Articolo metodologico

Configurazione riproducibile per l'imaging a due fotoni in vivo della contrattibilità dei vasi linfatici cervicali e del flusso linfatico nei topi

DOI:

10.3791/69482

⸱

10 aprile 2026

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Biology, Saratov State University, 2Institute of Physics, Department of Optics and Biophotonics, Saratov State University, 3Department of Computer Science and Information Technology, Saratov State University, 4, Res Inst Intelligent Complex Syst, Fudan University, 5Potsdam Institute for Climate Impact Research

In questo articolo

Sommario

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Il manoscritto dimostra un metodo innovativo per lo studio in vivo della contrattilità dei vasi linfatici cervicali e del flusso linfatico nei topi, per testare varie funzioni fisiologiche dei vasi linfatici cervicali (cLV) e le strategie terapeutiche per la modulazione dei meccanismi regolatori linfatici di drenaggio e liberazione cerebrale.

Abstract

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

La contrattilità delle cLV è la forza motrice del flusso linfatico e un meccanismo chiave alla base della pulizia da tossine cerebrali. Qui presentiamo un metodo innovativo per l'imaging a due fotoni in vivo della contrattibilità dei cLV e l'osservazione a lungo termine della rimozione dei globuli rossi con flusso linfatico nei cLV nei topi. I componenti dell'impianto includono una mini-borsa riscaldante adattata al collo del topo che permette di aumentare la finestra di imaging fino a 5 ore preservando la contrattilità del cLV e il flusso linfatico; controllo dell'umidità; un involucro protettivo; e un sistema di posizionamento che consente di mantenere una visualizzazione ottica stabile dei cLV. Il metodo garantisce riproducibilità e compatibilità con altri tipi di microscopi a due fotoni e un'ampia gamma di obiettivi, mantenendo immagini di alta qualità con profondità fino a 500 μm. Il protocollo include fasi dettagliate della preparazione chirurgica dei cLV per il mantenimento dell'ambiente fisiologico, fornendo la normale contrattilità del cLV.

Introduzione

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

La contrattilità dei vasi linfatici cervicali (cLV) svolge un ruolo chiave nel drenaggio cerebrale e nella liberazione linfatica dei tessuti da metaboliti e tossine 1,2,3. La riduzione di questa funzione principale dei cLV porta alla soppressione della pulizia da tossine cerebrali, accompagnata da molte malattie cerebrali, tra cui il morbo di Alzheimer, lesioni cerebrali traumatiche e il cancrocerebrale 4,5,6,7,8,9. Pertanto, studiare la contrattilità del cLV è un approccio importante nello sviluppo di nuove strategie terapeutiche per la modulazione dei meccanismi regolatori linfatici del drenaggio e della puliziacerebrale 10,11,12.

Questo studio presenta un metodo innovativo per l'imaging a due fotoni in tempo reale della contrattibilità cLV e del flusso linfatico in topi di età diverse. I componenti importanti dell'installazione includono un micro cuscinetto riscaldante che, quando fissato al collo dell'animale, consente un tempo di imaging prolungato fino a 5 ore, mantenendo l'attività contrattile dei vasi linfattici collettori e la stabilità del flusso linfatico.

Va notato che, a differenza del sistema circolatorio sanguigno, pieno di sangue che si muove a una certa velocità (da 10 mm/s nelle arteriole a 13 cm/s nel seno sagittale negli esseri umani) attraverso vari tipi di vasi sanguigni, il riempimento dei vasi linfatici con linfa dipende dall'aumento del gradiente di pressione tra i vasi linfici vuoti e dal volume di liquido interstiziale generato durante ilmetabolismo 13, 14,15,16,17,18,19. Allo stesso tempo, il flusso linfatico nei vasi linfatici è intermittente, variando da 0 a 1 mm/s 20,21,22. Recenti studi di risonanza magnetica su esseri umani hanno mostrato che il flusso linfatico nei vasi linfatici meningei (MLV) è di 1-3mm 23. Tuttavia, va notato che anche in una singola persona, il flusso linfatico nelle MLV varia in momenti diversi della giornata e può scendere fino a 0. Pertanto, il flusso linfatico nei vasi linfatici è incoerente poiché dipende dalla velocità dei processi metabolici, che a sua volta dipende dalla temperatura24. Infatti, la velocità di una reazione biochimica è profondamente e direttamente influenzata dalla temperatura, che quindi potrebbe esercitare un effetto significativo sulle contrazioni spontanee dei vasi linfatici e quindi alterare il drenaggio e il trasportolinfatico 24,25,26.

Pertanto, mantenere la temperatura corporea è una condizione importante per preservare l'ambiente fisiologico dei vasi linfatici al fine di sostenere la normale contrattilità e il flusso linfatico. Tuttavia, l'uso di piastre riscaldanti commercialmente disponibili non garantisce il mantenimento della temperatura necessaria nelle aree profonde e otticamente accessibili del manico dove si trovano i cLV. Questo è particolarmente importante per l'imaging a due fotoni della contrattilità cLV e del flusso linfatico, poiché viene eseguito in sale sperimentali fredde con una temperatura ambiente di 19 °C, richiesta per questa tecnicaottica 27.

A tal proposito, nella stragrande maggioranza degli studi in vivo, la contrattilità dei vasi linfatti raccoglitori che utilizzano piastre riscaldanti commerciali è limitata a 3-5 minuti (l'effetto massimo si osserva solitamente entro pochisecondi 3,28,29,30,31,32,33,34,35,36,37 ,38, dopo di che l'otturazione linfatica e la contrattilità diminuiscono. Questo approccio limita significativamente il tempo di osservazione della fisiologia dei vasi linfatici e rende impossibile valutare gli effetti a lungo termine sulla loro contrattilità e sul flusso linfatico, il che ci ha motivato a sviluppare un mini-tappetino riscaldante adattato al collo del topo con l'obiettivo di aumentare la finestra temporale per l'imaging fino a 5 ore, preservando la contrattilità del cLV e il flusso linfatico stabile.

Un altro componente dell'allestimento è la custodia protettiva con sistema di controllo e posizionamento dell'umidità che consente di mantenere una visualizzazione stabile dei cLV senza immersione in acqua, e la conservazione di immagini ad alta risoluzione quando vengono utilizzate lenti a immersione ad aria a lunga distanza corrette per vetro coperto da 0,17 mm (ad esempio, CFI Plan Apochromat Lambda D 10x (MRD70170) e CFI Plan Apochromat Lambda D 20x (MRD70270).

Il metodo proposto garantisce riproducibilità e compatibilità con altri tipi di microscopi a due fotoni e vari intervalli di obiettivi compatibili con la capsula, tenendo conto delle caratteristiche ambientali, inclusi il controllo di temperatura/umidità e la distanza di lavoro dall'obiettivo, mantenendo immagini di alta qualità con profondità fino a 500 μm e finestra temporale (fino a 5 ore), permettendo un'analisi a lungo termine della contrattilità delle cLV e del flusso linfatico con alta qualità nei topi.

È importante tenere conto della posizione anatomica delle cLV vicino alla biforcazione dell'arteria carotide, dove si trovano i barocettori. L'impatto meccanico sui barorecettori porta a una destabilizzazione della pressione sanguigna e della frequenza cardiaca. Ciò può causare cambiamenti significativi nella pressione idrostatica e, di conseguenza, interruzione del flussolinfatico 39. Pertanto, il metodo proposto include una descrizione dettagliata del protocollo chirurgico per l'isolamento delicato dei cLV nell'area profonda del collo, al fine di evitare un impatto meccanico sulla biforcazione dell'arteria carotide vicina e i cambiamenti della pressione sanguigna, che possono portare a un flusso linfatico compromesso nel cervello e, di conseguenza, a un flusso linfatico compromesso nei cLV e alla loro contrattilità.

I risultati dimostrano la diminuzione della contrattibilità cLV legata all'età e la sua sensibilità agli effetti terapeutici fotostimolanti nei topi. Inoltre, per la prima volta nell'osservazione a lungo termine (in oltre 5 ore), dimostriamo chiaramente che i cLV agiscono come tunnel per la rimozione dei globuli rossi dal ventricolo laterale destro, che rappresenta un importante percorso linfatico per la pulizia delle tossine cerebrali 1,2,3. In generale, il metodo per l'imaging in vivo a due fotoni della contrattilità e del flusso linfatico del cLV è destinato a studi preclinici di varie funzioni fisiologiche dei cLV, inclusa la regolazione del drenaggio e dello sgombero cerebrale, la rimozione di metaboliti e tossine dal cervello, nonché il test delle nuove tecnologie terapeutiche per la modulazione della fisiologia del cLV.

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Protocollo

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Tutte le procedure sono state svolte in conformità con la Guida per la Cura e l'Uso degli Animali da Laboratorio, la Direttiva 2010/63/UE sulla Protezione degli Animali Utilizzati a Scopi Scientifici, e le linee guida del Ministero della Scienza e dell'Istruzione Superiore della Federazione Russa (n. 742 dal 13.11.1984), approvate dalla Commissione di Bioetica dell'Università Statale di Saratov (Protocollo n. 7, 22.09.2022).

NOTA: Consulta la Tabella dei Materiali per i dettagli riguardanti tutti i materiali utilizzati in questo protocollo.

1. Dispositivo tecnico per la riparazione del mouse

  1. Utilizzare una rotaia ottica in acciaio (SOR, lunghezza 270 mm, larghezza 43 mm; Figura 1A) come base dell'installazione.
  2. Installare due supporti per i pali (3PH-25) sopra il SOR a una distanza di 175 mm l'uno dall'altro (Figura 1B). Posiziona i montanti di montaggio (3MP, diametro 12 mm) all'interno del 3PH-25 e poi fissali saldamente con la vite M6 (Figura 1C).
  3. Fissa il collare del palo (3PC) a entrambi i montanti di montaggio (3MP; Figura 1D). Un post-collar è necessario per la successiva fissazione del catetere con un apporto costante di soluzione salina durante il monitoraggio ottico del vaso linfatico cervicale.
    NOTA: Questo è necessario per lavare periodicamente l'area di studio per rimuovere il sangue accumulato dopo interventi chirurgici, il che può complicare il monitoraggio ottico.
  4. Fissa il morsetto fisso ad angolo retto (3RPC-12) a uno dei montanti da 3MP e fissalo saldamente con la vite M6 (Figura 1H).
    1. Inserire il perno di montaggio (diametro 12 mm) nel foro laterale del 3RPC-12 (Figura 2B).
      NOTA: Il montante di montaggio è necessario per la successiva fissazione della copertura protettiva di una lente a due fotoni non immersiva in acqua.
    2. Fissa il porta-valigia stampato su una stampante 3D al montante laterale e fissalo saldamente usando due paia di viti M3 (Figura 2C).
    3. Utilizzando colla polimerizzabile UV, fissare un vetro di copertura con diametro di 12 mm sotto la copertura della scocca protettiva stampata su una stampante 3D (Figura 2D,F). Dopodiché, usa la coppia M4 viti-dado per fissare la copertura protettiva al supporto (Figura 2).
  5. Installa il tavolo pantografico di precisione per movimento verticale 02TV004 (Figura 1E) sulla base SOR usando due clip da tavolo (3TC5) e set di viti, dadi e rondelle M6 (Figura 1F).
  6. Posizionare una custodia stampata in 3D (lunga 155 mm, larga 110 mm) sul tavolo, utilizzata come serbatoio per l'accumulo di soluzione salina (Figura 1G).

2. Elemento riscaldante

  1. Assemblaggio di dispositivi periferici.
    1. Copri il punto di connessione dei fili all'elemento riscaldante 1 con uno strato sottile di silicone (Figura 3). Fissa il sensore di temperatura 1 al tappeto e sigillalo con silicone (Figura 3B).
    2. Salda i fili dell'elemento riscaldante e dei sensori di temperatura a un cavo multifilo, riempi il punto di connessione con silicone e chiudi con pellicola termotermorestringibile (Figura 3).
    3. Posizionare l'elemento riscaldante 2 e il sensore di temperatura 2 nel rullo in schiuma (Figura 4).
  2. Assemblaggio dell'unità di controllo
    NOTA: Link per scaricare file per stampare la custodia del https://disk.yandex.ru/d/06BURfMlQpl0Jg di controllo.
    1. Stampare il case dell'unità di controllo su una stampante 3D (Figura 5B).
    2. Fissa i connettori per collegare il cavo di alimentazione e il pulsante di accensione sulle pareti del case, come mostrato nella Figura 5C,D).
  3. Installa un alimentatore DC a 24 V, un convertitore DC-down e 2 moduli MOSFET all'interno dell'involucro (Figura 5A, G, H, I).
  4. Per assemblare il circuito, segui questi passaggi (Figura 6).
    1. Collega il convertitore step-down alla sorgente e imposta la tensione a 9 V (Figura 6).
    2. Collega rispettivamente il pin VIN dell'Arduino UNO al connettore OUT+ del convertitore e il GND al connettore OUT, rispettivamente (Figura 6).
    3. Collega il pin V+ sull'alimentatore ai pin VIN+ dei moduli MOSFET, e il pin V ai pin VIN, rispettivamente (Figura 6).
    4. Collegare rispettivamente il pin+ V sull'elemento riscaldante 1 a VOUT+ sul modulo MOSFET 1 e V- a VOUT, rispettivamente (Figura 6).
    5. Ripeti i passaggi per l'elemento riscaldante 2 e il MOSFET 2 (Figura 6).
    6. Collega il pin GND del modulo MOSFET 1 e 2 al GND dell'Arduino UNO, e il PWM MOSFET 1 al connettore D11 dell'Arduino UNO, e il MOSFET PWM 2 al connettore D10, rispettivamente (Figura 6).
    7. Collegare il pin VIN del sensore di temperatura 1 al connettore GND dell'Arduino UNO, il VIN+ al connettore da 5 V dell'Arduino UNO e il SIG al D3 (Figura 6).
    8. Collegare il contatto SIG del sensore di temperatura 2 ad A1 sull'Arduino UNO, collegare il sensore GND al GND dell'Arduino UNO e collegare anche la resistenza pull-up da 100 kΩ (Figura 6).
  5. Ripara l'Arduino UNO e lo schermo della tastiera nella custodia del coperchio (Figura 7I).

3. Guida al software di controllo della temperatura

  1. Scarica lo schizzo Arduino (file .ino) e aprilo nell'ambiente di sviluppo Arduino (versione IDE: 2.3.5-nightly-20241212).
  2. Seleziona la porta COM corretta e scarica il firmware. L'interfaccia contiene due pulsanti. Per muoversi tra di essi, usa i pulsanti sinistro e destro (Figura 7B,D). L'indicatore di selezione si trova a sinistra della colonna (Figura 7F).
  3. Il campo di selezione della temperatura si trova nella colonna sinistra dello schermo (Figura 7H). Usa i pulsanti Su e Giù per regolare (Figura 7C).
  4. Il campo START/shutdown si trova nella colonna destra dello schermo (Figura 7G). Per selezionare questa colonna, premi il tasto Destro sulla tastiera, poi premi Select (Figura 7A). Quando il processo è in esecuzione, l'indicatore di attività lampeggia e l'etichetta sul pulsante RUN cambia su OFF.

4. Fissare l'animale nel dispositivo tecnico

NOTA: Gli esperimenti sono stati condotti su maschi di topi BALB/c (25-28 g, 2, 18 e 24 mesi); In ogni gruppo c'erano 7 animali.

  1. Prepara una miscela di Ketamina e Xilazina (rispettivamente 100 mg/kg; 10-156 mg/kg) e iniettala tramite iniezione intraperitoneale in base al peso del topo.
  2. Applica la pomata per gli occhi sulle palpebre per evitare che gli occhi si secchino durante l'intervento. Ripeti questa procedura se necessario.
  3. Quando si svolgono i riflessi di ritirare le zampe posteriori e ripiegare la coda, posiziona il topo sull'elemento riscaldante sulla schiena in modo da permettere l'accesso alla parte addominale del corpo.
  4. Collega l'unità di controllo a una presa (gamma di tensione di ingresso 175-240 V CA, frequenza 50-60 Hz, corrente alternata 1,8A/230 V CA). Imposta la temperatura di funzionamento del dispositivo a 37-38 °C.
  5. Usando nastro medico, fissare l'animale in modo che il corpo sia parallelo alla superficie del tavolo e posizionare la testa ad un angolo rispetto all'asse sagittale del corpo, in modo che il lato destro o sinistro del collo si appoggi sul rullo (Figura 8A).
    NOTA: Questa fissazione della testa del topo è necessaria affinché il lato destro o sinistro del collo (a seconda delle condizioni sperimentali) venga sollevato a un'altezza di circa 5 mm verso l'obiettivo del microscopio. Quindi, l'area di dcLN e cLV sarà quasi allo stesso livello della trachea.
  6. Avvolgi la legatura attorno agli incisivi superiori e fissala sul retro del dispositivo per mantenere la temperatura corporea dell'animale usando nastro medico.
  7. Usando una macchina da rasatura, radere l'area della linea dei capelli nella zona del collo. Rimuovere eventuali peli residui dopo la rasatura, poi copri l'animale per proteggere il campo sterile. Per le procedure chirurgiche e il successivo controllo ottico, iniettare sottocutaneamente 0,5 - 1 mL di lidocaina/bupivacaina (rispettivamente 1 mg/mL e 0,25 mg/mL) nel sito dell'incisione.
    1. Per la disinfezione primaria, si disgrassa e si disinfetta parzialmente la pelle con un tampone alcolico, poi, per il trattamento antisettico, applica una soluzione di clorexidina allo 0,5% o iodio al 2% sulla pelle. Ripeti tutti i passaggi di sterilizzazione altre due volte.
  8. Utilizzando forbici dritte per sezionare, eseguire una dermatotomia della pelle del collo con un'incisione longitudinale dalla mandibola inferiore fino all'area della clavicola, lunga circa 2 cm (Figura 8B).
  9. Eseguire una fasciotomia con forbici curve microchirurgiche, utilizzando pinzette curve, allontana le ghiandole salivari e i muscoli superficiali del collo, esponendo il muscolo sternocleidomastoideo. Evita di danneggiare i vasi sanguigni visibili per prevenire il sanguinamento. Inumidifica costantemente l'area chirurgica con soluzione salina per prevenire lesioni tessutarie eccessive.
  10. Utilizzando forbici microchirurgiche, eseguire una miotomia del muscolo sternocleidomastoideo per consentire l'accesso all'area tra la trachea e l'arteria carotide dell'animale.
  11. Continuando a distribuire muscoli e fascia ed eseguire mio- e fasciotomia, individuare il linfonodo cervicale profondo e i vasi afferenti ed efferenti a una profondità di 5-7 mm (Figura 8C).

5. Fissare il topo al microscopio

  1. Posiziona il dispositivo con l'animale fisso sul tavolo mobile del microscopio e collegali saldamente usando la vite M6. Questo è necessario per garantire una posizione di installazione permanente sul tavolo mobile.
  2. Collega l'unità di controllo a una presa (gamma di tensione di ingresso 175-240 V CA, frequenza 50-60 Hz, corrente alternata 1,8A/230 V CA). Imposta la temperatura di funzionamento del dispositivo a 36-37 °C.
  3. Attacca il catetere riempito di soluzione salina al montante di montaggio usando nastro medico.
  4. Posizionare un rullo di 1 cm di diametro sotto l'elemento riscaldante sul lato della testa dell'animale per garantire un angolo di inclinazione di 45° rispetto al tavolo mobile del microscopio. Questo è necessario per posizionare il vaso linfatico cervicale in posizione orizzontale e ridurre la pressione successiva sulla trachea.
  5. Posizionare il catetere fisso nella zona del collo aperto dopo l'intervento chirurgico, in modo che sia posizionato sul lato delle clavicole dell'animale.
    1. Attiva l'alimentazione di soluzione salina, aspetta che l'area aperta del collo sia completamente riempita di soluzione salina.
    2. Abbassare la copertura protettiva sopra l'area del collo riempita di soluzione salina in modo che l'area del vaso linfatico sia situata al centro e la trachea dell'animale non venga compressa (Figura 9A).
    3. Per installare la custodia protettiva, si consiglia di utilizzare un binocolo collegato a un microscopio a due fotoni. Posiziona il involucro protettivo sulla trachea in modo che non la prema. Assicurati che non si accumulino bolle d'aria sotto il guai-protezione mentre viene abbassato. Assicurati che la piastra protettiva sia posizionata sui muscoli superiori del collo e non prema cLV, permettendo alla soluzione salina riscaldata di fluire nel vaso e prevenendo la deformazione meccanica dei cLV.
  6. Abbassare la lente a due fotoni non immersiva in acqua nella custodia protettiva a una profondità corrispondente alla distanza di lavoro di questa lente e poi eseguire una visualizzazione a due fotoni del vaso linfatico cervicale (Figura 9B).
    NOTA: Durante la prima scansione, è necessario assicurarsi che il vaso linfatico abbia una struttura completa lungo tutta la sua lunghezza e sia mobile quando il topo respira. Questo significa che non è deformata o pizzicata da un involucro protettivo.

6. Monitoraggio in vivo a due fotoni della contrattibilità cLV

NOTA: Le immagini a 2 fotoni sono state ottenute utilizzando un microscopio multifotonico (laser pulsato, lunghezza d'onda di eccitazione 970 nm). L'immagine è stata ottenuta con una risoluzione di 20x (f/0,75). Ogni immagine consisteva in uno zoom di campo visivo x 3.0 (212.13 × 212.13 μm), composto da 512 x 512 punti. Le immagini dei cLV sono state ottenute girando un video a 30 fotogrammi al secondo, della durata di 1 minuto. Le immagini a 2 fotoni sono state ottenute in un canale con eccitazione di LYVE-1 fluorescente in cLV a una lunghezza d'onda di 488 nm e la sua emissione a una lunghezza d'onda di 525 nm.

  1. Analisi del diametro di cLV e valutazione automatica della contrattibilità
    1. Misura il diametro dei cLV nella regione di interesse (ROI) usando film da 30 minuti a 30 fotogrammi/s e ingrandimento 3x. Utilizzando un codice Python personalizzato, misura il profilo temporale del diametro di cLV per gli stessi segmenti utilizzati per il calcolo del flusso linfatico.
    2. Seleziona manualmente due punti corrispondenti alle pareti opposte dei сLV. Determinare la loro posizione nei fotogrammi successivi utilizzando l'algoritmo di flusso ottico Lucas-Kanade (funzione calcOpticalFlowPyrLK in OpenCV), che fornisce una precisione sub-pixel per le misurazioni. Calcola il diametro come la distanza tra i punti tracciati, convertiti da pixel a micrometri. Usa un filtro scorrevole a finestra per eliminare artefatti di movimento. Dovrebbero esserci almeno 20 misure di diametro in un ROI.
    3. Per determinare la frequenza interna delle pulsazioni, si utilizza la serie temporale livellata del diametro. Rilevare automaticamente i massimi e minimi del segnale utilizzando la funzione find_peaks dalla libreria SciPy, che identifica gli estremi locali del segnale temporale in base alle soglie di ampiezza e alla distanza minima tra i picchi.
    4. Escludere dall'analisi le contrazioni del cLV con un'ampiezza inferiore al 3% del diametro medio e un intervallo inferiore a 2 s. Calcola la frequenza media su intervalli di 30 minuti come frequenza delle contrazioni al minuto.

7. Analisi a due fotoni del flusso linfatico nelle cLV

NOTA: L'analisi del flusso linfatico è stata valutata tramite il movimento dei globuli rossi nei cLV durante 5 ore dopo l'introduzione del sangue autologo nel ventricolo laterale destro tramite il catetere cronico.

  1. Anestesiare il topo con isoflurano all'1% (vedi protocollo pubblicato nel40). Impiantare il catetere nel ventricolo laterale destro secondo il protocollo descritto nel40.
  2. Preparare il topo per l'imaging in vivo a due fotoni delle cLV in conformità con i passaggi 7.1, 7.3-7.5.
  3. Raccogliere sangue dalla vena caudal tramite puntura con ago in una quantità di 10 μL in un tubo microcentrifuga sterile pre-lavato con eparina per evitare la coagulazione durante il prelievo e l'iniezione.
  4. Iniettare sangue nel ventricolo laterale destro (AP = −0,5 mm; ML= −1,06 mm; DV = 2,5 mm) utilizzando una pompa di microiniezione a una velocità di 0,1 μL/min.
  5. Eseguire un'analisi a due fotoni del movimento dei globuli rossi nei cLV. Calcola la portata linfa utilizzando i protocolli pubblicati in41,22.

8. Fotobiomodulazione della contrattibilità cLV

  1. Per il PBM dei cLV, usa la tecnologia e i protocolli precedentemente pubblicati in40.

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Risultati

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

L'uso del involucro protettivo offre i vantaggi più importanti per il monitoraggio a lungo termine dei vasi linfattici cervicali in vivo, come l'isolamento dell'area chirurgica dall'ambiente esterno, permettendo il mantenimento dell'immersione del vaso linfatico e dei tessuti circostanti in soluzione salina con un apporto costante di soluzione salina tramite un catetere collegato al corpo. Inoltre, grazie al suo attacco al vetrino del microscopio e al contatto meccanico stretto ...

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Discussione

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Lo studio della fisiologia dei vasi linfatici richiede l'uso di metodi non invasivi mantenendo condizioni ambientali speciali che permettono una normale contrattibilità e un flusso linfatico stabile. La stragrande maggioranza dei metodi per studiare le funzioni dei vasi linfatici si basa sul monitoraggio ottico della loro contrattibilità e sulla valutazione della velocità del flussolinfatico 3,28,29,30,31,32,33,34,35,...

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Dichiarazioni

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Gli autori non hanno nulla da rivelare.

Ringraziamenti

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Questa ricerca è stata finanziata da una sovvenzione della Fondazione Russa per la Scienza (n. 23-75-30001).

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Materiali

Elenco dei materiali utilizzati in questo articolo
NomeAziendaNumero di catalogoCommenti
3D printerBambu Lab, ChinaP1S
5pin connectorConnfly electronic (Zhenqin), ChinaDS1110-01
A set of heat shrinkable tubesJupiter, ChinaJP7230-01
Arduino IDEArduino LLC2.3.5-nightly-20241212
BALB/c mice"Andreevka" Branch FSBIS SCBT FMBA, Russia3-15-16Male, 6-month-old
Chlorhixedin BIOPHARMACEUTICAL PLANT, RussiaN/A
Dumont forceps Stoelting, USA52100-07 
Evans Blue dye Sigma-Aldrich, St. Louis, MO, USAN/A
Fine ForcepsStoelting, USA52102-02P
HamiltonHamilton Bonaduz AG, Switzerland29 G needle
Heating elementChinaLFH-9415sg
Insulin needleINSUPEN, Italy31G, 0.25mm*6mm
Ketamine MOSCOW ENDOCRINE PLANT, FSUE, RussiaGeneral anesthesia 
Keypad Shielddiymore, China1602 LCD Keypad Shield
Lidocaine ORGANICA, RussiaN/A Analgesic drug
Lockable switch buttonChinaN/A
Metal-film resistorsTZT, ChinaN/A
Micro Dissecting Vannas Spring ScissorsStoelting, USA52130-00P
MOSFET ModuleChinaMOSFET Module D4184
Mounting postStanda, Lithuania3MP, diameter 12 mm
Mounting wireAB retail, RussiaHB-1
Non-sharp tweezerStoelting, USA52108-83P 
Plastic for 3D printerBambu Lab, ChinaA00-D0-1.75-1000-SPL.
Post collar Standa, Lithuania3PC
Post holderStanda, Lithuania3PH-25
Power connectorRUICHI, ChinaAC-015
Power supplySANPU, ChinaPS200-H1V24
Precision pantograph table for vertical movement"Laser components", Russia02TV004 
Right-angle fixed post clamp Standa, Lithuania3RPC-12
Screw M3Standa, LithuaniaN/A
Screw M4Standa, LithuaniaN/A
Screw M6Standa, LithuaniaN/A
Shaving machine Braun, figure-materials-1Series 3310s
Sodium chlorideKraspharma, RussiaN/A
Solder Production of metal powders, Russiatin-lead solder 61
Soldering fluxSolins, RussiaLTI-120 22 ml with brush
Soldering stationAOYUE, ChinaN/A
Soldering station AOYUE, ChinaN/A
Steel optical rails (SOR)Standa, LithuaniaN/A
Step-down voltage converterRUICHI, ChinaEM-825
Straight dissecting scissors Stoelting, USA52132-10P 
Temperature sensorLiludin, ChinaDS1820
TetracyclineJSC Tatkhimfarmpreparaty, RussiaEye ointment 
The ControllerArduino, ChinaUNO R3
TweezerStoelting, USA52100-03 
Two-photon  microscopNikon, JapanA1R MP
WirePartner-Electro, RussiaP020G-0305-C050
Xylazine "Alfasan International B.V.", NetherlandsMuscle relaxant
CatheterScientific Commodities Inc., USAPE-10, 0,28 mm ID × 0,61 mm OD

Riferimenti

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