Articolo metodologico

Modello di arresto cardiaco suino con defibrillatore impiantabile

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DOI:

10.3791/69305

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9 gennaio 2026

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1Nord University, 2UiT The Arctic University of Norway, 3Nordland Hospital Trust, 4NTNU The Norwegian University of Science and Technology, 5Department of Pain Medicine and Research, Oslo University Hospital and University of Oslo, 6Helgeland Hospital Trust

In questo articolo

Sommario

Questo protocollo dimostra l'uso di un cardioverter-defibrillatore (ICD) impiantabile per indurre in modo affidabile aritmie ventricolari, eseguire cardioversione interna e ottenere registrazioni ECG intracardiache in un modello suino.

Abstract

Questo studio presenta un modello riproducibile di arresto cardiaco suino utilizzando un cardioverter-defibrillatore (ICD) impiantabile per un'induzione e cardioversione affidabili della fibrillazione ventricolare (FV), oltre al monitoraggio ECG intracardiaco durante la rianimazione. I modelli animali di grandi dimensioni sono fondamentali per la ricerca traslazionale sull'arresto cardiaco; tuttavia, le tecniche convenzionali di induzione e cardioversione per FV — principalmente utilizzando elettrodi esterni e defibrillazione — sono spesso ostacolate da artefatti di movimento, tassi di conversione incoerenti e un alto utilizzo di risorse animali. Questo protocollo descrive cicli ripetuti di induzione e cardioversione della VF all'interno dello stesso animale, fornendo un controllo preciso minimizzando allo stesso tempo lo stress fisiologico e il numero di animali, in conformità con i principi delle 3R (Sostituzione, Riduzione e Raffinamento). Il metodo basato su ICD consente un monitoraggio accurato del ritmo tramite ECG intracardiaco durante la rianimazione, con una migliore resistenza agli artefatti rispetto all'ECG di superficie. Undici maiali hanno subito ripetute induzioni di ventro ventrosica e cardioversione, con alti tassi di successo e recupero della circolazione spontanea. Il modello consente l'acquisizione standardizzata e affidabile di dati per gli studi di arresto cardiaco, garantendo coerenza sperimentale e facilitando l'indagine riproducibile della fisiopatologia e delle strategie di rianimazione, minimizzando al contempo l'uso degli animali.

Introduzione

Maiali e esseri umani condividono significative somiglianze anatomiche e fisiologiche, rendendo i modelli suini essenziali per la ricerca sullarianimazione 1. Le tecniche per indurre fibrillazione ventricolare (FV) e arresto cardiaco includono: applicazione in corrente continua (DC) tramite aghi spinali inseriti nel miocardio tramite una batteria da 9 V, o generatoresinusale 2; corrente alternata (AC) trascutanea o sottocutanea3,4; applicazione intramiocardica con un elettrodo pacer che utilizza corrente continua (DC) (batteria da 9 V), corrente alternata (AC; oscilloscopio/generatore di funzioni) o un pacemakeresterno 5,6,7,8. Sebbene tutti questi metodi inducano efficacemente la FV, la conversione al ritmo sinusale (SR) viene tipicamente eseguita tramite l'applicazione transcutanea esterna di uno shock continuo e il ritorno della circolazione spontanea (ROSC) è spesso subottimale. Inoltre, gli shock esterni impongono uno stress fisiologico e tissutale significativo e potenzialilesioni 9,10, limitando il numero di interventi ripetuti per ogni animale. Di conseguenza, gli studi sulla FV spesso richiedono un gran numero di animali per rilevare differenze statisticamente significative, il che è in conflitto con le esigenze etiche di ridurre l'uso degli animali.

Ricerche precedenti sull'uomo hanno dimostrato che la FV può essere indotta utilizzando un sistema cardioverter-defibrillatore (ICD)impiantabile 11. Per quanto ne sappiamo, induzioni e conversioni ripetute di VF utilizzando un sistema ICD non sono state studiate in un modello suino. Un elettrocardiogramma (ECG) viene utilizzato per rilevare la conversione dalla fibrillazione ventricolare al ritmo sinusale. Durante la rianimazione cardiopolmonare (RCP), l'ECG standard di superficie di alta qualità può essere inaffidabile o difficile da ottenere a causa di artefatti di movimento e artefatti relativi all'interfaccia elettrodo-pelle e alle proprietà elettriche deglielettrodi 12,13,14.

In linea con i principi 3R della ricerca sugli animali (Sostituzione, Riduzione e Raffinamento)8, e con la nostra ricerca in corso sul rilevamento del flusso durante l'arrestocardiaco 15,16,17, abbiamo puntato a sviluppare un modello prevedibile e riproducibile di arresto cardiaco suino per l'induzione ripetuta di VF e la conversione in SR all'interno di un singolo animale. Inoltre, abbiamo puntato a utilizzare il dispositivo ICD per ottenere letture ECG intracardiache durante la RCP. Riducendo la variabilità e migliorando il successo della RCP, questo metodo affronta i limiti chiave dei modelli esistenti, minimizza l'uso degli animali e facilita una ricerca sull'arresto cardiaco più affidabile. Questo approccio raffinato garantisce coerenza e offre vantaggi significativi rispetto alle tecniche tradizionali, permettendo ai ricercatori di ottenere risultati affidabili rispettando standard etici nella progettazione sperimentale. Il modello presentato è tecnicamente avanzato e richiede l'accesso a un ICD e un'unità di programmazione, oltre a fluoroscopia o ecografia per guidare l'inserimento del pacemaker del caviglio. A causa delle dimensioni dell'ICD, dei terminali del pacemaker e degli introduttori vascolari, il modello è applicabile ai suini di peso di almeno 25 kg.

Protocollo

Gli esperimenti descritti in questo protocollo sono stati approvati dall'Autorità Norvegese per la Ricerca Animale (FOTS-ID 25415) e eseguiti in conformità con la Direttiva UE 2010/63/UE sulla protezione degli animali utilizzati a scopo scientifico. Sono stati utilizzati undici maiali norvegesi della Landrace (Sus scrofa domesticus), composti da 10 maschi e una femmina, con un'età media di 56 anni ± 1,5 giorni e un peso medio di 30 ± 3 kg. La configurazione sperimentale è illustrata nella Figura 1.

1. Recupero animale, anestesia e monitoraggio

  1. Recupero animale
    1. Coordina con un allevatore locale per ottenere maiali di dimensioni e peso appropriati per l'esperimento previsto.
    2. Per promuovere il benessere animale, preleva gli animali immediatamente prima della procedura. Fornisci loro accesso ad libitum a cibo e acqua fino al recupero.
  2. Sedazione in fattoria
    1. Somministrare una miscela dei seguenti farmaci intramuscolari per un maiale di 30 kg: Ketamina 2500 mg (25 mL di Belatamin VET 100 mg/mL), Midazolam 10 mg (2 mL di Midazolam 5 mg/mL), Atropina 1 mg (1 mL di Atropina).
    2. Conferma una sedazione adeguata verificando che il maiale sia addormentato, sdraiato e non risponda alla stimolazione prima del trasporto.
  3. Trasporta il maiale sedato in una gabbia sicura e ventilata. Assicurati di proteggerti dall'ipotermia con coperte termiche. Riduci al minimo i tempi di trasporto.
  4. Preparazione di laboratorio
    1. Pesa il maiale. Inserire due cateteri pervenosi (IV) periferici da 20G nelle orecchie utilizzando la tecnica asettica standard. Se necessario, posiziona un guanto caldo pieno d'acqua sulle vene ristrette per favorire la vasodilatazione. Arrotolare e posizionare bende elastiche o di garza nella parte esterna dell'orecchio del maiale e fissare con del nastro adesivo per stabilizzare i cateteri endovenosi.
    2. Lava e radi collo e mascella. Somministrare ketamina (50 mg per via endovenosa) o tiopental (50-100 mg per via endovenosa) secondo necessità per mantenere la sedazione. Evita dosi elevate di tiopentale per garantire una respirazione spontanea.
  5. Monitoraggio e posizionamento iniziali
    1. Posiziona il maiale a terra sul tavolo operatorio. Attaccare un pulsossimetro neonatale alla coda e elettrodi elettrocardiogrammatici (ECG) al busto. Verifica le letture chiare.
    2. Iniziare le infusioni endovenose come segue:
      Catetere 1: Tiopentalo (Pentocur Abcur) diluito al 5% di glucosio o 0,9% di NaCl fino a una concentrazione finale di 25 mg/mL. Tasso di infusione 0,16 mL/kg/h (equivalente a 4 mg/kg/h)
      Catetere 2: Una miscela di midazolam e morfina diluita al 5% di glucosio o 0,9% di NaCl fino a una concentrazione finale di 0,15 mg/mL e 2 mg/mL (equivalenti rispettivamente a 0,15 mg/kg/h e 2 mg/kg/h). Tasso di infusione 1 mL/kg/h. Sullo stesso catetere, somministrare acetato di Ringer (Ringer-Acetato) 4-10 mL/kg/h.
      ATTENZIONE: Non mescolare pentobarbital con altri farmaci per evitare la formazione di cristalli nei cateteri endovenosi.
  6. Ossigenazione e induzione da anestesia profonda
    1. Fornire ossigeno (6 L/min) tramite una maschera specifica per il maiale collegata a una sacca di ventilazione autoespandente.
    2. Indurre anestesia profonda con pentobarbital (200-300 mg per via endovenosa) e confermare la cessazione della respirazione spontanea. Avvia la ventilazione della mascherina.
  7. Intubazione
    1. Usa un bavaglio per aprire la bocca del maiale. Con il maiale prono, inserire una lama Miller dritta del laringoscopio #5 per localizzare l'epiglottide e aprire l'introito laringeo. Monitorare la saturazione (SpO 2) utilizzando il pulsossimetro collegato e ventilare se necessariamente la saturazione scende sotto l'80%.
    2. Per l'intubazione endotracheale, inserire il bougie finché un riflesso di tosse non indica la carina. Avanzare un tubo endotracheale di 7,0 mm di diametro esterno sopra il bougie, ruotando il tubo di 90° in senso antiorario per facilitare il passaggio oltre le corde vocali. Rimuovi il piante e gonfia il polsino.
    3. Ventila il maiale usando una sacca auto-espandibile collegata al capnografo. Confermare la posizione del tubo osservando il ritorno delCO2 e i suoni polmonari auscultanti. Fissa il tubo con del nastro adesivo.
    4. Se il posizionamento fallisce — indicato da suoni di ventilazione assenti e assenza di CO 2 terminale espiratorio (ETCO 2) — rimuovi il tubo e ripeti il processo.
    5. Collega il tubo a un ventilatore. Imposta la ventilazione a volume controllato come:
      Volume mareale: 8-10 mL/kg
      Frequenza respiratoria: ~17/min
      Frazione di ossigeno ispirata (FiO 2): 21%
      Pressione espiratoria positiva (PEEP): 5 cmH2O
    6. Monitorare SpO2 e terminareETCO 2. Regola la frequenza di ventilazione per mantenere il pH del sangue di ~7,45. Evita l'iperventilazione per prevenire l'alcalosi. La maggior parte dei maiali ha un eccesso di base (BE) fisiologicamente superiore da +5 a +10, puntando quindi a unETCO2 superiore a quello umano per mantenere la stabilità del pH.

2. Strumentazione

  1. Posizionamento del catetere arterioso
    1. Gira il maiale in posizione supina e fissa gli arti con una benda di garza.
    2. Disinfettare collo, mascella, inguine e ventre con clorexidina 5 mg/mL in etanolo e coprire con tendelli sterili.
    3. Allunga una zampa posteriore per estendere l'arteria iliaca. Utilizzare l'ecografia per localizzare l'arteria iliaca e inserire un catetere arterioso a 5 French Pulse Index Continuous Cardiac Output (PiCCO) utilizzando la tecnica di Seldinger.
    4. Collega il catetere a un trasduttore di pressione pre-riempito e risciaccola. Azzera il trasduttore e conferma un buon tracciamento della pressione arteriosa. Rilascia la zampa posteriore.
  2. Cateterizzazione vescicale,
    1. Identifica la vescica nella linea più bassa del capezzolo tramite l'ecografia. Esegui una mini laparotomia usando diatermia per esporre la vescica.
      ATTENZIONE: Le apparecchiature per diatermia generano alte temperature, rappresentando un rischio di danni termici. Evita il contatto con l'elettrodo per prevenire lesioni personali e garantire un controllo preciso, e evita il contatto con i tessuti circostanti per evitare danni involontari. La diatermia produce fumo chirurgico potenzialmente cancerogeno. Minimizza l'uso e garantisce un'efficace evacuazione locale del fumo e una ventilazione della stanza.
    2. Applica una sutura a cordone (0,5 cm di diametro) sulla vescica. Fai un'incisione di 0,5 cm usando diatermia all'interno della sutura e inserisci un catetere di 12 Charrière.
    3. Gonfia il palloncino del catetere con acqua sterile e stringi il punto. Attacca il catetere a una sacca di raccolta.
    4. Reinserire la vescica nella cavità peritoneale e chiudere la laparotomia con le graffette.
  3. Posizionamento del catetere venoso centrale (CVC)
    1. Inclinare il maiale in posizione Trendelenburg e aumentare la PEEP del ventilatore a 10cmH 2O per distendere le vene del collo.
    2. Utilizzare l'ecografia per localizzare la vena giugulare esterna sinistra e inserire un CVC a tre lumen utilizzando la tecnica di Seldinger.
    3. Verifica il ritorno venoso su tutti i lumen. Trasferire sedazione e infusioni di liquidi al CVC.
    4. Collegare un trasduttore di pressione al terzo lumen e confermare il tracciamento della pressione venosa centrale (CVP).
  4. Inserimento di elettrodi di introduttore vascolare e cardioverter-defibrillatore (ICD) impiantabile
    1. Individua la vena giugulare esterna destra tramite l'ecografia.
    2. Inserire un introduttore vascolare da 7 Fr usando la tecnica di Seldinger. Confermare il reflusso venoso e lavare con soluzione salina. (La dimensione dell'introduttore può variare a seconda del tipo di lead ICD - consultare il produttore competente).
    3. Riduci la PEEP a 5cmH 2O e livellare il tavolo operatorio. Confermare la posizione della punta introduttrice tramite ecocardiografia transesofagica o fluoroscopia.
    4. Inserire un elettrodo ICD a bobina singola attraverso l'introduttore vascolare. Avanza l'elettrodo nell'apice del ventricolo destro.
    5. Osservare la posizione adeguata degli elettrodi tramite ecocardiografia transtoracica o transesofageo o fluoroscopia, se disponibile.
    6. Collega il terminale ICD a un analizzatore del sistema di pacing (PSA) utilizzando il terminale dedicato del connettore. Confermare la posizione nel ventricolo destro misurando le onde R intracardiache di >6 mV.
    7. Esporre l'elica per fissare la punta del dente intercontinentale al condotto endocardio del ventricolo destro (ape o setto distale).
    8. Confermare la posizione adeguata del filo tramite misurazioni della soglia di pacing (<2,5 V; 0,4 ms) e dell'impedenza (500-1500 Ω per il pacing, 50-100 Ω per la bobina di shock). Riposiziona il piombo se necessario.
    9. Fai un'incisione orizzontale della pelle di 4 cm sotto la clavicola sinistra usando la diatermia. Usando una pinza e le dita, crea una piccola tasca sottocutanea, abbastanza grande da contenere l'ICD.
    10. Collega il caviglio all'ICD e inserisci il dispositivo nella tasca. È importante che il terminale dell'ICD sia posizionato correttamente nel ventricolo destro e che la vite retrattile sia saldamente fissata al miocardio. Se l'onda R misurata diminuisce o la soglia di pacing aumenta notevolmente, si riposiziona il vantaggio. Inoltre, se l'impedenza (pacing e/o shock) è fuori intervallo, verifica che l'estremità del connettore del conduttore sia stata completamente avanzata nel collettore dell'ICD e che la vite di innestazione sia stata fissata saldamente.

3. Programmazione pacemaker/defibrillatore

  1. Passa dalla modalità Pacing System Analyzer (PSA) alla modalità Programmer sul PSA. Collega l'ICD al programmatore usando l'antenna fornita e conferma la telemetria wireless.
  2. Il software di programmazione ICD si apre automaticamente. Ripetere le misurazioni dell'onda R intracardiaca, della soglia e delle impedenze, e riposizionare il filo dell'ICD se necessario.
  3. Programmare la modalità di ritmo alle impostazioni desiderate (ad esempio, VVI 60 bpm, uscita 3,5 V; larghezza dell'impulso 0,4 ms; autorilevamento abilitato).
  4. Programma i parametri della terapia per tachiaritmie ai valori desiderati, inclusi il numero di zone, il numero di onde R necessarie per la terapia e il tipo di terapia, ad esempio 2 zone con tachicardia ventricolare (VT) 190-240 e fibrillazione ventricolare (FV) > 240. Nella zona VT, 32 intervalli, due tentativi di pacing anti-tachicardia prima di una cardioversione a 30 J, e nella zona VF, 12 intervalli prima di uno shock DC.
    NOTA: Il tempo di rilevamento dell'aritmia dipende dai parametri programmati, inclusi la frequenza cardiaca (durata del ciclo) e il numero di onde R consecutive necessarie per la diagnosi. Ad esempio, se la frequenza cardiaca è di 240 bpm e sono necessarie 12 onde R consecutive per diagnosticare la VF, il tempo di rilevamento sarà significativamente più breve rispetto a se la frequenza cardiaca è di 180 bpm e sono necessarie 32 onde R. Questo vale per contesti in cui la terapia viene erogata automaticamente, come nella pratica clinica. Al contrario, quando si utilizza la modalità di test del programmatore, la terapia può essere somministrata dopo un intervallo di tempo predefinito (fino a 20 secondi) o manualmente, senza alcuna terapia che viene somministrata fino all'attivazione dell'operatore. In queste ultime modalità, il rilevamento delle aritmie è manuale piuttosto che automatico.
  5. Sul lato destro dello schermo del programmatore, seleziona l'icona di Test , poi apri le cartelle Fibber e NIPS . Premi l'icona del Fibber ventricolare per abilitare l'induzione della VF usando vari metodi, il più affidabile per la VF è il Fibber DC11 — una tensione DC costante di 7,5 V per 2 secondi. Altre opzioni per la VF sono shock on T-wave o pacing a 50 Hz.
  6. Quando viene indotta la FV, ci sono tre opzioni per somministrare la terapia (angolo in basso a sinistra dello schermo). Usa Automatico, in cui il dispositivo somministra automaticamente una scossa secondo i parametri programmati della terapia tachicardica nell'ICD. Altre opzioni sono Timed, dove l'ICD sommetterà una scossa dopo un intervallo programmabile tra 3 s e 20 s, oppure Manual, dove la terapia viene somministrata solo quando l'operatore preme l'icona Deliver Therapy .
  7. La tachicardia ventricolare può essere indotta cliccando sull'icona ventricolare NIPS . Seleziona l'icona Burst e la durata del ciclo desiderata per l'induzione, ad esempio 300 ms, che corrisponde a una frequenza cardiaca di 200. Premi Tieni premuto per applicare Burst fino a 20 secondi (massimo) per indurre la VT. Se non ha successo, la procedura può essere ripetuta con una durata del ciclo più breve, ad esempio 280 ms o 260 ms.
  8. Se viene indotta la VT o la VF, la terapia viene somministrata secondo le impostazioni programmate nella cartella Tachy. Per accedere alle impostazioni, clicca sull'icona Parametri sul dispositivo. Assicurare il ripristino della SR.

4. Stabilire un monitoraggio Doppler continuo e non invasivo della carotide

  1. Per monitorare il flusso carotide, si utilizza una combinazione di tracciamento della pressione intra-arteriosa dall'arteria carotide sinistra e, se disponibile, integrato da una misurazione non invasiva della velocità del flusso guidata da ultrasuoni nell'arteria carotide destra tramite un Doppler manuale e continuo, ad esempio il RescueDoppler15.
  2. Attacca la sonda Doppler perpendicolarmente all'arteria carotide sinistra. Assicurati un corretto contatto con la pelle usando quantità generose di gel per ultrasuoni.
  3. Controlla il monitor ecografico per assicurarti che ci sia una buona traccia carotide. Fissa accuratamente la sonda con del nastro adesivo.

5. Condurre studi sull'arresto cardiaco

  1. Per monitorare il ritmo cardiaco, si utilizza l'ECG intracardiaco ottenuto dal pacemaker e le tracce ECG superficiali ottenute dal monitor del paziente.
  2. Per monitorare la ROSC, utilizzare la pressione arteriosa invasiva nell'arteria carotide sinistra ottenuta dal monitor del paziente e la misurazione non invasiva della velocità del flusso guidata da ultrasuoni nell'arteria carotide destra ottenuta dal RescueDoppler.
  3. Indurre VF o VT secondo il protocollo di studio utilizzando uno dei metodi disponibili nel programmatore. Per i dispositivi Abbott, il metodo più affidabile per l'induzione VF è il Fibber DC: una tensione DC costante di 7,5 V applicata per 2 secondi. Metodi alternativi per l'induzione VF includono lo shock sull'onda T o il pacing a 50 Hz. Indurre la VT tramite un ritmo rapido in overdrive, tipicamente a una durata del ciclo di 300-250 ms (corrispondente a una frequenza cardiaca di 200-240 bpm).
  4. Osservare la cessazione del flusso carotide sulla traccia Doppler carotide. Mantenere il periodo di assenza di flusso secondo il protocollo dello studio.
  5. Eseguire RCP manuale, compressioni meccaniche o altri interventi secondo il protocollo dello studio.
  6. Quando desiderato, convertire il maiale in ritmo sinusale somministrando uno shock DC manuale attraverso il defibrillatore impiantabile. Programma il livello di energia e aggiusta in base alla dimensione dell'animale. Per i maiali adulti, l'impostazione massima di energia è tipicamente 36-41 J, a seconda del produttore. Negli animali più piccoli, 10-20 J possono essere sufficienti.
    NOTA: Negli esseri umani, un ICD di solito fornisce un'energia di 30-40 J durante il trattamento di una FV. Nei maiali da 30 kg, può bastare meno energia, aumentando la longevità dell'ICD, che può poi essere riutilizzato in altri animali. L'energia fornita è programmabile, ma meno di 15 J non è raccomandato, poiché la mancanza di successo e la necessità di shock ripetuti con energia più alta porteranno a un periodo più lungo di assistolia e a una minore riproducibilità tra animali.
  7. Per garantire un alto tasso di conversione, terminare VF entro 120 s. Se l'animale è in VT, si ottiene la conversione o tramite stimolazione anti-tachicardia (ATP) — che eroga impulsi a bassa tensione a una velocità superiore alla tachicardia — oppure tramite uno shock DC sincronizzato (cardioversione).
    NOTA: Gli ICD disponibili in commercio non possono essere programmati per sospendere la terapia a tempo indeterminato. Per motivi di sicurezza, erogheranno automaticamente una scarica determinata una volta trascorso il tempo massimo di rilevamento, a condizione che il ritmo rimanga VF.
    ATTENZIONE: Evita il contatto diretto con l'animale durante la scossa DC. Sebbene la scossa venga somministrata tramite elettrodi impiantati e il rischio di lesioni elettriche sia minimo, devono comunque essere seguite le precauzioni di sicurezza standard.
  8. Lascia riposare l'animale, assicurati la normalizzazione dei parametri fisiologici, inclusa pressione sanguigna,ETCO 2 e pH. Il tempo di riposo normale è di circa 5-10 minuti fino a quando i parametri vitali non sono tornati il più vicino possibile ai valori di base.
  9. Ripeti i passaggi 5.3 a 5.6 tutte le volte necessarie secondo il protocollo dello studio.

6. Eutanasia e smaltimento dei rifiuti

  1. Dopo aver concluso lo studio, si sopporta il maiale somministrando cloruro di potassio da 50 mmol (50 mL di cloruro di potassio 1 mmol/mL) oppure 0,1 mg/kg di Pentobarbital (Exagon Vet 400 mg/mL).
    ATTENZIONE: I farmaci per l'eutanasia sono agenti potenti e letali. Maneggiare con estrema attenzione e seguire i protocolli di sicurezza locali.
  2. Rimuovere tutti i corpi estranei, inclusi pacemaker, elettrodi, cateteri, tubi e linee dal cadavere animale. Smaltire tutti gli strumenti appuntiti (ad esempio, siringhe) in un contenitore approvato per oggetti taglienti.
    ATTENZIONE: Prima di espiantare l'ICD, assicurati che la terapia Disabilitabile sia programmata per prevenire scosse involontarie durante la maneggiazione, la conservazione e la preparazione al riutilizzo. Trattate il cadavere animale e tutte le attrezzature monouso come materiali biologici pericolosi. Smaltile in conformità con le normative locali sulla biosicurezza e la gestione dei rifiuti.

Risultati

L'induzione intenzionalmente temporazionata della FV e la successiva cardioversione alla SR con ROSC sono state considerate un esito positivo del metodo. Il mancato incapacità di indurre sia la FV sia il cardiovertito è stato considerato un esito negativo. L'uso della modalità FIBBER VF ha indotto costantemente la VF o la VT in tutti gli animali, come desiderato (Tabella 1). Inoltre, l'uso della modalità defibrillatore ha sistemato cardioversi costantemente tutti i maiali. Sia l'induzione della VF che la cardioversione erano controllate a distanza dall'unità di programmazione; di conseguenza, non era necessario alcun generatore o defibrillatore esterno dei seni paranasali. Tutti gli animali sono stati ripetutamente cardioversi al ritmo sinusale con ROSC più volte durante ogni esperimento (Tabella 1)15,17. L'intervallo di riposo tra ogni sequenza VF era di almeno 5 minuti. Il tasso di successo per ottenere la ROSC dopo la FV indotta è stato del 92% in tutte le sequenze in tutti gli animali (Tabella 1). La FV che richiedeva due scosse DC per la conversione in ROSC si verificava due volte in un stesso animale. In due animali che hanno subito un infarto miocardico intenzionalmente grande indotto dall'iniezione di microsfere nelle arterie coronarie prima dell'induzione dellaVF 15, l'induzione della FV ha portato alla PEA. In un animale, lo shock DC ha portato a una transizione immediata all'asistolia. Successivamente è stata avviata la RCP standard in tutti e tre gli animali, ma nessuno ha raggiunto la ROSC. In questa serie di 11 esperimenti suini che utilizzano induzione basata su ICD e cardioversione della fibrillazione ventricolare, ogni animale ha superato con successo cicli ripetuti di FV e rianimazione. Il protocollo ICD ha costantemente prodotto alti tassi di successo nella cardioversione con uno stress fisiologico minimo e un rapido recupero della circolazione spontanea. Il monitoraggio ECG intracardiaco ha fornito documentazione del ritmo senza artefatti durante la rianimazione, consentendo una rilevazione precisa di aritmie e interventi. Questi risultati dimostrano l'affidabilità, la riproducibilità e il potenziale della tecnica per un'analisi dettagliata degli esiti, come la misurazione dei tassi di conversione, degli intervalli di recupero e della qualità del segnale ECG, supportando così un'indagine sperimentale robusta sulle strategie di rianimazione

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Figura 1: Configurazione sperimentale. (A) Gli animali sperimentali sono stati intubati con un tubo endotracheale in posizione prona e collegati a un ventilatore. In posizione supina, sotto guida ecografia, è stato stabilito il seguente accesso vascolare: (B) È stata inserita una linea arteriosa PiCCO nell'arteria femorale, (C) un catetere venoso centrale è stato posizionato nella vena giugulare esterna destra e (D) è stato inserito un introduttore di guaina vascolare nella vena giugulare interna destra. Inoltre, è stato inserito un catetere suprapubico nella vescica (non mostrato qui) e (E) una sonda di flusso carotide RescueDoppler è stata posizionata sopra l'arteria carotide sinistra. (F) Attraverso la guaina vascolare, un electrodo pacemaker veniva avanzato nel ventricolo destro e la sua posizione verificata tramite ecocardiografia o fluoroscopia. (G) Un'unità cardioverter-defibrillatrice (ICD) impiantabile è stata inserita in una tasca sottocutanea sotto la clavicola sinistra e collegata all'elettrodo pacemaker. (H) Gli animali sono stati collegati a un monitor multimodale che registra ECG, pletismografia caudale (SpO₂), pressione arteriosa, pressione venosa centrale e CO₂ di fine marea. (I) Il sensore RescueDoppler era collegato a un registratore RescueDoppler, fornendo tracciamenti continui del flusso carotide. (J) Il dispositivo ICD era collegato tramite telemetria a un programmatore ICD. Figura creata usando BioRender. Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.

Aritmia indotta da pacemakerProcedure CPR eseguiteTasso di conversione dell'aritmia (%)
Maiale*Fibrillazione ventricolare (n)Tachicardia ventricolare (n)Compressione manuale (n)Compressione meccanica (n)
11246291.6
214705100
39709100
48455100
518012594.4
6808087.5
715896100
81809994.4
914295100
102701311100
1119012484.2

Tabella 1: Riepilogo della VF/VT indotta da ICD e della successiva cardioversione. *Undici maiali hanno fatto esperimenti. In media, sono state indotte 18 aritmie, tra cui fibrillazione ventricolare (FV) e tachicardia ventricolare (VT), per animale utilizzando un cardioverter-defibrillatore (ICD) impiantabile. La durata media VT/VF è stata di 0,75 min. La RCP è stata eseguita in episodi selezionati di FV secondo i protocolli precedenti15, 16, 17. Gli animali venivano poi convertiti in ritmo sinusale (SR) tramite uno shock a corrente continua (DC) tramite l'ICD. Ogni animale è stato stabilizzato per 5 minuti prima che venisse indotta la successiva aritmia.

Discussione

Per quanto ne sappiamo, il modello presentato che utilizza un defibrillatore impiantabile sia per indurre sia la fibrillazione ventricolare cardiovertita (FV) nei maiali non è stato precedentemente descritto in letteratura. La FV viene comunemente indotta tramite generatori di onda sinusoidali o corrente continua da una batteria esterna tramite elettrodi epicardici. La cardioversione viene tipicamente eseguita utilizzando defibrillatori esterni. Sebbene questi metodi possano indurre in modo affidabile la FV, il mancato cardiovertimento degli animali con defibrillazione esterna è stato segnalato fino al 45% deicasi 2.

Il monitoraggio ECG durante la RCP è difficile a causa di artefatti legati alla compressione che possono oscurare il ritmosottostante 18. Tuttavia, un defibrillatore impiantabile con ECG intracardiaco consente un monitoraggio continuo del ritmo durante le compressioni toraciche, consentendo una valutazione del ritmo in tempo reale più accurata e un'analisi post-compressione affidabile.

Al contrario, questo modello cardioversava in modo affidabile tutti gli animali, con molteplici conversioni di successo per esperimento. Ciò ha permesso l'uso ripetuto di singoli animali attraverso i protocolli sperimentali, riducendo così il numero di animali sacrificati e migliorando l'efficienza complessiva delle risorse. Inoltre, il modello eliminò la necessità di cerotti defibrillatori esterni, liberando spazio sul torace e migliorando l'accesso durante la strumentazione.

Il modello è unico per la sua capacità di studiare gli effetti fisiologici di arresti circolatori brevi e completi in animali intatti, dove il riavvio cardiaco avviene tramite uno shock interno singolo e delicato. Questa caratteristica consente indagini controllate sulla tolleranza ischemica in organi vitali come reni e tratto gastrointestinale, sulla redistribuzione del flusso sanguigno dopo un'ischemia globale e sull'interazione tra attivazione simpatica endogena, risposte allo stress ischemico e somministrazione di farmaci adrenergici. Il modello, quindi, fornisce una preziosa piattaforma sperimentale per esplorare risposte specifiche e sistemiche di ogni organo all'arresto cardiaco, causando ischemia a tutto il corpo in condizioni altamente standardizzate. Oltre al posizionamento degli elettrodi, mantenere la stabilità fisiologica è fondamentale per la riproducibilità. Il monitoraggio continuo di temperatura, ventilazione e profondità anestesia garantisce normotermia, un'adeguata ossigenazione e un'emodinamica stabile durante tutto l'esperimento.

I risultati rappresentativi presentati dimostrano l'affidabilità e la riproducibilità dell'induzione e cardioversione della VF controllate con ICD in un contesto sperimentale controllato. La capacità di indurre e terminare la FV a distanza ha permesso tempi rapidi e precisi, con interferenze esterne minime, preziose per studiare la fisiologia dell'arresto cardiaco e la dinamica della rianimazione. L'analisi di esito si è concentrata sulla coerenza dell'induzione della FV, sul numero di cardioversioni riuscite e sulla stabilità della ROSC.

In questo studio, abbiamo aderito al principio delle 3R generando dati statisticamente robusti minimizzando il numero di animali utilizzati. Grazie all'elevato tasso di rianimazioni riuscite, la fibrillazione ventricolare e la cardioversione potevano essere indotte più volte in ciascun soggetto. Utilizzando statistiche a misure ripetute all'interno dei soggetti e modelli a effetti misti che tengono conto sia degli effetti fissi che casuali, lo studio è stato condotto utilizzando solo undici animali.

Limitazioni
La principale limitazione del modello risiede nella necessità di attrezzature specializzate e di competenze per l'operatore. Un generatore di pacemaker, un terminale trasvenoso per il pacemaker, un'unità di programmazione e un operatore addestrato sono tutti essenziali. Il posizionamento accurato del caviglio di stimolazione è fondamentale e richiede indicazioni di imaging, tipicamente tramite ecocardiografia transtoracica o fluoroscopia.

Di conseguenza, l'implementazione di questo modello può essere difficile in contesti con risorse limitate. Tuttavia, una volta stabilita, offre un metodo altamente efficace e riproducibile per indurre e terminare la VF, minimizzando l'insorgenza della fibrillazione non convertibile e migliorando il controllo sperimentale. Questo modello è ampiamente rilevante per i gruppi di ricerca che conducono studi di rianimazione in vivo su grandi modelli animali.

Questo modello suino è stato sviluppato per valutare la fattibilità del monitoraggio Doppler automatico della carotide durante la rianimazione cardiaca, e non per testare strategie cliniche di rianimazione. Lo studio si è concentrato sulle risposte fisiologiche acute ed è stato condotto come protocollo terminale, escludendo il follow-up a lungo termine o la valutazione istologica. Inoltre, in questo studio abbiamo utilizzato solo 11 animali. Sebbene siano stati condotti più esperimenti ripetuti su ciascun animale, la variabilità interindividuale potrebbe non essere stata completamente catturata. Inoltre, lo studio non ha incluso un gruppo di controllo che utilizzasse metodi tradizionali. Sebbene tali metodi fossero indicati come con un alto tasso di fallimento, la mancanza di confronti diretti all'interno dello stesso quadro sperimentale limita la capacità di dimostrare i vantaggi relativi della tecnica proposta. Infine, il modello richiede l'accesso a apparecchiature specializzate come un ICD, un programmatore e un'ecografia Doppler, il che può limitarne l'applicabilità in contesti con risorse limitate. Inoltre, il protocollo chirurgico è tecnicamente impegnativo, coinvolgendo molteplici punti di accesso vascolare, la creazione di stome vescicali e l'impianto di ICD, che può presentare una curva di apprendimento ripida per operatori inesperti.

In questa configurazione sperimentale, le registrazioni ECG intracardiache non potevano essere esportate dall'unità di programmazione; pertanto, l'interpretazione dei dati si basava esclusivamente sul monitoraggio visivo. Gli studi futuri dovrebbero incorporare un metodo che consenta l'esportazione diretta delle tracce ECG per facilitare l'analisi quantitativa.

Dichiarazioni

Charlotte Björk Ingul è consulente per Cimon Medical, l'azienda proprietaria della tecnologia associata a RescueDoppler. Gli autori rimanenti dichiarano di non esserci conflitti di interesse.

Ringraziamenti

Abbiamo utilizzato Perplexity e Microsoft Copilot per assistere nella correzione di bozze in inglese. Tutti i contenuti sono stati revisionati e approvati dagli autori. Questo progetto ha ricevuto finanziamenti dalla Nord University, dall'Università Norvegese di Scienza e Tecnologia e dal Consiglio Norvegese per la Ricerca.

Materiali

Elenco dei materiali utilizzati in questo articolo
NomeAziendaNumero di catalogoCommenti
Lead singolo a bobina ICD Abbott Durata 7120Abbott, Abbot Park, IL7120
Abbott Gallant VR ICDAbbott, Abbot Park, ILCDVRA500Q
Abbott Merlin ProgrammerAbbott, Abbot Park, IL3650
Catetere venoso centrale Certofix trioB. Braun Medical, Melsungen, Germania4167408-07
Tubo endotracheale Portex #7.0Smiths Medical, Rockland, MA100/150/070
Exagon VET (Pentobarbital 400 mg/mL)VetViva Richter, Wels, AustriaN/A
Eparina 5000 IU/mLPanpharma, Luitré, FranciaETI3M807-1
Ketamina 50 mg/mLAbcur AB, Helsingborg, SveziaLB-12355-01
Midazolam 5 mg/mLB. Braun Medical, Melsungen, Germania753-12612876-0621
MorfinaAbcur AB, Helsingborg, SveziaLB-122184-01
Soluzione normale per soluzione salinaFresenius Kabi, Uppsala, SveziaB202382-05
PentoCur (Tiopentale)Abcur AB, Helsingborg, SveziaLB-122564-01
Catetere IV perifalo 20G VasofixB. Braun Medical, Melsungen, Germania4268113B
PiCCO  Kit di monitoraggio (trasduttore di pressione, sistema di lavaggio e termistore)Pulsion, Feldkirchen, GermaniaPV8215
Catete PiCCO 5 Fr 20 cmPulsion, Feldkirchen, GermaniaPV2015L20-A
Kit trasduttore di pressione e sciacquaggio TruWaveEdwards Lifescience, Irvine, CAPX272
RescueDopplerCimon Medical, Trondheim, NorvegiaN/AProprietario, non disponibile in commercio
Acetato ringerFresenius Kabi, Uppsala, SveziaB203150-02
Cather urinario 12 ChVariN/A
Introduttore di guaina vascolare Prelude 7.0 FrMerit Medical, South Jordan, UTPSI-7F-11-035-18G
Gel per ultrasuoni VueOptimum medical, Leeds, United Kingdim1157

Riferimenti

  1. Cherry, B. H. Modeling cardiac arrest and resuscitation in the domestic pig. World J Crit Care Med. 4 (1), 1(2015).
  2. Burgert, J. M., Johnson, A. D., Garcia-Blanco, J. C., Craig, W. J., O'Sullivan, J. C. An Effective and Reproducible Model of Ventricular Fibrillation in Crossbred Yorkshire Swine (Sus scrofa) for Use in Physiologic Research. Comp Med. 65 (5), 444-447 (2015).
  3. Schwarz, B., et al. Neither vasopressin nor amiodarone improve CPR outcome in an animal model of hypothermic cardiac arrest. Acta Anaesthesiol Scand. 47 (9), 1114-1118 (2003).
  4. White, N. J., et al. Coagulopathy during cardiac arrest and resuscitation in a swine model of electrically induced ventricular fibrillation. Resuscitation. 82 (7), 925-931 (2011).
  5. Euler, D. E., Whitman, T. A., Roberts, P. R., Kallok, M. J. Low Voltage Direct Current Delivered Through Unipolar Transvenous Leads: An Alternate Method for the Induction of Ventricular Fibrillation. Pacing Clin Electrophysiol. 22 (6), 908-914 (1999).
  6. Ruemmler, R., Ziebart, A., Garcia-Bardon, A., Kamuf, J., Hartmann, E. K. Standardized Model of Ventricular Fibrillation and Advanced Cardiac Life Support in Swine. J Vis Exp. (155), e60707(2020).
  7. Xanthos, T., et al. Cardiopulmonary arrest and resuscitation in Landrace/Large White swine: a research model. Lab Anim. 41 (3), 353-362 (2007).
  8. Greenwood, J. C., et al. Carbon monoxide as a cellular protective agent in a swine model of cardiac arrest protocol. PLoS One. Wang, M. 19 (5), e0302653(2024).
  9. Vogel, U., Wanner, T., Bültmann, B. Extensive pectoral muscle necrosis after defibrillation: nonthermal skeletal muscle damage caused by electroporation. Intens Care Med. 24 (7), 743-745 (1998).
  10. Guensch, D. P., et al. Evidence for Acute Myocardial and Skeletal Muscle Injury after Serial Transthoracic Shocks in Healthy Swine. PLoS One. Akar, F. G. 11 (9), e0162245(2016).
  11. Rubenstein, J. C., Gupta, M. S., Kim, M. H. Effectiveness of VF induction with DC fibber versus conventional induction methods in patients on chronic amiodarone therapy. J Interv Card Electrophysiol. 38 (2), 137-141 (2013).
  12. Fitzgibbon, E., Berger, R., Tsitlik, J., Halperin, H. R. Determination of the noise source in the electrocardiogram during cardiopulmonary resuscitation. Crit Care Med. 30 (4), S148-S153 (2002).
  13. Babaeizadeh, S., Firoozabadi, R., Han, C., Helfenbein, E. D. Analyzing cardiac rhythm in the presence of chest compression artifact for automated shock advisory. J Electrocardiol. 47 (6), 798-803 (2014).
  14. Ruiz de Gauna, S., et al. Rhythm analysis during cardiopulmonary resuscitation: past, present, and future. BioMed Res Int. 2014, 386010(2014).
  15. Faldaas, B. O., et al. Hands-free continuous carotid Doppler ultrasound for detection of the pulse during cardiac arrest in a porcine model. Ressuc Plus. 15 (100412), 1-10 (2023).
  16. Faldaas, B. O., et al. Real-time feedback on chest compression efficacy by hands-free carotid Doppler in a porcine model. Ressusc Plus. 18, 100583(2024).
  17. Faldaas, B. O., et al. A hands-free carotid Doppler can identify spontaneous circulation without interrupting cardiopulmonary resuscitation: an animal study. Intensive Care Med Exp. 12 (1), 121(2024).
  18. Ruiz De Gauna, S., et al. Rhythm Analysis during Cardiopulmonary Resuscitation Past, Present, and Future. BioMed Res Int. 2014, 1-13 (2014).

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