È richiesta un abbonamento a JoVE per visualizzare questo contenuto. Accedi o inizia la tua prova gratuita.

Articolo metodologico

Morfometria tradizionale delle zanzare adulte

261 visualizzazioni

⸱

DOI:

10.3791/69556

⸱

24 aprile 2026

 ,  , 
1Entomology and Nematology Department, Institute of Food and Agricultural Sciences, University of Florida, Gainesville

In questo articolo

Sommario

Questo protocollo dettaglia un metodo per dissezionare e misurare i tratti morfologici chiave utilizzando un software di analisi delle immagini per valutare la fitness delle zanzare

Abstract

Le zanzare sono vettori principali di patogeni che influenzano la salute umana e animale. La misurazione dei tratti morfologici delle zanzare consente ai ricercatori di valutare l'impatto dei trattamenti (ad esempio, applicazione di insetticidi, transgenesi) o dei fattori ecologici (ad esempio, stress nutrizionale, cambiamenti dell'habitat) sulla fitness. La fitness nelle specie di zanzare è stata collegata alla capacità vettoriale e quindi impatta direttamente il rischio di trasmissione di patogeni trasmessi da vettori. Qui utilizziamo un software di analisi delle immagini per misurare i principali tratti morfologici delle zanzare raccolte durante la sorveglianza delle zanzare come indicatore della fitness.

Introduzione

La fitness rappresenta la capacità di un singolo organismo di sopravvivere e riprodursi all'interno del proprio ambiente. In condizioni ideali, la ricerca sulla fitness prevede la valutazione delle esposizioni ambientali sulla capacità riproduttiva totale. Tuttavia, misurare la fecondità negli studi ecologici è spesso difficile, o addirittura impossibile, perché l'età degli individui nelle popolazioni esaminate non può essere controllata in modo affidabile. Di conseguenza, gli ecologi misurano i tratti funzionali, inclusi quelli morfologici, fisiologici e fenologici, che si è dimostrato influenzare o rappresentare la fitness di unindividuo 1,2. Tali valutazioni sono particolarmente preziose quando le metriche di fitness possono informare la dinamica delle popolazioni e il potenziale di trasmissione di malattie nellezanzare 3.

Le zanzare immature sono acquatiche, e generi e specie diversi mostrano preferenze di habitat distinte. Ad esempio, Aedes aegypti, vettore principale della dengue a livello mondiale, è nota per svilupparsi in una vasta gamma di contenitori artificiali, come vasi di fiori, lattine, tappi di bottiglie, pneumatici egrondaie 4,5,6. D'altra parte, alcune specie, come Aedes triseriatus, preferiscono deporre in habitat naturali come i buchi deglialberi 7. Questa variabilità negli habitat di sviluppo comporta l'esposizione larvale a diversi fattori di stress, tra cui temperatura, predazione e competizione intra-specifica per le risorse, che possono influenzare la fitness degli adulti risultanti. Ad esempio, mentre la temperatura ambientale è positivamente correlata al tasso di sviluppo larvale, la variabilità della temperatura durante lo sviluppo larvale può influire negativamente sulla longevità e la fecondità degliadulti 8,9,10,11. Analogamente, la scarsità di risorse durante lo sviluppo causata da una bassa disponibilità di cibo o da alti livelli di competizione larvale può portare a adulti più piccoli con una durata di vita più breve 12,13,14.

Molti fattori che influenzano il potenziale riproduttivo delle zanzare influenzano anche la loro capacità di trasmettere patogeni15. L'infezione da patogeni trasmessi dalle zanzare impone un costo di fitnessness, poiché il vettore zanzara deve allocare risorse per resistere all'infezione, che non sono più disponibili per svolgere altre funzioni 16,17,18,19. Individui più grandi e in forma hanno dimostrato di ingerire quantità maggiori di nettare e sangue durante l'alimentazione e di sequestrare risorse più efficacemente rispetto a individui più piccoli, con conseguente maggiore longevità efecondità 20. Inoltre, questi individui tendono ad essere più resistenti ai patogeni21. Questo si può osservare in più specie negli studi di stress alimentare e competizione larvale. Aedes aegypti ha fornito una dieta larvale di alta quantità e qualità, ha mostrato tassi di diffusione e trasmissione inferiori per il virus Zikae Sindbis 22,23. Analogamente, gli Aedes triseriatus cresciuti con una dieta nutrizionalmente privativa erano più suscettibili al virus La Crosse rispetto ai loro omologhi bennutriti 24, e un modello comparabile è stato riportato nel modello25 di infezione da Anopheles gambiae-Plasmodium falciparum. Un aumento della competizione larvale inter- e intra-specifica in Aedes aegypti e Aedes albopictus è stato anche associato a una maggiore suscettibilità al virus delladengue 26. Infine, lo stress termico ha dimostrato di aumentare la trasmissione del virus del Nilo Occidentale nei membri del complesso di specie Culex pipiens 17, e la trasmissione della malaria in Anopheles stephensi27.

Dato l'impatto dei fattori ambientali sulla fitness e sulla capacità vettoriale delle zanzare, i ricercatori devono considerare la fitness delle popolazioni sorvegliate durante gli studi ecologici. Sono stati identificati diversi tratti come indicatori della fitness nelle zanzare e quindi possono essere utilizzati in studi ecologici comparativi. Numerosi studi hanno dimostrato che la lunghezza delle ali è predittiva sia della massa corporea che dellafecondità 14,28,29,30,31. Altri tratti, come la lunghezza delle zampe, la proboscide e la lunghezza del corpo, hanno dimostrato di correlarsi anche con la fitness 32,33,34,35. Storicamente, questi metodi hanno coinvolto l'uso di vetrine analogiche a griglia e lenti di misurazione. Tuttavia, software di cattura e analisi delle immagini ad alto dettaglio offrono l'opportunità di ottenere misurazioni ad alta risoluzione dei tratti con maggiore precisione e riproducibilità. Qui, illustriamo la metodologia per dissezionare e misurare i principali tratti morfologici utilizzati nel nostro laboratorio per la ricerca sulle zanzare selvatiche raccolte come parte di studi ecologici utilizzando software di analisi delle immagini per ottenere misurazioni ad alta precisione.

Accesso limitato. Accedi o avvia una prova gratuita per visualizzare questo contenuto.

Protocollo

NOTA: Gli insetti sono esenti dalle considerazioni legali o istituzionali da parte del comitato di revisione. Pertanto, non è necessaria alcuna approvazione per questo tipo di ricerca.

1. Dissezione e imaging delle zanzare

  1. Trasferire singole zanzare femmine raccolte in natura in una piastra di Petri da 90 mm e metterle sotto un microscopio dissezionale dotato di una fotocamera digitale.
    NOTA: Questo protocollo può essere utilizzato sia per zanzare allevate in laboratorio che per quelle raccolte in natura. Qualsiasi metodo di raccolta delle zanzare conosciuto può essere utilizzato con questa metodologia di dissezione.
  2. Regola l'ingrandimento in base alla specie e al singolo insetto, e metti a fuoco in modo che l'intero corpo della zanzara sia visibile e occupi la maggior parte del campo visivo della telecamera.
  3. Usando microforbici, sezionare i seguenti tessuti/appendici (Figura 1): zampa posteriore sinistra alla coxa, ala sinistra alla base della jugum, antenna sinistra all'antennifera e probosce al clipeo
  4. Trasferire i tessuti dissezionati su una carrella montata con nastro a doppia faccia.
  5. Con le appendici rimossi, regolare il resto del corpo della zanzara in modo che il lato sinistro sia visibile. Se necessario, possono essere rimossi arti aggiuntivi per permettere alla zanzara di posizionarsi a filo con la piastra di Petri. Utilizzando la telecamera del microscopio, cattura un'immagine del lato sinistro della zanzara.
  6. Senza regolare ingrandimento o messa a fuoco, rimuovere la piastra di Petri contenente la zanzara e sostituirla con il vetrito montato con i tessuti dissezionati (antenne, proboscide, ala e zampa posteriore). Utilizzando la macchina fotografica del microscopio, cattura un'immagine dei tessuti dissezionati.
  7. Senza regolare l'ingrandimento o la messa a fuoco, rimuovere il vetrino montato con tessuto zanzara e sostituirlo con il vetrino di calibrazione (micrometro da palco). Utilizzando la fotocamera del microscopio, cattura un'immagine del vetrino di calibrazione.
    NOTA: L'analisi delle immagini catturate può avvenire in un momento separato dalla dissezione.

2. Misurazione dei tratti della zanzara

  1. Apri le immagini raccolte durante la dissezione delle zanzare nel software di analisi delle immagini della fotocamera. Se la fotocamera al microscopio non include software di analisi delle immagini, può essere utilizzato un software autonomo come ImageJ.
  2. Utilizzando lo strumento di misurazione del software impostato su pixel, misura una sezione di 1 mm della scala di calibrazione sull'immagine della diapositiva scattata. Registra il numero di pixel per millimetro (px/mm) per l'ingrandimento e la messa a fuoco di questa immagine.
  3. Ora è possibile effettuare misurazioni della zanzara. Si inizia misurando e registrando la lunghezza (in pixel) del torace e dell'addome della zanzara nell'immagine laterale. La lunghezza toracica si misura come la distanza tra la parte anteriore del torace e la parte posteriore dello scutello, vista di lato. La lunghezza addominale è la distanza dalla parte anteriore dello scutello alla parte posterioredell'addome 35. Può essere necessario utilizzare uno strumento di misurazione multipunto o più misurazioni separate su tratti con pieghe o articolazioni.
  4. Successivamente, esegui misurazioni delle appendici della zanzara. Inizia misurando le lunghezze (in pixel) dell'antenna dissezionata (distanza tra il segmento terminale dell'antenna e la base dell'antennifera), l'ala (distanza tra l'incisione assiale e il margine apicale), la zampa posteriore (somma delle lunghezze della tibia e del femore) e la proboscide (distanza tra la base del clipeo e la terminazione del labbro)32,36.
  5. Dividere le misurazioni in pixel dei tratti raccolti per la misurazione px/mm ottenuta dall'immagine della diapositiva di calibrazione per ottenere le lunghezze dei tratti in mm.

Accesso limitato. Accedi o avvia una prova gratuita per visualizzare questo contenuto.

Risultati

Il nostro laboratorio utilizza la metodologia descritta in due studi ecologici in corso che esaminano gli impatti della frammentazione dell'habitat sulla fitness delle zanzare e gli impatti di fattori socio-economici e socio-demografici sull'abbondanza, diversità e fitness delle zanzare su ogni studio. Attualmente, diverse centinaia di zanzare sono state analizzate in entrambi gli studi. Di seguito sono riportati dati rappresentativi di uno degli studi sulla frammentazione dell'habitat, ...

Accesso limitato. Accedi o avvia una prova gratuita per visualizzare questo contenuto.

Discussione

La metodologia descritta qui fornisce un mezzo per valutare i tratti morfologici delle zanzare come indicatore della fitness. Tali valutazioni sono comunemente utilizzate nella ricerca ecologica su insetti, uccelli, rettili epiante 1,37,38,39,40,41. La misurazione dei tratti morfologici chiave consente ai ricercatori di condurre studi comparativi sull'ecologia sul campo o in condizioni in cui le misurazioni dirette della fitness, come la fecondità, sono...

Accesso limitato. Accedi o avvia una prova gratuita per visualizzare questo contenuto.

Dichiarazioni

Gli autori non hanno alcuna divulgazione o conflitto di interessi da comunicare.

Ringraziamenti

Questo studio è stato supportato in parte dal programma di ricerca intramurale del Dipartimento dell'Agricoltura degli Stati Uniti, National Institute of Food and Agriculture, Hatch Regular #1024853. I risultati e le conclusioni di questa pubblicazione non sono stati formalmente diffusi dal Dipartimento dell'Agricoltura degli Stati Uniti e non devono essere interpretati come rappresentazioni di alcuna determinazione o politica di un'agenzia.

Accesso limitato. Accedi o avvia una prova gratuita per visualizzare questo contenuto.

Materiali

Elenco dei materiali utilizzati in questo articolo
NomeAziendaNumero di catalogoCommenti
Piastra di Petri da 100mmFischer Scientific08-748C
Microscopio dissezionale con fotocamera montataAmScope o similiSM-4T-144S
Nastro a doppia faccia3MNC0879005
Pinze a punta fineAven Inc.18059USATaglia 4 o 5, a seconda delle preferenze
Software per l'analisi delle immaginiAmScope o similiSM-4T-144SMolte fotocamere montate su microscpe sono dotate di software per l'analisi delle immagini. Se non è disponibile, possono essere utilizzati programmi gratuiti come ImageJ.
Micro forbiciWexler SurgicalSL2000.1
Vedute per microscopioFischer Scientific12-544-4
Portavetri di calibrazione del palcoscenico del microscopioAmScope o similiA36CALM1

Riferimenti

  1. Pistón, N., et al. Multidimensional ecological analyses demonstrate how interactions between functional traits shape fitness and life history strategies. J Ecol. 107 (5), 2317-2328 (2019).
  2. Laughlin, D. C., Gremer, J. R., Adler, P. B., Mitchell, R. M., Moore, M. M. The net effect of functional traits on fitness. Trends Ecol Evolut. 35 (11), 1037-1047 (2020).
  3. Chandrasegaran, K., Lahondère, C., Escobar, L. E., Vinauger, C. Linking mosquito ecology, traits, behavior, and disease transmission. Trends Parasitol. 36 (4), 393-403 (2020).
  4. Foote, R. H. Aedes aegypti (L.), the yellow fever mosquito. Its life history, bionomics, and structure. Science. 133 (3463), 1473-1474 (1961).
  5. Valença, M. A., Marteis, L. S., Steffler, L. M., Silva, A. M., Santos, R. L. C. Dynamics and characterization of Aedes aegypti (L.) (Diptera: Culicidae) key breeding sites. Neotropical Entomol. 42 (3), 311-316 (2013).
  6. Brady, O. J., Hay, S. I. The global expansion of dengue: how Aedes aegypti enabled the first pandemic arbovirus. Ann Rev Entomol. 65 (2020), 191-208 (2020).
  7. Barker, C. M., Paulson, S. L., Cantrell, S., Davis, B. S. Habitat preferences and phenology of Ochlerotatus triseriatus and Aedes albopictus (Diptera: Culicidae) in southwestern Virginia. J Med Entomol. 40 (4), 403-410 (2003).
  8. Couret, J., Dotson, E., Benedict, M. Q. Temperature, larval diet, and density effects on development rate and survival of Aedes aegypti (Diptera: Culicidae). PLoS One. 9 (2), e87468(2014).
  9. Reinhold, J. M., Lazzari, C. R., Lahondère, C. Effects of the environmental temperature on Aedes aegypti and Aedes albopictus a review. Insects. 9 (4), 158(2018).
  10. Carrington, L. B., Seifert, S. N., Willits, N. H., Lambrechts, L., Scott, T. W. Large diurnal temperature fluctuations negatively influence Aedes aegypti (Diptera: Culicidae) life-history traits. J Med Entomol. 50 (1), 43-51 (2013).
  11. Mordecai, E. A., et al. Thermal biology of mosquito-borne disease. Ecol Lett. 22 (10), 1690-1708 (2019).
  12. Price, D. P., Schilkey, F. D., Ulanov, A., Hansen, I. A. Small mosquitoes, large implications: crowding and starvation affects gene expression and nutrient accumulation in Aedes aegypti. Parasites Vectors. 8 (1), 252(2015).
  13. Huxley, P. J., Murray, K. A., Pawar, S., Cator, L. J. Competition and resource depletion shape the thermal response of population fitness in Aedes aegypti. Comm Biol. 5 (1), 66(2022).
  14. Briegel, H. Fecundity metabolism, and body size in Anopheles (Diptera: Culicidae), vectors of malaria. J Med Entomol. 27 (5), 839-850 (1990).
  15. Carvajal-Lago, L., Ruiz-López, M. J., Figuerola, J., Martínez-dela Puente, J. Implications of diet on mosquito life history traits and pathogen transmission. Environ Res. 195, 110893(2021).
  16. Hurd, H., Taylor, P. J., Adams, D., Underhill, A., Eggleston, P. Evaluating the costs of mosquito resistance to malaria parasites. Evolution. 59 (12), 2560-2572 (2005).
  17. Ciota, A. T., Ehrbar, D. J., Matacchiero, A. C., Van Slyke, G. A., Kramer, L. D. The evolution of virulence of West Nile virus in a mosquito vector: implications for arbovirus adaptation and evolution. BMC Evo Biol. 13 (1), 71(2013).
  18. Maciel-de-Freitas, R., Koella, J. C., Lourenço-de-Oliveira, R. Lower survival rate, longevity and fecundity of Aedes aegypti (Diptera: Culicidae) females orally challenged with dengue virus serotype 2. Trans Royal Soc Tropical Med Hygiene. 105 (8), 452-458 (2011).
  19. Delhaye, J., Aletti, C., Glaizot, O., Christe, P. Exposure of the mosquito vector Culex pipiens to the malaria parasite Plasmodium relictum: effect of infected blood intake on immune and antioxidant defences, fecundity and survival. Parasites Vectors. 9 (1), 616(2016).
  20. Takken, W., Klowden, M. J., Chambers, G. M. Articles: effect of body size on host seeking and blood meal utilization in Anopheles gambiae sensu stricto (Diptera: Culicidae): the disadvantage of being small. J Med Entomol. 35 (5), 639-645 (1998).
  21. Ponton, F., et al. Integrating nutrition and immunology: A new frontier. J Insect Physiol. 59 (2), 130-137 (2013).
  22. Paige, A. S., Bellamy, S. K., Alto, B. W., Dean, C. L., Yee, D. A. Linking nutrient stoichiometry to Zika virus transmission in a mosquito. Oecologia. 191 (1), 1-10 (2019).
  23. Muturi, E. J., Kim, C. H., Alto, B. W., Berenbaum, M. R., Schuler, M. A. Larval environmental stress alters Aedes aegypti competence for Sindbis virus. Trop Med Int Health. 16 (8), 955-964 (2011).
  24. Grimstad, P. R., Walker, E. D. Aedes triseriatus (Diptera: Culicidae) and La Crosse virus. IV. Nutritional deprivation of larvae affects the adult barriers to infection and transmission. J Med Entomol. 28 (3), 378-386 (1991).
  25. Vantaux, A., Ouattarra, I., Lefèvre, T., Dabiré, K. R. Effects of larvicidal and larval nutritional stresses on Anopheles gambiae development, survival and competence for Plasmodium falciparum. Parasites Vectors. 9 (1), 226(2016).
  26. Alto, B. W., Lounibos, L. P., Mores, C. N., Reiskind, M. H. Larval competition alters susceptibility of adult Aedes mosquitoes to dengue infection. Proc Royal Soc B Biol Sci. 275 (1633), 463-471 (2007).
  27. Lemos-Silva, T., De Neef, E., Valgaerts, Y., Simões, M. L. Fluctuating warm and humid conditions differentially impact immunity and development in the malaria vector Anopheles stephensi. Global Change Biol. 31 (8), e70382(2025).
  28. Koella, J. C., Lyimo, E. O. Variability in the relationship between weight and wing length of Anopheles gambiae (Diptera Culicidae). )J Med Entomol. 33 (2), 261-264 (1996).
  29. Packer, M. J., Corbet, P. S. Size variation and reproductive success of female Aedes punctor (Diptera: Culicidae). )Ecol Entomol. 14 (3), 297-309 (1989).
  30. Blackmore, M. S., Lord, C. C. The relationship between size and fecundity in Aedes albopictus. J Vector Ecol J Soc Vector Ecol. 25 (2), 212-217 (2000).
  31. Armbruster, P., Hutchinson, R. A. Pupal mass and wing length as indicators of fecundity in Aedes albopictus and Aedes geniculatus (Diptera: Culicidae). )J Med Entomol. 39 (4), 699-704 (2002).
  32. Wheeler, D., Wong, A., Ribeiro, J. M. C. Scaling of feeding and reproductive structures in the mosquito Aedes aegypti L (Diptera: Culicidae). J Kansas Entomol Soc. 66 (1), 121-124 (1993).
  33. Gunathilaka, N., Upulika, H., Udayanga, L., Amarasinghe, D. Effect of larval nutritional regimes on morphometry and vectorial capacity of Aedes aegypti for dengue transmission. BioMed Res Int. 2019 (1), 3607342(2019).
  34. Barr, J. S., et al. Temperature and age, individually and interactively, shape the size, weight, and body composition of adult female mosquitoes. J Insect Physiol. 148, 104525(2023).
  35. Yeap, H. L., Endersby, N. M., Johnson, P. H., Ritchie, S. A., Hoffmann, A. A. Body size and wing shape measurements as quality indicators of Aedes aegypti mosquitoes destined for field release. Am Soc Tropical Med Hygiene. 89 (1), 78-92 (2013).
  36. Nasci, R. S. Relationship of Wing Length to Adult Dry Weight in Several Mosquito Species (Diptera: Culicidae)). J Med Entomol. 27 (4), 716-719 (1990).
  37. Wall, R., Begon, M. Population density, phenotype and reproductive output in the grasshopper Chorthippus brunneus. Ecol Entomol. 12 (3), 331-339 (1987).
  38. Branson, D. H. Influence of individual body size on reproductive traits in melanopline grasshoppers (Orthoptera: Acrididae)). J Orthoptera Res. 17 (2), 259-263 (2008).
  39. Meza-Joya, F. L., Morgan-Richards, M., Trewick, S. A. Relationships among body size components of three flightless New Zealand grasshopper species (Orthoptera, Acrididae) and their ecological applications. J Orthoptera Res. 31 (1), 91-103 (2022).
  40. Swartz, T. M., Gleditsch, J. M., Behm, J. E. A functional trait approach reveals the effects of landscape context on ecosystem services provided by urban birds. Landscape Urban Planning. 234, 104724(2023).
  41. Patankar, S., Jambhekar, R., Suryawanshi, K. R., Nagendra, H. Which traits influence bird survival in the city. A review Land. 10 (2), 92(2021).
  42. Mondor, E. B., Messing, R. H. Direct vs. inclusive fitness in the evolution of aphid cornicle length. J Evo Biol. 20 (2), 807-812 (2007).

Accesso limitato. Accedi o avvia una prova gratuita per visualizzare questo contenuto.

Ristampe e permessi

Esplora altri articoli

Morfometria delle zanzaretratti morfologicisorveglianza delle zanzareanalisi delle immaginicapacità vettorialeapplicazione di insetticidistress nutrizionalecambiamenti dell'habitatvalutazione della fitnesstrasmissione di patogeni

Questo articolo è stato pubblicato

Video in arrivo

Contattaci
Consiglia alla biblioteca

Privacy

Termini di utilizzo

Politiche

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Tutti i diritti riservati.