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Articolo metodologico

Sviluppo di un modello neonatale di ratto per lesioni alla nascita del plesso brachiale

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DOI:

10.3791/69536

⸱

27 marzo 2026

 ,  , 
1Division of Hand and Microvascular Surgery, Department of Orthopedic Surgery, Mayo Clinic, 2Department of Plastic-, Reconstructive- and Hand Surgery, Radboud University Medical Center

In questo articolo

Sommario

Questo protocollo presenta un'istruzione passo dopo passo per creare una lesione neonatale al plesso brachiale nei ratti, da utilizzare come modello nella ricerca sulle lesioni del plesso brachiale.

Abstract

Studiare le lesioni congenite del plesso brachiale (BPBI) è stato difficile a causa delle presentazioni cliniche eterogenee e dei modelli animali affidabili limitati. A tal fine, abbiamo sviluppato un protocollo chirurgico che induce in modo riproducibile una lesione panplexale del plesso brachiale neonatale nei cuccioli di ratto Sprague-Dawley di 5 giorni. In questo articolo sono fornite istruzioni passo dopo passo per avvicinarsi al plesso brachiale in un cucciolo di ratto. La tecnica è stata eseguita su 15 cuccioli di ratto Sprague Dawley. Utilizzando un approccio dorsale sottoposto a microscopia operatoria, è stata realizzata un'incisione dorsale di 5 mm a partire dalla base del cranio verso il livello della transizione vertebrale C7-T1. La dissezione contusiva scende fino al muscolo trapezio, seguita dalla dissezione attraverso i muscoli romboidei e scapula sollevatori sottostanti. Dopo aver identificato punti di riferimento anatomici come la colonna vertebrale e la scapola, l'angolo superiore della scapola è stato delicatamente ritirato per visualizzare il plesso brachiale. Il plesso brachiale era localizzato e cauterizzato, come dimostrano le contrazioni osservabili nell'arto superiore. Per prevenire la rigenerazione nervosa, un piccolo blocco di spugna gelatinosa assorbibile veniva posizionato tra le estremità prossimale e distale dei nervi danneggiati. Questa procedura è stata eseguita con successo su tutti e 15 i cuccioli di ratto con una sopravvivenza dell'87%. Post-operatorio e al sacrificio, tutti i ratti sopravvissuti hanno mostrato lesioni pan-plexali complete, convalidando questo modello come efficace e riproducibile per la ricerca sulle lesioni alla nascita del plesso brachiale.

Introduzione

La lesione al plesso brachiale (BPBI) è una lesione del nervo traumatico che si verifica durante il parto. Le forze di trazione durante un parto complicato, spesso dovute a distocia della spalla, travaglio prolungato o macrosomia fetale, causano debolezza o paralisi nel bracciointeressato 1. L'incidenza varia da 1 a 2 ogni 1.000 nativivi 2,3,4. Mentre la maggior parte dei bambini recupera la piena funzione, il 30% presenta sintomi residui man mano che cresce in età adulta, come limitazioni funzionali, disuguaglianze nella lunghezza degli arti, deformità e contratturearticolari 5,6,7,8.

Il modello BPBI mostra diversi modelli di lesione con implicazioni per il trattamento e la prognosi. Le lesioni del plesso superiore (C5-C6, paralisi di Erb) sono le più comuni e prevedono prevalentemente la rottura piuttosto cheavulsioni 9. Al contrario, le lesioni pan-plexali (C5-T1) mostrano frequentemente un modello misto di rotture della radice cranica e avulsionicaudali 10. Le avulsioni sono lesioni pregangliarie che interrompono il ganglio della radice dorsale senza alcuna capacità di recuperospontaneo 11.

Le strategie cliniche attuali di gestione spaziano dalla fisioterapia conservativa alla ricostruzione microchirurgica precoce dei nervi, a seconda della gravitàdell'infortunio 12,13. I pazienti spesso necessitano di interventi chirurgici secondari, tra cui rilasci di tessuti molli, trasferimenti di tendini e osteotomie, per migliorare ulteriormente la funzione motoria, la qualità della vita e le sequelle muscoloscheletriche secondarie. Tuttavia, l'efficacia di questi interventi precoci e tardivivaria 14,15,16. Inoltre, lo sviluppo muscoloscheletrico alterato contribuisce a limitazioni funzionali, disuguaglianze nella lunghezza degli arti e altre deformità, attualmente non trattabili, evidenziando la necessità di ulterioriricerche 17,18. Pertanto, rimane una necessità critica di un modello animale affidabile, fattibile e riproducibile per indagare su queste lesioni.

I modelli di roditori sono comunemente utilizzati nei modelli di lesioni del plesso brachiale, con i topi come scelta più comune per la loro costo-efficacia e facilità di manipolazione. Tuttavia, creare una lesione riproducibile del plesso brachiale neonatale può essere anatomicamente difficile a causa delle loro dimensioni ridotte. I modelli animali di grandi dimensioni come conigli, maiali e primati offrono diversi vantaggi per la creazione di modelli, ma a un costo significativamente piùalto 19. I ratti, invece, sono più grandi e geneticamente simili agli esseri umani rispetto ai topi, pur rimanendo sostanzialmente più convenienti e accessibili rispetto ai modelli animali più grandi. Pertanto, rimane necessario un animale fattibile e riproducibile per indagare il BPBI. Questo studio descrive un modello di creazione passo-passo del BPBI pan-plexale nei ratti neonatali che può essere utilizzato per studiare i meccanismi di lesione, gli interventi terapeutici e le conseguenze a breve e lungo termine.

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Protocollo

Tutte le procedure sugli animali sono state eseguite con l'approvazione del Comitato Istituzionale per la Cura e l'Uso degli Animali (IACUC A0007335). La tecnica è stata eseguita in 15 cuccioli di ratto Sprague-Dawley per valutare la fattibilità e gli esiti funzionali a lungo termine.

1. Allevamento

  1. Ospita un ratto Sprague Dawley gravida multipara (età gestazionale: 14 giorni) in una scatola da riproduzione (1354cm 2) contenente biancheria a base di carta di cellulosa, arricchita con materiale per il nido e arricchimenti della gabbia; Mantieni la temperatura ambiente a 21 °C con umidità relativa al 28% e un ciclo chiaro/buio di 12:12 h. Fornisci cibo per topi e acqua ad libitum.
  2. Pulire le gabbie settimanalmente; Lasciare la gabbia indisturbata per 48 ore dopo il parto dei cuccioli. Per favorire l'abituazione e ridurre lo stress, fornisci rassicurazione uditiva attraverso una gestione delicata e il linguaggio. Durante la gestazione avanzata, assicurati che la madre sia abituata all'investigatore attraverso una gestione quotidiana delicata e un allenamento olfattivo inserendo palline di cotone profumate a etanolo e betadine nella gabbia della madre.
  3. Dopo il parto dei cuccioli, mettere i premi nella gabbia senza disturbare la madre per 48 ore o aprire la gabbia.

2. Preparazione del materiale

  1. Assicurarsi che tutti gli strumenti chirurgici necessari siano preparati prima dell'intervento (vedi la Tabella dei Materiali). Sterilizza tutte le forniture chirurgiche utilizzando un'autoclave a vapore a 121 °C per 1 ora.
  2. Crea un letto chirurgico in polistirene espanso. (Figura 1)

3. Preparazione chirurgica

  1. Esegui interventi chirurgici su cuccioli di ratto all'età di 5 giorni [intervallo tra i 3 e i 9 giorni].
  2. Indurre l'anestesia mettendo il ratto in una camera di induzione con isoflurano al 2% in 2 L/min di ossigeno fino a raggiungere la fase anestetica medio-profonda. Conferma un'anestesia adeguata con un delicato pizzicotto sul dito dei piedi usando una pinza. Metti il cucciolo di topo su una borsa riscaldante preriscaldata. Mantieni l'anestesia con l'1,5-2% di isoflurano nell'ossigeno e monitora continuamente la frequenza respiratoria.
  3. Determina la dose appropriata di analgesia in base al peso del cucciolo. Somministrare buprenorfina a rilascio prolungato (1 mg/kg s.c.) per gestire il dolore.
  4. Prepara un sito chirurgico asetttico applicando tre scrub alternati di betadine ed etanolo.
  5. Posizionare il cucciolo anestetizzato in posizione prona sul letto chirurgico preconfezionato con naso e bocca posizionati saldamente nel cono nasale del vaporizzatore di isoflurano (Figura 1B).
  6. Per minimizzare i movimenti durante la procedura, si attacca la testa del cucciolo di ratto al vaporizzatore di isoflurano e copri la parte inferiore del corpo, appena sotto gli arti superiori, con il foglio.

4. Approccio chirurgico al plesso brachiale

  1. Creare un'incisione cutanea di 5 mm usando una lama n. 11, iniziando dalla base del cranio ed estendendosi caudalmente fino alla transizione vertebrale C7-T1 (Figura 1C).
  2. Cauterizzare con attenzione le arterie superficiali evitando i bordi della pelle.
  3. Esegui la dissezione contundente fino a raggiungere il muscolo trapezio.
  4. Dissezionare attraverso il trapezio e i muscoli romboidi e scapole-levatori sottostanti utilizzando cauterizzazione. Posizionare le pinze cauteriche perpendicolarmente al tessuto per evitare danni termici ai bordi della pelle.
  5. Ritrae delicatamente l'angolo superiore della scapola per esporre il plesso brachiale. Identificare e isolare il plesso brachiale tramite dissezione contusiva (Figura 1D e Figura 2A).
  6. Cauterizza i nervi identificati del plesso brachiale utilizzando un elettrocautery bipolare impostato a 15, e conferma il successo della lesione osservando i contrazioni muscolari degli arti superiori.
  7. Posizionare un piccolo pezzo di una spugna gelatinosa assorbibile (circa 2 mm per 2 mm) tra i segmenti prossimale e distale del plesso brachiale per prevenire la rigenerazione nervosa (Figura 2B).
  8. Chiudi la pelle usando una sutura assorbibile 7-0 in un modello continuo e applica un adesivo per tessuto veterinario per prevenire la deiscenza della ferita (Figura 3).

5. Gestione postoperatoria

  1. Posiziona il cucciolo di ratto su una borsa riscaldante con materiale per il nido della gabbia della dama ratto (Figura 4). Monitorare la frequenza respiratoria e i movimenti del cucciolo di ratto finché non torna ai normali schemi respiratori.
  2. Per evitare il rifiuto materno, strofina delicatamente il cucciolo di ratto con il materiale per il nido della gabbia prima di rimetterlo con la madre.
  3. Ispeziona il cucciolo di ratto 3 volte al giorno per le prime 48 ore dopo l'intervento. Se si osservano segni di dolore o assenza di una macchia di latte, somministrare analgesia supplementare (buprenorfina 0,05 mg/kg s.c.).
  4. Monitorare attentamente eventuali complicanze post-operatorie, inclusa deiscenza della ferita, infezione della ferita, riduzione della sensibilità degli arti con potenziale automutilazione e cannibalismo materno.
  5. Pesa il cucciolo di ratto ogni giorno. Se il cucciolo di ratto mostra perdita di peso o nessun aumento di peso per 2 giorni consecutivi, consideralo un fallimento nel prosperare e procedi con l'eutanasia tramite iniezione di pentobarbital (390 mg/mL) intraperitoneale.
  6. Valuta la funzione motoria 1 giorno dopo l'intervento e il follow-up la funzione motoria settimanalmente utilizzando una scala di movimento degli arti: 0 = funzione assente, 1 = funzione parziale, 2 = funzione simmetrica normale.

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Risultati

L'efficacia della tecnica chirurgica può essere valutata dall'assenza di movimento nell'arto interessato, dalla presenza di contratture, dalla riduzione dell'ampiezza di movimento e, in caso di sacrificio, dal grado di atrofia muscolare, dall'accorciamento dell'arto e dalle differenze morfologiche di osso e muscolo rispetto all'arto non affetto. In questo studio sono stati inclusi in totale 15 cuccioli di ratto. Durante il periodo di sopravvivenza, due dei cuccioli di ratto non sono rius...

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Discussione

Questo protocollo dettaglia lo sviluppo di una lesione del plesso brachiale in un ratto neonatale per condurre ricerche sugli esiti a breve e lungo termine del BPBI, esplorare le opzioni di trattamento e comprendere le sequele.

L'uso di un modello non invasivo di roditori per studiare la lesione del plesso brachiale è stato precedentemente descritto; tuttavia, questi modelli non sono stati specificamente adattati per replicare un tipo specifico di lesione

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Dichiarazioni

Gli autori non hanno conflitti di interesse da dichiarare.

Ringraziamenti

Ringraziamo con gratitudine la Dott.ssa Felicia Boynton, DVM, e il Dr. Chris Gow, DVM, per la loro guida esperta sulla gestione dei cuccioli di ratto e delle madre di ratto, la cura perioperatoria e postoperatoria dei cuccioli di ratto, che ha contribuito in modo significativo all'ottimizzazione di questo protocollo.

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Materiali

Elenco dei materiali utilizzati in questo articolo
NomeAziendaNumero di catalogoCommenti
1 mL di siringa Luer-Lok Tip BD 309628
Vicryl rivestito 7-0 (Polyglactin 910)EthiconJ576G
70% di isopropilicoVet-One13985-598-01
Spugna gelatinosa assorbibile  Surgifoam ETH1972
Soluzione di betadina 5% Microbicida Antisettico Povidone-Iodio PBS Salute Animale  11205
Materiale per il nidifico Bed 'r NestBRN8SR
Corde bipolariASSI ASSI. ATK26426
Buprenorfina (base 0,5 mg/mL) a rilascio prolungato  Collegamento Wedgewood49426-0517-1
Arricchimenti della gabbiaTwist 'n Rich10003949
Biancheria da letto a base di cellulosa & nbsp;Alpha DriNC2193839
Polistirene espanso (polistirolo)Fisher 22-130-407
Uncino per pelle FREERPiù liberoMI2152
Uncino per pelle di gialla semi-affilatoDTRGHB2001
Macchina per anestesia auto-flusso di isofluranoE-Z Systems EZ-190F
Isoflurane, USP Patterson Veterinary 1403-704-06
Pinza Bipolare Antiaderente Jewelers, 11 cm, punta dritta, 0,25 mm, diametro della puntaASSI ASSI. BPNS11223
Micro Forbici in stile baionettaASSI ASSI. SNS21
Microscopio (chirurgico) Leica M525 F40
Pinze microchirurgiche Dumont #4 Dumont Swiss prodotte 1708-4TM-POAmbler Chirurgical 31-906
Portaago microchirurgico  ASSI B-14-8
Cono nasale, 9mm, Topo, lunghezza 2cmVetEquip921609
Fiala di pentobarbital-eutanasia (390 mg/mL) 250 mLFatal plus9373
Carta stagnola di plastica per alimentiPress 'n Seal Press'n-70-1-no3
Aghi monouso, 30 GBD 14-821-13A
Tavolo operatorio riscaldato per piccoli animali (regolabile)Peco Services Ltd 69023
Lama in acciaio inox n. 11 Bard Parker371211
Drappeggio sterile per asciugamano  Dynarex Corporation & nbsp;4410
Adesivo tissulareVetbond 3MNC9259532
Cotton Habbs e applicatori con manico in legnoFisher 22-363-157

Riferimenti

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