via. Questi modelli valutano principalmente la capacità osteogenica di un materiale e si concentrano sugli endpoint di rigenerazione istologica oradiografica 10,11. Tuttavia, considerando che questi siti sono o non portanti o meccanicamente protetti, non riescono a replicare le condizioni di stress dinamico riscontrate nelle ossalunghe 12. Anche quando le proprietà meccaniche vengono testate con tecniche in vitro come saggi compressivi o di resistenza alla trazione, queste non riescono a replicare il carico dinamico e le interazioni tissutali dell'ospite insite negli ambienti invivo 13.

Una delle principali lacune nella ricerca preclinica rimane l'assenza di un modello animale standardizzato e riproducibile che consenta la valutazione meccanica in vivo dei sostituti ossei in condizioni portanti. Per affrontare questo problema, lo studio attuale ha stabilito un modello semisegmentale di difetto osseo diafisario nei ratti. Questo modello fornisce un sito di difetto stabile e riproducibile in una regione portante, consentendo una valutazione diretta della capacità di supporto meccanico dei materiali sostitutivi ossei sotto carico fisiologico, consentendo contemporaneamente la valutazione degli esiti osteogenici. Inoltre, il modello può essere applicato a varie specie animali, con dimensione e posizione dei difetti adattate a seconda dell'animale specifico utilizzato. Tuttavia, non replica completamente l'ambiente biomeccanico complesso delle ossa umane e, per studi focalizzati esclusivamente su difetti non portanti, guarigione dell'osso cranico o impianti strutturali molto grandi, modelli alternativi potrebbero essere più appropriati.

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Protocol

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Tutte le procedure animali condotte in questo studio sono state approvate dal Comitato Etico della West China School of Stomatology, Università del Sichuan (WCHSIRB-AT-2025-342). I maschi di ratti Sprague-Dawley (180 g ciascuno) sono stati ottenuti da una fonte commerciale e assegnati casualmente a due gruppi (n = 6 per gruppo) in base al materiale impiantato. I reagenti e le attrezzature utilizzate sono elencati nella Tabella dei Materiali.

1. Preparazione preoperatoria

  1. Articoli chirurgici
    1. Preparare gli strumenti chirurgici riferiti alla Figura 1A, corrispondenti alle etichette numerate nella figura, nel seguente ordine: pinze curve, bisturi sterile usa e getta, forbici dritte, elevatore periostico, ago per irrigazione, una broca dentale specifica per diamanti (vedi la vista ingrandita nella Figura 1B), braccio ad alta velocità, caliper vernier, motore chirurgico, sutura monofilamento (4-0) e portaago.
    2. Prepara soluzione salina sterile allo 0,9% per l'irrigazione.
  2. Sterilizzazione e disinfezione
    1. Sterilizza gli strumenti chirurgici che possono resistere all'autoclaving, inclusi pinze curve, forbici, elevatore periostico, broca dentale con diamante, attaccamento ad alta velocità e portaaghi.
      NOTA: Gli strumenti devono essere avvolti in tessuti medici non tessuti e sigillati con nastro autoclave per la sterilizzazione a vapore a 121-134 °C per 20-25 minuti.
    2. Per gli strumenti sensibili al calore, come pinze vernier e motori chirurgici, esponi la luce ultravioletta per almeno 30 minuti per la disinfezione. Gli oggetti usa e getta, come il bisturi sterile usa e getta, l'ago per l'irrigazione e i punti di sutura, devono rimanere sigillati nel loro packaging sterile originale fino all'utilizzo.
    3. Assicurati che l'ambiente chirurgico sia sterile e con temperatura controllata. Pulisci il banco operatorio e le superfici circostanti con etanolo al 75%. Utilizzare tessuti sterili di grado medico non tessuti per coprire il tavolo operatorio.
      ATTENZIONE: L'etanolo è infiammabile; Maneggiare lontano dalle fonti di accensione e conservare in contenitori chiusi. Raccogli i rifiuti di etanolo in contenitori designati per rifiuti chimici per uno smaltimento corretto. Indossa l'attrezzatura di protezione individuale adeguata, inclusi guanti, camice da laboratorio e occhiali di sicurezza.
  3. Anestesia
    1. Pesa il ratto e calcola la dose anestetica (100 mg/kg di ketamina e 10 mg/kg di xilazina, intraperitoneale).
    2. Indurre l'anestesia 20 minuti prima dell'intervento (seguendo i protocolli istituzionalmente approvati) e confermarne la profondità controllando l'assenza di risposta al pizzicamento delle dita e la perdita del riflesso di raddrizzamento.
    3. Applicare unguenta oftalmica su entrambi gli occhi per prevenire la secchezza corneale durante la procedura.

2. Procedura chirurgica

  1. Preparazione del sito
    1. Posiziona il ratto in posizione laterale sdraiato sulla banca chirurgica sterile. Radere l'area laterale della coscia corrispondente alla proiezione del femore e disinfettare la pelle usando la tintura di iodio al 2%, seguita dal 75% di etanolo (Figura 2Ba).
      ATTENZIONE: La tintura di iodio è infiammabile e irritante. Maneggiare in un'area ben ventilata indossando guanti, camice da laboratorio e occhiali protettivi. Smaltire salviette e soluzioni usate in contenitori designati per rifiuti chimici secondo le normative istituzionali sulla sicurezza.
    2. Coprire il sito chirurgico con un foglio sterile fenestrato per mantenere l'asepsi.
  2. Apertura del sito chirurgico
    1. Utilizzare pinze curve per aiutare a stabilizzare i tessuti, mantenere i muscoli e fissare delicatamente il femore durante tutta la procedura chirurgica (Figura 2Bb-h).
    2. Fai un'incisione longitudinale cutanea di 2-3 cm sul lato laterale della coscia con una forbice dritta per esporre i muscoli sottostanti (Figura 2Bb).
    3. Identificare i muscoli retto femorale e vasto laterale, e separarli con cura lungo la fascia bianca visibile (indicata dalla freccia gialla nella Figura 2Bb) usando una forbice dritta (Figura 2Bc).
    4. Individuare ed esporre gli attacchi muscolari sulla superficie laterale del femore (Figura 2Bd).
    5. Effettuare un'incisione longitudinale lungo gli attacchi muscolari con un bisturi sterile usa e getta per accedere alla superficie femorale (Figura 2Be).
      NOTA: Quando si esegue una dissezione netta (usando forbici o bisturi) per separare i tessuti molli, si presta attenzione a non danneggiare i vasi sanguigni e i nervi sottostanti. Se non si conoscono le strutture anatomiche, si utilizzano pinze a punta fine e un elevatore periostale per eseguire la dissezione smussata.
    6. Eseguire una dissezione contusiva utilizzando un elevatore periostale per staccare gli attacchi muscolari ed esporre completamente la diafisi media del femore (Figura 2Bf).
    7. Separare ulteriormente il femore dai muscoli circostanti e mantenere il membro medio del femore usando pinze curve (Figura 2Bg).
  3. Stabilimento del modello di difetto osseo diafisario semi-segmentale
    1. Fissare la tanica cilindrica cilindrica specifica a diamante (Figura 1B) al pezzo ad alta velocità, alimentato dal motore chirurgico. Imposta il motore chirurgico a 35.000 giri/min.
    2. Con una visualizzazione diretta, identificare il punto più alto dell'analista femorale come centro anatomico per la creazione dei difetti. Forare verticalmente verso il basso in questo punto usando la broca finché non si osserva una improvvisa perdita di resistenza, accompagnata dalla comparsa di versamento sanguigno all'interno del difetto, che indica la piena penetrazione corticale e l'accesso alla cavità midollare (Figura 2Bh).
      NOTA: Data la variabilità inter-animale dello spessore corticale, si consiglia agli operatori di familiarizzare con l'anatomia femorale e di effettuare un addestramento pre-sperimentale per standardizzare questo passaggio.
    3. Ingrandire il difetto applicando movimenti orizzontali controllati di spinta-trazione centrati attorno al punto di penetrazione iniziale. Estendere il difetto longitudinalmente (lungo l'asse femorale) e lateralmente (lungo il diametro femorale) per formare gradualmente un difetto semicilindrico standardizzato di 4 mm di lunghezza e 1,5 mm di raggio (Figura 2Bi, vedi Figura 2A per la morfologia e la posizione del difetto).
      NOTA: Una volta stabilito il punto centrale, utilizzare un calibro vernier per assistere nell'ingrandimento graduale dei difetti, garantendo dimensioni uniformi su tutti i campioni. Il design cilindrico a estremità piatta della broca dentali specializzata corrisponde al difetto semi-cilindrico, permettendo una preparazione efficiente e riproducibile.
    4. Irrigare continuamente il sito chirurgico con soluzione salina sterile utilizzando l'ago di irrigazione per prevenire la necrosi termica durante il taglio osseo.
  4. Impianto di sostituzione ossea
    1. Rimuovere delicatamente i detriti ossei e irrigare il sito per eliminare le particelle residue.
    2. Impiantare idrogel di gelatina metacrililico (GelMA) non portanti (vedi Tabella dei Materiali) o polimetilmetacrilato stampato in 3D (3DP-PMMA) portante destinati a test meccanici sulle prestazioni nel sito del difetto, garantendo una calzata aderente (Figura 2Bj).
      NOTA: I due biomateriali utilizzati qui sono stati deliberatamente selezionati per rappresentare proprietà meccaniche e biologiche contrastanti: l'idrogel GelMA funge da materiale morbido, non portante, con potenziale osteogenico limitato, mentre il 3DP-PMMA agisce come impalcatura rigida e portante capace di una trasmissione efficace dello stress e di supporto alla formazioneossea 14 (Figura 2A). Questo contrasto evidenzia la capacità del modello di valutare impianti con un'ampia gamma di resistenza meccanica e prestazioni biologiche e, nella pratica, il modello dei difetti può essere applicato per testare altri materiali candidati con proprietà meccaniche.
  5. Chiusura del sito chirurgico
    1. Sutura gli strati muscolari usando suture monofilamenti 4-0 e un portaago, facendo attenzione a evitare tensioni eccessive (Figura 2Bk).
    2. Eseguire la chiusura della pelle con suture interrotte e disinfettare il sito chirurgico utilizzando una soluzione di iodoforo al 2% (Figura 2Bl).

3. Cure post-operatorie

  1. Trasferire i ratti su una borsa riscaldante disinfettata e costante (37 °C) per consentire il recupero post-operatorio.
  2. Somministrare analgesia post-operatoria adeguata (ad esempio, buprenorfina a 0,03 mg/kg sottocutaneamente ogni 12 ore per 48-72 ore).
  3. Quando i ratti riprenderanno conoscenza, mettili in gabbie pulite con biancheria morbida e facile accesso a cibo e acqua.
  4. Monitorare quotidianamente il sito chirurgico per segni di infezione, deiscenza o gonfiore anomalo. Osserva il comportamento, il peso e la mobilità dei ratti per almeno 7 giorni dopo l'intervento per garantire il recupero e valutare il benessere.

4. Raccolta di campioni e dati

  1. Raccolta di campioni
    1. Eutanasiare i ratti con inalazione di anidride carbonica seguita da una seconda conferma (seguendo i protocolli istituzionalmente approvati).
    2. Prelevare i campioni di femore a 4 settimane dall'impianto con animali inizialmente randomizzati in due gruppi di materiali (n = 6 per gruppo) per valutare le prestazioni meccaniche dei materiali.
      NOTA: Nel gruppo GelMA, tre animali hanno sviluppato fratture complete poco dopo l'intervento chirurgico ed è stato escluso, lasciando tre esemplari disponibili per analisi successive.
    3. Fissare i campioni femorali al 4% di paraformaldeide per 48 ore a 4 °C.
      ATTENZIONE: Il paraformaldeide è tossico e dovrebbe essere maneggiato in una cappa termica certificata. Indossa guanti, camice da laboratorio e occhiali protettivi o visiera. Raccogliere le soluzioni di rifiuti in contenitori etichettati per rifiuti chimici pericolosi per lo smaltimento.
  2. Valutazione della tomografia microcomputerizzata (μCT)
    1. Eseguire una TAC μCT su campioni femorali raccolti a 4 settimane dall'impianto con i seguenti parametri di scansione: potenziale per tubo a raggi X, 70 kVp; Intensità a raggi X, 0,2 mA; filtro, AL 0,5 mm; tempo di integrazione, 1 x 300 ms; e dimensione voxel, 17 μm.
    2. Eseguire la ricostruzione 3D utilizzando gli script predefiniti forniti dal software della macchina μCT. Genera immagini in sezione trasversale del sito difettoso utilizzando la funzione di ritaglio di un software dedicato all'elaborazione delle immagini. Segui i flussi di lavoro standard descritti nei rispettivi manuali software.
  3. Colorazione istologica
    1. Decalcifica i campioni a 4 °C usando acido etilendediaminatetraacetico (EDTA) al 12% (pH 7,2) per 6 settimane su uno shaker.
      NOTA: Sostituire la soluzione EDTA ogni 2 giorni. Verifica regolarmente i progressi della decalcificazione. La decalcificazione è completa quando il campione è flessibile sotto pressione o passa tramite un ago.
      ATTENZIONE: Smaltire le soluzioni EDTA secondo le linee guida istituzionali per i rifiuti chimici acquoso. Il materiale biologico contaminato dovrebbe essere trattato come rifiuto biopericoloso.
    2. Disidratare i campioni in una serie gradata di diluizioni di etanolo e poi incorporarli nella paraffina.
    3. Taglia i campioni incorporati nella paraffina sagittalmente in fette spesse 6 μm.
      NOTA: Assicurarsi che le sezioni includano l'interfaccia tra il materiale impiantato e il tessuto ospite.
    4. Eseguire la colorazione tricroma di ematossilina-eosina (H&E) e Masson utilizzando kit commerciali disponibili (vedi Tabella dei materiali). Esegui tutte le procedure rigorosamente secondo i protocolli standard del produttore senza alcuna deviazione. Osserva la guarigione del sito difettoso tramite istopatologia.
      ATTENZIONE: Smaltire le soluzioni di colorazione e i materiali di consumo contaminati in conformità con i protocolli istituzionali di biosicurezza e smaltimento dei rifiuti pericolosi.
  4. Colorazione immunofluorescente (IF)
    1. Deparafinizza e reidrata sezioni di paraffina spesse 6 μm utilizzando una serie di soluzioni di xilene ed etanolo graduato.
      ATTENZIONE: Lo xilene è infiammabile e tossico. Maneggia lo xilene in una cappa fumaria indossando guanti, camice da laboratorio e occhiali di sicurezza. Raccogliere separatamente i solventi di scarto in contenitori di rifiuti chimici per uno smaltimento appropriato.
    2. Eseguire il prelievo dell'antigene incubando le vetrine in tampone di citrato (pH 6,0) a 95-100 °C per 15-20 minuti. Lascia raffreddare le vetrine naturalmente a temperatura ambiente.
    3. Lavare le sezioni con soluzione salina tamponata con fosfato (PBS) per 5 minuti e trattare le sezioni con 0,1% di Triton X-100 in PBS per 20 minuti per facilitare la penetrazione degli anticorpi. Poi blocca i siti di legame non specifici con albumina sirica bovina al 5% (BSA) in PBS per 1 ora a temperatura ambiente.
      ATTENZIONE: Il Triton X-100 è un irritante; maneggiare con guanti, camice da laboratorio e occhiali di sicurezza in un'area ventilata. Smaltire le soluzioni Triton X-100 come rifiuti chimici in contenitori designati. Per tutte le procedure, le soluzioni che sono entrate in contatto con sezioni tissutali, come BSA e PBS, devono essere considerate rifiuti biologici e devono essere raccolte e smaltite secondo i protocolli di biosicurezza istituzionale.
    4. Incubare le sezioni con anticorpi primari (componente del canale ionico mecanosensibile anti-piezo tipo 1 (Piezo1), diluito 1:200; recettore anti-leptina (LepR), diluito 1:50) nel tampone di diluizione degli anticorpi. Applicare 50 μL di soluzione diluita di anticorpi su ogni sezione e incubare per 12-18 ore a 4 °C al buio in una camera umidificata.
    5. Lavare le vetrine con PBS (3 × 5 minuti), poi incubarle con anticorpi secondari coniugati con fluorofori (diluiti 1:200). Applicare 50 μL di soluzione di anticorpi diluiti su ogni sezione e incubare per 2 ore a temperatura ambiente, al buio, in una camera umidificata.
    6. Risciacquare nuovamente i vetrini in PBS (3 × 5 minuti), poi controcolorare i nuclei con 4',6-diamidino-2-fenilindolo (DAPI) (diluito 1:50) per 5 minuti.
    7. Monta le sezioni con un mezzo antifade per montaggio e copri con un copricapo.
    8. Visualizza e cattura immagini utilizzando un microscopio confocale a scansione laser con le impostazioni di filtro appropriate.

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Results

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

In questo studio, il modello di difetto osseo diafisario semi-segmentale nei ratti è stato stabilito forando un difetto lungo 4 mm e raggio di 1,5 mm al centro del femore con una bura diamantata cilindrica specifica a estremità piatta (Figura 2A). Per dimostrare la capacità del modello di testare le prestazioni meccaniche e biologiche dei materiali, abbiamo stabilito due gruppi di confronto, con difetti impiantati con idrogel GelMA o 3DP-PMMA (

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Discussion

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Oltre alle proprietà ampiamente enfatizzate di osteoinduttività, osteointegrazione ebiocompatibilità 5, la reattività meccanica e la capacità portante dei sostituti ossei sono altrettanto vitali, in particolare per riparare difetti nelle ossa portanti22. Le valutazioni convenzionali delle prestazioni meccaniche si basano tipicamente su metodi in vitro, come macchine di prova universali, test a compressione o analisi della resistenz...

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Disclosures

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Tutti i dati e le immagini originali sono inclusi in questo articolo. Gli autori dichiarano di non esserci conflitti di interesse.

Acknowledgements

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Questo studio è stato sostenuto dalla Natural Science Foundation della provincia del Sichuan (2025ZNSFSC0754).

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Materials

List of materials used in this article
NameCompanyCatalog NumberComments
Soluzione iodoforica al 2%Chengdu Jinshan Chemical Reagent Co., Ltd.Nessuna
Polimetilmetacrilato stampato in 3D (3DP-PMMA)Gentilmente fornito dal College of Polymer Science and Engineering dell'Università del SichuanNessuna
4% di paraformaldeideBiosharpBL539A
75% etanoloChengdu Jinshan Chemical Reagent Co., Ltd.Nessuna
Palline di cotoneHaishi Hainuo Group Co.,   Ltd.Nessuna
Bastoncini di cotoneLakong Medical Devices Co., Ltd.Nessuna
Soluzione di colorazione DAPIBeyotime Cat#C1005
Bisturi sterile usa e gettaHangzhou Huawei Medical Supplies Co., Ltd.20100227
Gelatina metacriloile idrogel (GelMA)Gentilmente fornito dal College of Polymer Science and Engineering dell'Università del SichuanNessuna
GelMA 20%CellinkIKG125000005
Capra Anti-Topo IgG H & L (Alexa Fluor e reg; 594)Abcamab150116
Capre Anti-Coniglio IgG H & L (Alexa Fluor e reg; 488)Abcamab150077
Kit per colorazioni di ematossilina ed eosinaBiosharpC1005
Portamano ad alta velocitàFoshan SCS Medical Instrument Co., Ltd.9018499000
Ago per irrigazioneSichuan New Century Medical Polymer Products Co., Ltd.Nessuna
Masson' s Trichrome Stain KitSolarbioG1340
Tessuti medici non tessutiHenan Yadu Industrial Co., Ltd. Nessuna
Tessuti medici non tessutiHenan Yadu Industrial Co., Ltd. Nessuna
Tomografia microcomputerizzata (& micro; CT) Scanco Medical AGμ CT 45
Mimics 20.0 per immagini trasversali (funzione di rifatto)MaterialiseNessuna
PortaaghiChengdu Shifeng Co., Ltd.Nessuna
Anticorpo Ob-R/Anticorpo del recettore della leptina (B-3)Santa CruzSC-8391
Sistema di scansione di vetrine intera di grado Olympus Research VS200Chengdu Knowledge Technology Co., LtdVS200
Ascensore periostaleChengdu Shifeng Co., Ltd.Nessuna
Anticorpo PIEZO1NovusNBP1-78446
Soluzione salinaSichuan Kelun Pharmaceutical Co., Ltd.Nessuna
Software di visualizzazione medica Scanco per la ricostruzione di immagini 3D (script predefiniti)Scanco Medical AGNessuna
Broca diamantante dentale specifica (TF-22/170-021m/845-021m)Azienda di Materiali Dentali DiantongNessuna
Ratti Sprague-Dawley Byrness Weil Biotech LtdNessuna
Forbici dritteChengdu Shifeng Co., Ltd.Nessuna
Motore chirurgicoMARATONAN3-140232
Suture chirurgiche (monofilamento 4-0)Hangzhou Huawei Medical Supplies Co., Ltd.Nessuna
Calibro vernierGastronomiaDL91150

References

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