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Articolo metodologico

Valutazione della dinamica della fissione/fusione mitocondriale nelle cellule tubulari prossimali renali

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DOI:

10.3791/69268

⸱

14 novembre 2025

 ,  ,  ,  , 
1Lewis Katz Medical School at Temple University

In questo articolo

Sommario

Questo articolo descrive l'uso della microscopia confocale e di ImageJ per valutare la dinamica di fissione/fusione mitocondriale tramite la fluorescenza a fotocommutazione Dendra2.

Abstract

I mitocondri sono meglio riconosciuti per il loro ruolo nella sintesi dell'ATP e fungono da regolatori chiave del metabolismo cellulare. La dinamica mitocondriale comprende il movimento intracellulare e intercellulare dei mitocondri, nonché i processi di fissione/fusione. Questi eventi sono fondamentali per mantenere la funzione mitocondriale mantenendo l'omeostasi cellulare, la morfologia, la bioenergetica, il controllo di qualità e le risposte allo stress. D'altra parte, la disregolazione della dinamica mitocondriale influisce sulla morfologia e sulla funzione cellulare. La misurazione precisa degli eventi di fissione/fusione dei mitocondri può essere indicativa della salute cellulare. Le attuali metodologie per misurare la dinamica dei mitocondri impiegano immagini avanzate come la microscopia a super-risoluzione, tecniche di fluorescenza (Fluorescence Recovery After Photobleaching (FRAP)) per la connettività e strumenti optogenetici per il controllo spaziotemporale. L'analisi quantitativa utilizza strumenti computazionali per misurare parametri come la lunghezza, il numero e la ramificazione, che indicano l'equilibrio fissione/fusione. Tuttavia, questi metodi richiedono competenze e strumenti sofisticati. In questo articolo, descriviamo l'uso della microscopia confocale combinata con strumenti gratuiti in ImageJ (Fiji) per studiare eventi di fissione/fusione utilizzando la proprietà di fotocommutazione della proteina dendra2, marcata al citocromo c mitocondriale.

Introduzione

I mitocondri sono un organello dinamico che svolge un ruolo vitale nella produzione di energia, nella morte cellulare e nella trasduzione del segnale1. La morfologia mitocondriale si riferisce alle dimensioni e alla forma dei compartimenti mitocondriali, che sono altamente reattivi alle condizioni intracellulari ed extracellulari e sono fondamentali per il mantenimento della salute cellulare2. La morfologia dei mitocondri può fornire informazioni chiave sulla loro funzione, tuttavia, le alterazioni della forma mitocondriale possono influire sul metabolismo cellulare e sulla salute generale3. Le interruzioni della morfologia mitocondriale sono associate a diverse malattie, tra cui disturbi neurodegenerativi, cancro e malattie metaboliche4. La morfologia mitocondriale è regolata dinamicamente da eventi di fusione e fissione/fusione, che sono cruciali per mantenere l'omeostasi cellulare e rispondere a varie esigenze metaboliche 5,6.

La dinamica mitocondriale aiuta l'organello a rispondere a diversi fattori di stress e requisiti metabolici7. Comporta la fissione/fusione continua e il movimento dei mitocondri all'interno delle cellule o tra le cellule. I mitocondri si adattano alle richieste di energia cellulare attraverso cambiamenti nella morfologia attraverso eventi di fissione/fusione8. Questi processi determinano la forma mitocondriale e influenzano le funzioni mitocondriali come la produzione di energia, la produzione di specie reattive dell'ossigeno (ROS) e il controllo della qualità mitocondriale 7,9,10. Inoltre, la fissione/fusione mitocondriale sono meccanismi di controbilanciamento che mantengono una rete mitocondriale funzionale11. La fusione consente lo scambio di contenuti mitocondriali, promuovendo la complementazione e il tamponamento contro il danno locale, mentre la fissione consente la segregazione e la rimozione dei mitocondri danneggiati attraverso la mitofagia 7,12. Inoltre, la fissione aiuta a segregare i componenti danneggiati dei mitocondri, che vengono poi rimossi dalla mitofagia, un processo di autofagia selettiva13. La fusione, d'altra parte, consente la complementazione del contenuto mitocondriale, diluendo eventuali componenti danneggiati14. Gli attori chiave nella fissione/fusione mitocondriale sono le mitofusine (MFN1/2), essenziali per la fusione della membrana mitocondriale esterna15,16, (OPA1): questa GTPasi simile alla dinamina è responsabile della fusione della membrana mitocondriale interna16. Le proteine di fissione coinvolgono la proteina 1 correlata alla dinamina (Drp1), la proteina pro-fissione13,17. Proteina di fissione mitocondriale 1 (Fis1), fattore di fissione mitocondriale (Mff) e regolatore di fissione mitocondriale1 simile (MTFR1L). Diverse tecniche, come l'EM a super-risoluzione, sono state utilizzate per studiare l'ultrastruttura mitocondriale18. L'ibridazione in situ a fluorescenza a singola molecola (smFISH) combinata con STED e la microscopia a super-risoluzione MINFLUX (nanoscopia) sono state utilizzate per visualizzare l'mRNA mitocondriale individuale e le proteine associate18. Le tecniche di microscopia a localizzazione di singole molecole (SMLM) tracciano i cambiamenti nella spaziatura delle membrane19. La microscopia a super-risoluzione STORM (Stocastica a Ricostruzione Ottica) consente lo studio dei complessi di membrana interna mitocondriale20. Tuttavia, l'uso di questa attrezzatura avanzata non è facilmente accessibile. La microscopia confocale è accessibile e richiede meno competenze. Inoltre, lo sviluppo di proteine fluorescenti mirate ai mitocondri ha fatto progredire significativamente lo studio delle dinamiche mitocondriali nelle cellule viventi21, poiché stiamo utilizzando la proteina fluorescente verde fotoattivabile (GFP) per visualizzare e quantificare la fusione mitocondriale22.

Per studiare la fissione e la fusione mitocondriale, le cellule sono stressate o esposte a farmaci come il cisplatino, che si lega al DNA e induce danni al DNA, culminando nell'apoptosi mediata dai mitocondri23. In questo studio, abbiamo utilizzato mitocondri Dendra2 marcati foto-commutabili da topi mitocondri foto-attivabili per studiare gli eventi di fissione e fusione nelle cellule tubulari renali trattate con cisplatino, poiché sono ricche di mitocondri e hanno un'elevata capacità di rigenerazione. Tuttavia, questo protocollo può essere utilizzato in qualsiasi tipo di cellula dotata di mitocondri Dendra2 marcati con fotocommutazione (Figura 1A-C).

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Protocollo

Tutto il lavoro sugli animali è stato eseguito in conformità con i protocolli approvati dal Comitato Istituzionale per la Cura e l'Uso degli Animali della Temple University, Temple University (Animal Protocol-5183). Sono stati acquistati i topi Pham, che hanno mitocondri che esprimono la proteina Dendra2.

1. Preparazione del terreno di coltura cellulare

  1. Isolare le cellule tubulari prossimali renali secondo il protocollo dopo che sono state separate dalle cellule endoteliali glomerulari utilizzando le perle24 (Figura 1A). Bouchareb et al., hanno sviluppato un metodo per isolare e coltivare cellule endoteliali glomerulari (GEC) dai reni di topi transgenici che esprimono mitocondri fluorescenti (mito-Dendra2) utilizzando perle magnetiche. Dopo l'isolamento del GEC, i tubuli rimasti nel pellet vengono isolati e coltivati.
  2. Coltura di cellule tubulari prossimali renali in un piatto di 10 cm con 10 mL di DMF-12 integrato con il 5% di FBS (inattivato a caldo), penicillina (100 U/mL) e streptomicina (100 μg/mL). Far crescere i tubuli per 2-3 giorni fino a quando non migrano fuori dai tubuli.
  3. Selezionare le cellule tubulari in base alla morfologia dopo aver subito la fame (con DMF-12 senza FBS) per 2 giorni.
    NOTA: Per gli esperimenti, utilizzare un disco con il 50-70% di celle confluenti. Contare le cellule con un emocitometro prima della semina.
  4. Semina delle cellule per gli esperimenti: Seminare le cellule in piastre di coltura con fondo di vetro a una densità di 1-5 × 105 cellule per pozzetto, a seconda dei requisiti sperimentali. Lasciare che le cellule aderiscano e crescano durante la notte prima dell'aggiunta di cisplatino.
    NOTA: Il cisplatino è un farmaco chemioterapico pericoloso, è fondamentale seguire i protocolli di sicurezza per proteggere il personale e l'ambiente. A tale scopo, seguire le istruzioni per la cabina di sicurezza biologica di classe II, i dispositivi di protezione individuale (DPI), la decontaminazione, il controllo delle fuoriuscite e lo smaltimento dei rifiuti (rifiuti di farmaci pericolosi-chemioterapia): indossare doppi guanti, occhiali, decontaminare la superficie di lavoro e tenere il kit per fuoriuscite vicino alla postazione di lavoro, etichettare chiaramente il contenitore dei rifiuti. Per il DMSO, indossare DPI, lavorare in una cappa aspirante e seguire le procedure di decontaminazione e smaltimento delle fuoriuscite.

2. Induzione di stress mediante cisplatino

  1. Preparazione del terreno di cisplatino
    1. Preparare una soluzione madre di 50 mM di Cisplatino sciogliendola in DMSO.
    2. Piastra 1-5 x 106 cellule tubulari prossimali sulla piastra di coltura con fondo in vetro, aggiungere 2 mL di terreno DMF-12.
      NOTA: È possibile utilizzare qualsiasi disco di coltura con fondo in vetro.
    3. Aggiungere cisplatino a una concentrazione finale di 2 μM alla piastra sperimentale, per avere lo 0,004% come concentrazione finale di DMSO.
      NOTA: Preparare 2 μl di cisplatino 50 mM diluiti in 1.998 μl di terreno DMF-12 privo di FBS e aggiungere 80 μl alla piastra sperimentale.
    4. Incubare le celle per 24 ore.

3. Imaging

  1. Utilizzo del microscopio confocale
    1. Configura i laser a 405 nm (fotoconversione Dendra2), 488 nm (eccitazione Dendra2 non convertita) e 561 nm (Dendra2 fotoconvertito, Alexa 594).
    2. Accendere i laser e lasciare il tempo per la stabilizzazione (~10 min)
  2. Studio degli eventi di fissione e fusione
    1. Configura i laser a 405 nm (fotoconversione Dendra2), 488 nm (eccitazione Dendra2 non convertita) e 561 nm (Dendra2 fotoconvertito, Alexa 594).
    2. Posizionare il disco di coltura nella camera di incubazione.
    3. Aggiungere acqua intorno alla camera e impostare la temperatura a 37 °C. L'approvvigionamento di CO2 dovrebbe essere mantenuto.
    4. Lasciare che la camera di incubazione si equilibri. Il cambiamento di temperatura stresserà le cellule.
    5. Visualizza le cellule utilizzando un ingrandimento e una risoluzione più elevati per l'imaging mitocondriale.
    6. Aprire il menu a discesa nell'angolo in alto a sinistra e selezionare le opzioni FRAP (Figura 2A-D).
    7. Definisci la regione di interesse (ROI) utilizzando il software LAS X, dove verrà eseguito il photobleaching.
      NOTA: La regione di interesse può essere disegnata a qualsiasi dimensione, il che non influisce sui risultati, poiché vengono analizzati i singoli mitocondri.
    8. Acquisire una serie di immagini pre-bleach a bassa intensità laser per stabilire l'intensità della fluorescenza di base. Impostazione della lunghezza d'onda lasersto405nm per la fotocommutazione (0,00), 48 nm (0,20) e 56 nm (0,20), assicurando che le celle siano focalizzate.
      NOTA: I valori tra parentesi che seguono le lunghezze d'onda del laser indicano intensità laser che possono essere impostate su qualsiasi valore poiché ciò non influisce sul fotosbiancamento.
    9. Per sbiancare le cellule, applicare un impulso laser ad alta intensità per sbiancare nel ROI. Impostare i laser FRAP su 405 nm (4,00), 488 nm (0,00) e 561 nm (0,00). Impostare il pre-bleach su 5,140 s per 59 iterazioni e il post-bleach sul momento desiderato (Figura 2B) (l'intensità del laser pre-bleach e post-bleach sono menzionati tra parentesi).
    10. Per l'imaging post-bleach, continuare ad acquisire immagini a bassa intensità laser per osservare il recupero della fluorescenza per 10 minuti. Mantieni i laser FRAP a 405 nm (0,00), 488 nm (0,50) e 561 nm (0,50).
      NOTA: Il tempo di sbiancamento potrebbe variare a seconda dei tipi di cellule, nelle nostre mani, tempi di sbiancamento simili sono stati utilizzati per i mitocondri nelle cellule tubulari e nelle cellule interstiziali valvolari (VIC). Una volta conclusa la FRAP, è possibile eseguire le immagini o l'imaging di cellule vive (Figura 3 e Video supplementare 1), oltre ad acquisire le immagini dopo lo sbiancamento.

4. Analisi delle immagini

NOTA: Poiché i mitocondri sono marcati con la proteina Dendra2, dopo essere stati sottoposti a fotosbiancamento, un cambiamento conformazionale irreversibile nella proteina dendra2 porta ad un aumento della fluorescenza rossa rilevata attraverso il laser a 561 nm. Quando i mitocondri rossi si fondono con i mitocondri verdi non sbiancati, la combinazione dà un colore giallo. Sfruttando questo fenomeno, è possibile misurare gli eventi dinamici di fissione/fusione.

  1. Profilazione dei mitocondri rossi e verdi fusi
    1. Installa il plug-in del profiler RGB per profilare il segnale rosso e verde attraverso la selezione.
      NOTA: Segui le istruzioni sul sito Web per aggiungere il plug-in alla sezione Fiji.
    2. Aprire ImageJ (Figura 4A).
    3. Dal menu File , individuare e aprire il file da analizzare (Figura 4B).
    4. Seleziona la modalità colore composito, seleziona l'opzione di ridimensionamento automatico e apri il video da analizzare (Figura 4C).
    5. Selezionare un'area rettangolare da analizzare (Figura 4D).
    6. Passare il puntatore del mouse vicino all'area del rettangolo selezionata, fare clic con il pulsante destro del mouse e selezionare duplica (Figura 4E).
    7. Selezionare l'opzione Duplica hyper stack , che duplica tutte le pile di immagini (Figura 4F).
    8. Per convertire la pila duplicata in formato RGB, selezionare l'immagine e selezionare l'opzione RGB nel menu a discesa dell'immagine (Figura 4G-H).
    9. L'immagine RGB viene duplicata, selezionando un solo fotogramma (Figura 4I).
    10. Se i mitocondri nell'immagine sono curvi, traccia una linea lungo la loro lunghezza. Quindi, vai al menu Modifica , scegli Selezione e fai clic su Raddrizza (Figura 5A).
    11. Scegliere un titolo per l'immagine e impostare la larghezza della linea su 20 pixel (Figura 5B).
    12. Dopo aver raddrizzato i mitocondri, tracciare una linea lungo i mitocondri di interesse per assicurarsi che sia in linea con una linea retta (Figura 5C).
    13. Aprire il plug-in RGB Profiler (Figura 5D).
    14. Una volta attivato, il plugin genererà un grafico che mostra le intensità di fluorescenza rossa e verde lungo la linea tracciata. L'altezza di ciascun picco è direttamente proporzionale all'intensità della fluorescenza (Figura 5E).
      NOTA: La morfologia mitocondriale può essere calcolata anche utilizzando il plug-in25 dell'analizzatore di mitocondri. Seleziona le regioni utilizzate per l'esposizione, analizza la soglia nelle regioni selezionate, quindi misura la morfologia dei mitocondri e l'analisi 2D. È possibile selezionare l'area, il perimetro e altri parametri.

5. Analizzare gli eventi di fusione

  1. Stabilire la linea di base pre-fusione: prima della fusione mitocondriale, confermare che la fluorescenza rossa (561 nm) sia localizzata in un mitocondrio e la fluorescenza verde (488 nm) in uno adiacente. Il grafico dell'intensità corrispondente dovrebbe mostrare due picchi distinti, uno rosso e uno verde, con una sovrapposizione minima.
  2. Confermare l'evento post-fusione: dopo la fusione, il segnale rosso (che rappresenta il contenuto della matrice Dendra2) dovrebbe diffondersi nel mitocondrio verde adiacente, indicando la miscelazione del contenuto. Il grafico dell'intensità mostrerà ora picchi rossi e verdi sovrapposti, confermando un evento di fusione.
  3. La valutazione degli eventi di fusione può essere determinata selezionando attentamente i mitocondri sani e i mitocondri fotosbiancati per la fusione nell'imaging di cellule vive. Un cambiamento nel rapporto rosso/verde nel tempo indicherebbe l'evento di fusione.

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Risultati

Le cellule epiteliali tubulari primarie sono state isolate dal rene di topo mediante digestione enzimatica e coltivate in DMF-12 integrato con il 5% di FBS e l'1% di penicillina-streptomicina a 37 °C sotto il 5% di CO2. Al raggiungimento dell'80% di confluenza, le cellule sono state tripsinizzate (0,25% tripsina-EDTA) e seminate a una densità di 5 × 104 cellule per pozzetto in piastre di coltura con fondo di vetro, pre-rivestite di collagene.

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Discussione

La fissione/fusione mitocondriale sono processi dinamici cruciali che mantengono l'omeostasi mitocondriale e la vitalità cellulare26. Una corretta valutazione di questi processi richiede tecniche di imaging avanzate per visualizzare e quantificare la morfologia, la dinamica e la funzione mitocondriale27,28. Varie tecniche sono state utilizzate per misurare la fissione/fusione mitocondriale. Alcuni degli st...

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Dichiarazioni

Gli autori dichiarano di non avere nulla da rivelare.

Ringraziamenti

Questo lavoro è stato supportato da sovvenzioni di ricerca del National Institute of Health numero di sovvenzione 5R01DK135470-03, dalla sovvenzione ISAC-NIH 5U24DK128851-03 e dalla borsa di studio post-dottorato dell'American Heart Association.

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Materiali

Elenco dei materiali utilizzati in questo articolo
NomeAziendaNumero di catalogoCommenti
Coltura Cellulare 
DMEM/F12 Mezzo basale  (Gibco/Cat. N.11320033 ) Coltura cellulare tubolare prossimale  
Siero fetale bovino (FBS) e nbsp;integrazione 5-10%  (Biowest/Cat. N. S181B) e nbsp;Arricchimento del mezzo culturale  
Penicillina-Streptomicina 100X (Gibco/Cat. N.15140122) Protezione antibiotica & nbsp;
Collagene IV e nbsp;rivestimento ( Sigma-C5533-5M) & nbsp;Rivestimento a piastra Ibidi  
Tripsina-EDTA 0,25% soluzione  (Gibco/Cat. N.25200056) Distaccamento di cella 
Soluzione salina tamponata con fosfato (PBS) e nbsp;(Gibco/Cat. N.10010023 ) Lavaggio delle celle 
Trattamenti 
Cisplatino 2 & micro; M concentrazione lavorativa  (Selleck Chemicals/Cat. No.S1166) Induzione dello stress   
Dimetil Solfosido (DMSO) controllo veicoli (Fisher Scientific/Cat. No.D1391) Controllo del solvente al cisplatino 
Imaging  
Medium Rosso-Senza Fenoli & nbsp;Immagini dal vivo  (Gibco/Cat. N.21041025) Fluorescenza di fondo ridotta  
Biologia Molecolare & nbsp;
TRIzol®  Estrazione di RNA  (Gibco/Cat. N.15596018) & nbsp;Isolamento totale dell'RNA  
SYBR Green Master Mix  qPCR chimica (Thermo Scientific/Cat. No.K0221) Espressione genica della dinamica mitocondriale (DNM1L, FIS1, MFN1, MFN2, OPA1) e nbsp;
Strumenti fluorescenti  
Dendra2 Tag della matrice mitocondriale Laboratorio Jacson (PhAMescluso) Reporter fotocommutabile (conversione 405nm, imaging 488/561nm) & nbsp;
Microscopi  
Microscopio Confocale  Leica DMi8 Imaging a cellule vive e FRAP laser 405nm/488nm/561nm 
Immagine J https://imagej.net/software/fiji/downloads 
RGB Profiler Plugin https://imagej.net/ij/plugins/rgb-profiler.html. Analisi degli eventi di fusione (sovrapposizione segnale rosso/verde) 

Riferimenti

  1. Liesa, M., Palacin, M., Zorzano, A. Mitochondrial dynamics in mammalian health and disease. Physiol Rev. 89 (3), 799-845 (2009).
  2. Chen, Z., Berquez, M., Luciani, A. Mitochondria, mitophagy, and metabolic disease: towards assembling the puzzle. Cell Stress. 4 (6), 147-150 (2020).
  3. Ding, Y., et al. Mitochondrial segmentation and function prediction in live-cell images with deep learning. Nat Commun. 16, 743(2025).
  4. Jiao, H., et al. Mitocytosis, a migrasome-mediated mitochondrial quality-control process. Cell. 184 (11), 2896-2910.e13 (2021).
  5. Kraus, F., Roy, K., Pucadyil, T. J., Ryan, M. T. Function and regulation of the divisome for mitochondrial fission. Nature. 590 (7844), 57-66 (2021).
  6. He, X., et al. GTPBP8 modulates mitochondrial fission through a Drp1-dependent process. J Cell Sci. 137 (8), jcs261612(2024).
  7. San-Millán, I. The key role of mitochondrial function in health and disease. Antioxidants. 12 (4), 782(2023).
  8. Ponte, S., et al. Drp1-mediated mitochondrial fission regulates calcium and F-actin dynamics during wound healing. Biol Open. 9 (5), bio048629(2020).
  9. Sabouny, R., Shutt, T. E. The role of mitochondrial dynamics in mtDNA maintenance. J Cell Sci. 134 (24), jcs258944(2021).
  10. Huang, H., et al. Mitochondrial dynamics tracking with two-photon phosphorescent terpyridyl iridium(III) complexes. Sci Rep. 6, 20887(2016).
  11. Chen, W., Zhao, H., Li, Y. Mitochondrial dynamics in health and disease: mechanisms and potential targets. Signal Transduct Target Ther. 8 (1), 333(2023).
  12. Sabouny, R., Shutt, T. E. Reciprocal regulation of mitochondrial fission and fusion. Trends Biochem Sci. 45 (7), 564-577 (2020).
  13. Jin, P., et al. Mitochondrial adaptation in cancer drug resistance: prevalence, mechanisms, and management. J Hematol Oncol. 15 (1), 97(2022).
  14. Wai, T., et al. The membrane scaffold SLP2 anchors a proteolytic hub in mitochondria containing PARL and the i-AAA protease YME1L. EMBO Rep. 17 (12), 1844-1856 (2016).
  15. Schiavon, C. R., Shadel, G. S., Manor, U. Impaired mitochondrial mobility in Charcot-Marie-Tooth disease. Front Cell Dev Biol. 9, 624823(2021).
  16. Sivakumar, A., Shanmugarajan, S., Subbiah, R., Balakrishnan, R. Cardiac mitochondrial PTEN-L determines cell fate between apoptosis and survival during chronic alcohol consumption. Apoptosis. 25 (7-8), 590-604 (2020).
  17. Simula, L., et al. Mitochondrial metabolism sustains CD8+ T cell migration for an efficient infiltration into solid tumors. Nat Commun. 15 (1), 2203(2024).
  18. Kopek, B. G., Shtengel, G., Xu, C. S., Clayton, D. A., Hess, H. F. Correlative 3D superresolution fluorescence and electron microscopy reveal the relationship of mitochondrial nucleoids to membranes. Proc Natl Acad Sci U S A. 109 (16), 6136-6141 (2012).
  19. Whelan, D. R., Bell, T. D. Image artifacts in single molecule localization microscopy: why optimization of sample preparation protocols matters. Sci Rep. 5, 7924(2015).
  20. Palmer, C. S., et al. Super-resolution microscopy reveals the arrangement of inner membrane protein complexes in mammalian mitochondria. J Cell Sci. 134 (13), jcs252197(2021).
  21. Liu, F., et al. The interactome of intact mitochondria by cross-linking mass spectrometry provides evidence for coexisting respiratory supercomplexes. Mol Cell Proteomics. 17 (2), 216-232 (2018).
  22. Karbowski, M., Cleland, M. M., Roelofs, B. A. Methods Enzymol. , Elsevier. Netherlands. (2014).
  23. Kleih, M., et al. Direct impact of cisplatin on mitochondria induces ROS production that dictates cell fate of ovarian cancer cells. Cell Death Dis. 10 (11), 851(2019).
  24. Bouchareb, R., Yu, L., Lassen, E., Daehn, I. S. Isolation of conditionally immortalized mouse glomerular endothelial cells with fluorescent mitochondria. J Vis Exp. (187), e64147(2022).
  25. Chu, C. H., Tseng, W. W., Hsu, C. M., Wei, A. C. Image analysis of the mitochondrial network morphology with applications in cancer research. Front Phys. 10, 855775(2022).
  26. Montecinos-Franjola, F., Ramachandran, R. Methods Mol Biol. , Springer, US. (2020).
  27. Gaspar, M. L., Chang, Y. F., Jesch, S. A., Aregullin, M., Henry, S. A. Interaction between repressor Opi1p and ER membrane protein Scs2p facilitates transit of phosphatidic acid from the ER to mitochondria and is essential for INO1 gene expression in the presence of choline. J Biol Chem. 292 (45), 18713-18728 (2017).
  28. Karbowski, M. Adv Exp Med Biol. , Springer, US. (2010).
  29. Yang, X., et al. Mitochondrial dynamics quantitatively revealed by STED nanoscopy with an enhanced squaraine variant probe. Nat Commun. 11 (1), 3699(2020).
  30. Opstad, I. S., et al. Three-dimensional structured illumination microscopy data of mitochondria and lysosomes in cardiomyoblasts under normal and galactose-adapted conditions. Sci Data. 9 (1), 98(2022).
  31. Kunz, T. C., Götz, R., Gao, S., Sauer, M., Kozjak-Pavlovic, V. Using expansion microscopy to visualize and characterize the morphology of mitochondrial cristae. Front Cell Dev Biol. 8, 617(2020).
  32. Teixeira, P., Galland, R., Chevrollier, A. Super-resolution microscopies, technological breakthrough to decipher mitochondrial structure and dynamic. Semin Cell Dev Biol. 159 - 160, 38-51 (2024).
  33. Kirchweger, P., et al. Snapshots of mitochondrial fission imaged by cryo-scanning transmission electron tomography. J Cell Sci. 138 (9), jcs263639(2025).
  34. Collins, H. E., et al. Mitochondrial morphology and mitophagy in heart diseases: qualitative and quantitative analyses using transmission electron microscopy. Front Aging. 2, 670267(2021).
  35. Marshall, A. G., Damo, S. M., Hinton, A. Revisiting focused ion beam scanning electron microscopy. Trends Biochem Sci. 48 (6), 585-586 (2023).
  36. Adebayo, M., Singh, S., Singh, A. P., Dasgupta, S. Mitochondrial fusion and fission: the fine-tune balance for cellular homeostasis. FASEB J. 35 (6), e21620(2021).
  37. Munro, D., Baldy, C., Pamenter, M. E., Treberg, J. R. The exceptional longevity of the naked mole-rat may be explained by mitochondrial antioxidant defenses. Aging Cell. 18 (3), e12916(2019).
  38. Varuzhanyan, G., Chan, D. C. Mitochondrial dynamics during spermatogenesis. J Cell Sci. 133 (14), jcs235937(2020).

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