Articolo metodologico

Un protocollo economico e minimamente invasivo per la registrazione dell'elettroencefalografia cronica multisito in topi che si muovono liberamente

DOI:

10.3791/69314

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10 ottobre 2025

 ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Cellular Biology and Anatomy, Medical College of Georgia at Augusta University, 2National Institute of Biotechnology, 3Department of Neuroscience and Regenerative Medicine, Medical College of Georgia at Augusta University, 4Department of Neurology, Medical College of Georgia at Augusta University

* These authors contributed equally

In questo articolo

Sommario

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Questo protocollo è stato sviluppato per creare un sistema affidabile e facilmente accessibile per la registrazione dell'EEG dei roditori in movimento libero.

Abstract

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L'elettroencefalografia (EEG) è uno strumento fondamentale per il monitoraggio dell'attività elettrica nel cervello ed è diventata sempre più importante sia nella diagnostica clinica che nella ricerca preclinica sugli animali. Mentre l'EEG dei roditori offre una potente piattaforma per la modellazione dei disturbi neurologici umani, le registrazioni a lungo termine sono spesso limitate dall'alto costo, dall'invasività o dalla complessità tecnica dei sistemi esistenti. Qui, presentiamo un protocollo affidabile, accessibile, economicamente praticabile e minimamente intrusivo per l'acquisizione di EEG corticali cronici e multisito in topi che si muovono liberamente. La tecnica prevede la fabbricazione di fili di platino-iridio con elettrodi a vite collegati a un'interfaccia di tipo USB (Universal Serial Bus), che vengono ancorati epiduralmente utilizzando viti ossee e fissati con adesivo e cemento dentale. Il sistema consente una cattura stabile del segnale per diversi mesi, come dimostrato nei topi C57BL/6J wild-type con un tasso di sopravvivenza post-operatoria dell'85% (n = 20). L'EEG è stato campionato a 1.000 Hz e filtrato tra 1 Hz e 500 Hz utilizzando una configurazione di amplificatore differenziale. Per convalidare il sistema, è stato somministrato pentilenetetrazolo (20 mg/kg) per indurre un'attività simile alle convulsioni, portando a un marcato aumento delle scariche interictali - da 2-5 al basale a 20-51 eventi dopo l'iniezione - accompagnate da un aumento dell'ampiezza del segnale. Le scariche sono state identificate in base alla morfologia della forma d'onda e alle caratteristiche del segnale che corrispondono a criteri elettrofisiologici riconosciuti. La configurazione è compatibile con il tracciamento video comportamentale e le pipeline di analisi open source e supporta l'integrazione con studi farmacologici, genetici o di neuromodulazione. Questo metodo fornisce una piattaforma stabile e adattabile per studiare le dinamiche della rete cerebrale nei modelli di roditori, con applicazioni nella ricerca sull'epilessia e oltre.

Introduzione

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L'elettroencefalografia (EEG) fornisce una misura diretta dell'attività elettrica cerebrale ed è ampiamente utilizzata nella diagnosi dell'epilessia1. Negli ultimi anni, le tecniche EEG sono state sempre più adattate per l'uso in modelli di piccoli animali per studiare i disturbi neurologici, la fisiologia del sonno e la dinamica della rete cerebrale 2,3,4. Con l'avvento di modelli murini geneticamente modificati e progressi significativi nelle tecnologie di registrazione, l'EEG dei roditori è diventato uno strumento essenziale per la ricerca preclinica, offrendo preziose informazioni sui meccanismi traslazionali rilevanti per la salute del cervello umano 5,6.

Catturare e manipolare simultaneamente l'attività neurale è fondamentale per studiare le dinamiche cerebrali sia a livello macro che microcircuitale. Questo duplice approccio consente il monitoraggio in tempo reale delle reti neurali coinvolte nell'inizio e nella progressione delle crisi. L'epilessia, caratterizzata da convulsioni ricorrenti e spesso imprevedibili, deriva da interruzioni in circuiti cerebrali complessi4. Nonostante l'ampia ricerca, i meccanismi che regolano la diffusione e l'insorgenza delle crisi rimangono incompleti e non sono ancora stati compresi, in parte a causa dell'uso limitato di tecnologie che consentono registrazioni simultanee inpiù aree cerebrali.

La registrazione EEG da modelli animali che ricapitolano i disturbi neurologici umani ha rivelato picchi interictali, scariche di picchi e onde e modelli di insorgenza delle crisi che rispecchiano da vicino quelli osservati nei pazienti umani 8,9, facendo così progredire la nostra comprensione dei cambiamenti elettrofisiologici che avvengono nel cervello umano. Allo stesso modo, le anomalie EEG rilevate nei modelli di Alzheimer, disturbo dello spettro autistico e schizofrenia forniscono informazioni critiche sull'interruzione dell'attività oscillatoria neurale ed evidenziano potenziali bersagli terapeutici10.

Nonostante le differenze nell'anatomia e nella scala del cervello, gli EEG di topo e umani mostrano sorprendenti somiglianze 2,11. Entrambe presentano bande di frequenza oscillatorie caratteristiche - delta, theta, alfa, beta e gamma - con spettri di potenza che generalmente seguono una distribuzione 1/f 2,11. Le transizioni tra gli stati cerebrali, come l'emergere dell'attività delta durante il sonno NREM (Non-Rapid Eye Movement) o l'aumento della sincronizzazione gamma durante i compiti di attenzione e memoria, sono conservate in tutte le specie. Inoltre, l'attività epilettiforme, comprese le oscillazioni ad alta frequenza (HFO) e i pattern ictali, mostra profili temporali e spettrali comparabili sia nei topi che nell'uomo7.

Le caratteristiche conservate dell'EEG umano e dei roditori rendono i modelli murini altamente traslazionali per lo studio dei disturbi cerebrali. L'EEG del topo consente registrazioni invasive e ad alta risoluzione che consentono un'analisi dettagliata a livello di circuito12. Supporta anche la sperimentazione di strategie neuromodulatorie, tra cui agenti farmacologici, controllo optogenetico e stimolazione a circuito chiuso13,14, che possono essere accoppiate con strumenti comportamentali e molecolari per interrogare con precisione la disfunzione neurale.

Tuttavia, è necessario prestare attenzione quando si estrapolano i risultati. Le dimensioni più piccole e la struttura corticale più semplice del cervello del topo possono influenzare la propagazione del segnale e i potenziali cognitivi correlati agli eventi (ERP) possono essere meno prominenti rispetto agli esseri umani15. Garantire la coerenza nel posizionamento degli elettrodi, nel riferimento del segnale e nelle tubazioni analitiche è fondamentale per migliorare la riproducibilità e la validità tra laboratori16.

La registrazione dell'EEG nei piccoli animali presenta sia opportunità che sfide. L'EEG di topo viene tipicamente acquisito utilizzando elettrodi impiantati cronicamente posizionati epiduralmente sulla superficie del cranio o come elettrodi di profondità inseriti nelle strutture sottocorticali17,18. Gli elettrodi di superficie, come gli elettrodi a vite o a filo posizionati sulla dura madre, sono minimamente invasivi e adatti per registrazioni longitudinali a lungo termine. Tali elettrodi si trovano sotto l'osso, il che fornisce una barriera ad alta impedenza alla registrazione. Di conseguenza, gli elettrodi durali nei roditori possono essere considerati più paragonabili all'elettrocorticografia (eCoG) che all'EEG. Gli elettrodi di profondità, al contrario, offrono una maggiore risoluzione spaziale e consentono l'accesso a regioni cerebrali profonde come l'ippocampo, il talamo o l'amigdala, facilitando gli studi sulle reti convulsive e l'accoppiamento oscillatorio tra le regioni di distribuzione 2,11.

I moderni sistemi EEG per roditori supportano la registrazione multicanale con un'alta risoluzione temporale e sono spesso abbinati al monitoraggio video per la correlazione comportamentale18. Inoltre, i sistemi EEG wireless consentono l'acquisizione in tempo reale senza fili in animali che si comportano liberamente, riducendo al minimo i vincoli di movimento e lo stress19. Sebbene con il tempo queste modernizzazioni siano state rese disponibili in commercio, sono molto costose o sono troppo invasive per studiare il modello di roditore per un lungo periodo di tempo.

Per colmare questa lacuna, presentiamo un protocollo versatile ed economico per l'acquisizione di EEG multisito in modelli di roditori, adatto per studi a lungo termine con un'invasività minima. Questo approccio di registrazione EEG è particolarmente adatto per studi che richiedono una valutazione ad alta risoluzione dell'attività corticale nei topi in condizioni sperimentali controllate. È meglio applicarlo quando (i) l'animale può tollerare una breve anestesia durante l'impianto dell'elettrodo e riprendersi completamente, (ii) è garantito un posizionamento stabile della testa o un movimento minimo durante le registrazioni, (iii) si desidera un monitoraggio a lungo termine o ripetuto dell'attività neurale e (iv) il disegno sperimentale può ospitare registrazioni su più animali singoli o limitate a seconda della capacità dell'amplificatore. I ricercatori dovrebbero considerare questi vincoli per determinare se questo metodo è in linea con i loro obiettivi sperimentali.

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Protocollo

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Questo protocollo ha ricevuto l'approvazione dal Comitato per la cura e l'uso degli animali dell'Università di Augusta. La Guida del National Institutes of Health per la cura e l'uso degli animali da laboratorio è stata seguita in ogni fase dell'esperimento. Sono state implementate tutte le misure possibili per ridurre al minimo il numero di animali utilizzati in questo studio. I topi utilizzati per questo studio sono C57Bl6J wild-type di 2 mesi. Il tempo necessario per eseguire ogni passaggio è incluso nei rispettivi passaggi.

1. Preparazione dei pin della spina con gli elettrodi (5 min)

  1. Utilizzare pin femmina USB di tipo B con 5 pin per saldare con un filo in platino-iridio da 0,003". Rimuovere il rivestimento dal filo prima di saldarlo con il perno. Il quarto pin dei cinque pin è il pin di terra; non utilizzarlo per il collegamento agli elettrodi (Figura 1A). Utilizzare gli altri 4 pin per collegare gli elettrodi.
  2. Piegare i pin di circa 45° e avvolgere i fili attorno a ciascun pin due volte per assicurarsi che i fili rimangano collegati correttamente e non si stacchino (Figura 1A).
  3. Aggiungi un po' di pasta di flusso di colofonia saldante a ciascun pin per pulire la superficie del pin in modo che possa essere saldato in modo efficace.
  4. Aggiungere un piccolo pezzo di filo di saldatura a ciascun pin, utilizzare un saldatore per fondere il filo di saldatura e collegare in modo permanente il pin al filo di platino-iridio (Figura 1B-D).
    NOTA: Utilizzare una pinza a 45° per tenere il filo e utilizzarne un'altra per avvolgere il perno. Eseguire l'intera procedura al microscopio a campo chiaro. Tagliare il filo rimanente dopo l'avvolgimento e la saldatura e mantenere l'altra estremità attaccata agli elettrodi.

2. Impianto di elettrodi (30 min)

  1. Anestetizzare il topo con 0,5 ml di cotone idrofilo imbevuto di isoflurano in una camera chiusa e montare il topo sul tavolino stereotassico. Assicurati che il mouse non sia sottodosato prima di montarlo sul tavolino pizzicando la zampa posteriore e aspettando che smetta di rispondere al pizzico. Avviare rapidamente il ventilatore isoflurano/ossigeno sul naso a una velocità dell'1,5% v/v.
  2. Iniettare nel topo carprofene (5 mg/kg) per ridurre le risposte infiammatorie e il dolore, e desametasone (0,1 mg/kg IM) per ridurre l'infiammazione e il gonfiore cerebrale. Usa un unguento per gli occhi per mantenere gli occhi umidi, poiché una lunga esposizione agli anestetici potrebbe seccare gli occhi e danneggiarli.
  3. Usa un depilatore o radere la parte superiore del cranio per esporre la pelle. Seguire una tecnica asettica per pulire l'area dell'incisione utilizzando etanolo al 70% e tamponi di iodio.
  4. Fai un'incisione chiara a colpo singolo al centro della testa con un bisturi. Tagliare intorno all'incisione per esporre il sito di impianto dell'elettrodo. Assicurarsi che i muscoli non siano esposti (Figura 2A).
  5. Lavare con una soluzione di NaCl allo 0,9% e asciugare la superficie. Strofinare la superficie con tamponi di cotone imbevuti o imbevuti di acqua ossigenata. Il tessuto connettivo sull'osso che è persistente può essere rimosso con un bisturi. Attendere almeno 1 minuto dopo lo strofinamento.
  6. Lavare con una soluzione di NaCl allo 0,9% e asciugare la superficie prima di iniziare a forare.
  7. Usa un trapano dentale per rendere ruvida la superficie del cranio per favorire l'adesione acrilica.
  8. Misurare e indicare le posizioni dell'impianto dell'elettrodo (AP: +2, -4, ML: ±1,5)20 (Figura 2B).
  9. Forare la superficie utilizzando punte da 1,4 mm e inserire 4 viti ossee (1,5 mm) nel foro utilizzando cacciaviti di precisione. Assicurarsi che la perforazione non faccia buchi attraverso l'osso. Le viti non devono fare un foro nel cervello, ma piuttosto toccare la superficie (Figura 2C).
  10. Lavare con una soluzione di NaCl allo 0,9% se c'è del sangue e attendere che si asciughi. Se necessario, utilizzare un aspirapolvere.
  11. Avvolgere i fili collegati al connettore USB attorno a ciascuna delle viti 2-4 volte e tagliare i fili rimanenti (Figura 2D).
  12. Metti una piccola goccia di super colla (Loctite) sulla parte superiore di ogni vite e lasciala asciugare per rendere forte la connessione. Assicurarsi che il connettore sia posizionato al centro del cranio e che non tocchi il cranio o gli elettrodi (Figura 2E).
  13. Usa il cianoacrilato per costruire lentamente il copricapo un po' alla volta. Evita di applicare uno strato troppo spesso, poiché può riscaldare l'osso. Fissare una vite grande sulla superficie piana del connettore, che non entri in contatto con l'osso o l'animale, utilizzando del cemento dentale per facilitare il collegamento del cavo USB (Figura 2F).
  14. Lasciare asciugare il cappuccio della testa per almeno 2 minuti prima di sganciare il mouse dal tavolino stereotassico. Osserva il mouse per le prossime 24 ore su un termoforo.
  15. Trattare il topo con carprofene per i successivi 7 giorni alla dose di 5 mg/kg ogni 12 ore. Il mouse sarà pronto per la registrazione EEG dopo 2 settimane di attesa per promuovere la crescita ossea all'interfaccia acrilica.
    NOTA: Cerca di mantenere il connettore il più vicino possibile al cranio. Assicurati che non tocchi il cranio o le viti ossee. Assicurarsi che i fili non siano collegati tra loro alle due estremità. Fare attenzione che il cianoacrilato entri nel connettore USB e negli occhi.

3. Registrazione EEG (65 min)

  1. Registrare l'EEG di ciascun topo per 1 ora, 30 minuti prima del trattamento con pentilentetrazolo (PTZ) e 30 minuti dopo il trattamento con PTZ da 20 mg/Kg.
  2. Collegare il cavo USB al connettore. Collegare il cavo USB a un amplificatore differenziale a corrente alternata (CA) utilizzando morsetti a coccodrillo con il guadagno impostato su 10k e filtrato tra 0,1 Hz e 250 Hz21. Campione di segnale EEG a 1000 Hz (Figura 3).
  3. Registra le uscite dall'amplificatore contemporaneamente sul computer e visualizzale su un oscilloscopio per il monitoraggio in tempo reale. Collegare le uscite dell'amplificatore a un dispositivo USB di acquisizione dati e condizionamento del segnale (ad es. NIDAQ) collegato al computer (Figura 3).
  4. Usa il codice Python per registrare il segnale EEG (disponibile all'https://github.com/schrodi159/blakelabeeg). Il codice filtra digitalmente il segnale a 0,1 Hz e 250 Hz.
    NOTA: La registrazione dell'EEG in una stanza senza interferenze elettriche migliora la qualità dei dati e della registrazione.

4. Interpretazione dei dati

  1. Utilizzare il codice Python per visualizzare i dati (disponibile all'https://github.com/schrodi159/blakelabeeg). Identificare le scariche interictali da ciascuna registrazione (Figura 4A).
    NOTA: La scarica interictale è stata presa in considerazione se la forma d'onda è il doppio della linea di base e ha una durata inferiore a 200 ms22 e segue almeno 4 dei seguenti 5 criteri: onda di- o trifasica con un picco appuntito, durata diversa dal fondo, asimmetria della forma d'onda, l'attività di fondo è interrotta dalla presenza e seguita da un'onda lenta8, 20,22.

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Risultati

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Gli elettrodi sono stati impiantati in 20 topi su uno sfondo C57Bl6J, inclusi 5 topi C57Bl6J wild-type, con un tasso di sopravvivenza post-operatoria dell'85% mantenuto fino a 6 mesi dopo l'intervento chirurgico (Figura 4B). Dopo 6 mesi, i copricapi hanno iniziato a staccarsi e tutti i topi sono stati soppressi a 8 mesi di età. Il peso medio del gruppo dei copritesta, compreso il connettore e le viti, era di 1,13 g (n = 20). I topi hanno ripreso conoscenza e...

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Discussione

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In questo studio, abbiamo sviluppato e convalidato un protocollo robusto, economico e minimamente invasivo per la registrazione EEG cronica multi-sito in topi che si muovono liberamente. Il successo dell'impianto di elettrodi a vite e di elettrodi di platino-iridio fabbricati su misura saldati a un connettore USB, insieme al tasso di sopravvivenza osservato e alla qualità della registrazione, dimostra la fattibilità e l'affidabilità della tecnica nelle registrazioni croniche. In particol...

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Dichiarazioni

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DTB è un consulente retribuito della Fondazione Alfred Mann. Gli autori non hanno interessi finanziari concorrenti o altri conflitti di interesse ai sensi di questo lavoro.

Ringraziamenti

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DTB è supportato da R01EY036089 di sovvenzione NEI e RF1AG060754 di sovvenzione NIA. XF è stato sostenuto da sovvenzioni del James Fickel Alzheimer's Disease Research Fund, EY028158 e EY032488.

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Materiali

Elenco dei materiali utilizzati in questo articolo
NomeAziendaNumero di catalogoCommenti
filo di iridio platino da 0,003"Sistemi AM777000
Viti ossa da 1,5 mmSpecialità Antrin Miniature000-120X1/16 SL BINDING MS SST
Amplificatore AC Sistemi AM
CarprofenCovetrus11695-6935-1
Coldpac Denture base in acrilicoCompagnia Motloid Yateshttps://www.yates-motloid.com/collections/coldpac/denture-base
Trapano dentale 1,4 mmVolvere GXN/A
DesametasoneVEDCO50989-437-12
Lubrificante per gli occhiOptix Carehttps://theoptixcare.com/
Perossido di idrogenoSigma Aldrich7722-84-1
NIDAQ USB & nbsp;Strumenti Nazionalihttps://www.ni.com/en/shop/data-acquisition/entry-level-usb-daq.htmlAcquisizione dati e condizionamento del segnale USB 
PentilenetetrazoloCaymen Chemicals18682
Pasta di flusso di rosin per saldatura  Wellerhttps://www.weller-tools.com/us/en/consumer/products/soldering-accessories/
Filo saldatore 0,32"Radio ShackN/A
Super collaLoctiteN/A
Prese femmina USB tipo BVenditore QMX00292ABU9

Riferimenti

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  1. Smith, S. J. EEG in the diagnosis, classification, and management of patients with epilepsy. J Neurol Neurosurg Psychiatry. 76 (Suppl 2), ii2-ii7 (2005).
  2. Buzsaki, G., Draguhn, A. Neuronal oscillations in cortical networks. Science. 304 (5679), 1926-1929 (2004).
  3. Fisher, R. S., et al. ILAE official report: A practical clinical definition of epilepsy. Epilepsia. 55 (4), 475-482 (2014).
  4. Fisher, R. S., Scharfman, H. E., deCurtis, M. How can we identify ictal and interictal abnormal activity. Adv Exp Med Biol. 813, 3-23 (2014).
  5. Vyazovskiy, V. V., Harris, K. D. Sleep and the single neuron: The role of global slow oscillations in individual cell rest. Nat Rev Neurosci. 14 (6), 443-451 (2013).
  6. Wykes, R. C., et al. Optogenetic and potassium channel gene therapy in a rodent model of focal neocortical epilepsy. Sci Transl Med. 4 (161), 161ra152(2012).
  7. Lundt, A., et al. EEG radiotelemetry in small laboratory rodents: A powerful state-of-the-art approach in neuropsychiatric, neurodegenerative, and epilepsy research. Neural Plast. 2016, 8213878(2016).
  8. Kyle, J. J., Sharma, S., Tiarks, G., Rodriguez, S., Bassuk, A. G. Fast detection and quantification of interictal spikes and seizures in a rodent model of epilepsy using an automated algorithm. Bio Protoc. 13 (6), e4632(2023).
  9. Petrucci, A. N., et al. Post-ictal generalized EEG suppression is reduced by enhancing dorsal raphe serotonergic neurotransmission. Neuroscience. 453, 206-221 (2021).
  10. Colgin, L. L. Oscillations and hippocampal-prefrontal synchrony. Curr Opin Neurobiol. 21 (3), 467-474 (2011).
  11. Amat-Foraster, M., et al. Temporally dissociable effects of ketamine on neuronal discharge and gamma oscillations in rat thalamo-cortical networks. Neuropharmacology. 137, 13-23 (2018).
  12. Sun, G., et al. Closed-loop stimulation using a multiregion brain-machine interface has analgesic effects in rodents. Sci Transl Med. 14 (651), eabm5868(2022).
  13. Kang, W., et al. Closed-loop direct control of seizure focus in a rodent model of temporal lobe epilepsy via localized electric fields applied sequentially. Nat Commun. 13 (1), 7805(2022).
  14. Armstrong, C., Krook-Magnuson, E., Oijala, M., Soltesz, I. Closed-loop optogenetic intervention in mice. Nat Protoc. 8 (8), 1475-1493 (2013).
  15. Maheshwari, A. Rodent EEG: Expanding the spectrum of analysis. Epilepsy Curr. 20 (3), 149-153 (2020).
  16. Ahuis, T. P., et al. Evaluation of variation in preclinical electroencephalographic spectral power across multiple laboratories and experiments: An EQIPD study. PLoS One. 19 (10), e0309521(2024).
  17. Papazoglou, A., et al. Non-restraining EEG radiotelemetry: Epidural and deep intracerebral stereotaxic EEG electrode placement. J Vis Exp. (112), e54216(2016).
  18. Kadam, S. D., et al. Methodological standards and interpretation of video-electroencephalography in adult control rodents: A TASK1-WG1 report of the AES/ILAE Translational Task Force of the ILAE. Epilepsia. 58 (Suppl 4), 10-27 (2017).
  19. Zayachkivsky, A., Lehmkuhle, M. J., Dudek, F. E. Long-term continuous EEG monitoring in small rodent models of human disease using the Epoch wireless transmitter system. J Vis Exp. (101), e52554(2015).
  20. Kent, B. A., Strittmatter, S. M., Nygaard, H. B. Sleep and EEG power spectral analysis in three transgenic mouse models of Alzheimer's disease APP/PS1, 3xTgAD, and Tg2576. J Alzheimers Dis. 64 (4), 1325-1336 (2018).
  21. Luttjohann, A., Schoffelen, J. M., van Luijtelaar, G. Peri-ictal network dynamics of spike-wave discharges: Phase and spectral characteristics. Exp Neurol. 239, 235-247 (2013).
  22. Oblak, A. L., et al. Comprehensive evaluation of the 5XFAD mouse model for preclinical testing applications: A MODEL-AD study. Front Aging Neurosci. 13, 713726(2021).
  23. Osanai, H., Kitamura, T., Yamamoto, J. Hybrid microdrive system with recoverable opto-silicon probe and tetrode for dual-site high density recording in freely moving mice. J Vis Exp. (150), e60028(2019).
  24. Schroder, T., et al. The DREAM implant: A lightweight, modular, and cost-effective implant system for chronic electrophysiology in head-fixed and freely behaving mice. J Vis Exp. (209), e66867(2024).

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