Tutte le procedure sugli animali sono state eseguite in conformità con gli standard istituzionali stabiliti per la cura e l'uso umano degli animali da laboratorio e sono state formalmente approvate dal Comitato Etico Animale dell'istituzione. Sono state adottate misure per ridurre il disagio e il disagio degli animali ogni volta che fosse possibile.
Il lavoro che coinvolgeva composti chimici, coloranti e campioni biologici seguiva pratiche di biosicurezza consolidate per mitigare i potenziali rischi. Le sostanze potenzialmente pericolose - inclusi paraformaldeide, reagenti a base di rame e DHE - sono state gestite con dispositivi di protezione individuale appropriati, inclusi guanti, maschere e occhiali di sicurezza. Tutti i materiali di scarto, come reagenti esauriti e oggetti usa e getta contaminati, sono stati separati in contenitori designati per i rischi biologici e successivamente trattati da servizi autorizzati di gestione dei rifiuti pericolosi in conformità con le normative istituzionali e ambientali sulla sicurezza. Il disegno sperimentale complessivo è delineato nella Figura 1.

Figura 1: Il flusso di lavoro di questo studio. Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.
Coltura cellulare e raggruppamento
Gli astrociti cerebrali umani normali (NHA) e le linee cellulari di glioblastoma A172, U251, LN229 e SHG-44 (vedi Tabella dei Materiali) sono stati coltivati in un mezzo DMEM contenente il 10% di siero fetale bovino (FBS) e mantenuti in incubatore a 3 °C con il 5% di CO₂. Il mezzo veniva cambiato a giorni alterni e le cellule venivano spostate quando raggiungevano circa l'80% di confluenza. La dose appropriata e il tempo di esposizione per CUM sono stati determinati utilizzando il test MTT. Le cellule NHA, A172, U251, LN229 e SHG-44 sono state trattate con diverse concentrazioni (0, 2,5, 5, 10, 20 e 4 μM) di CUM per 24, 48 e 7 ore, rispettivamente23. Successivamente, sono stati aggiunti 2 μL di soluzione MTT. Dopo l'h, sono stati aggiunti 15 μL di dimetilsolfosido a ciascun pozzo e miscelati delicatamente. La densità ottica (OD) a 45 nm veniva misurata utilizzando un lettore di microplacche. Le cellule non trattate (gruppo di controllo) sono state utilizzate come controlli negativi in tutti gli esperimenti.
Le cellule A172 e U251 sono state seminate e suddivise in gruppi: Controllo, CUM a bassa dose (1 μM), CUM ad alta dose (2 μM), inibitore AKT (MK-2206), inibitore AKT + inibitore Wnt (MK-2206 + LGK974) ed Elsm-Cu (Elesclomol + CuCl₂), in base alle condizioni terapeutiche. Le cellule nei gruppi CUM sono state trattate con 10 o 2 μM di CUM per 4 ore. Le cellule del gruppo MK-2206 ricevettero 1 μM di MK-2206 per 2 ore. Le cellule del gruppo MK-2206 + LGK974 sono state trattate con μM LGK974 per l'h dopo l'esposizione a MK-2206. Le cellule del gruppo Elsm-Cu sono state trattate con 100 nM Elesclomol e μM CuCl₂ per 4ore e 14.
Citometria a flusso
Le cellule A172 e U251 coltivate in ciascun gruppo sono state incubate con PBS contenente 1 μg/mL di soluzione di colorazione PI per 1 minuto. Le cellule sono state poi trattate con lo 0,25% di tripsina e raccolte tramite centrifugazione (20 × g, minimo, temperatura ambiente). Le cellule PI-positive sono state rilevate utilizzando un citometro a flusso con canale PE (eccitazione a 488 nm), e il tasso di mortalità cellulare è statocalcolato a 27.
Saggio sul carbossidfluoresceina succinimidile amminoestere (CFSE)
Le cellule A172 e U251 sono state incubate con il colorante CFSE μmol/L CellTrace a 3 °C per 1 minuto al buio. Il mezzo veniva quindi neutralizzato e le celle centrifugate a 20 × g per un minimo a temperatura ambiente. Dopo la raccolta, le cellule venivano coltivate e trattate secondo i loro raggruppamenti. L'intensità della fluorescenza CFSE è stata analizzata utilizzando la citometria di flusso (eccitazione a 488 nm)27.
Saggio di formazione dei cloni cellulari
Le cellule coltivate di A172 e U251 sono state digerite, risospese e contate. Furono aggiunti due millilitri della sospensione a celle preparate. Dopo una miscelazione delicata, le cellule sono state incubate per circa 14 giorni. Le cellule sono state poi fissate con paraformaldeide al 4% per 3 minuti, e il fissativo è stato scartato. Dopo aver tingito con viola cristallina allo 0,1%. Furono catturate immagini della colonia e il tasso di formazione dei cloni calcolatoa 14.
Test di graffio cellulare
Le cellule A172 e U251 (1 × 106 cellule/pozzo) sono state coltivate fino a raggiungere il 90% di confluenza. Il monostrato cellulare è stato graffiato una volta usando una punta sterile da 2 μL per creare una ferita e poi trattato con diverse concentrazioni di sperma per h e 48 ore. Le immagini sono state catturate con un microscopio. Il tasso di guarigione dei graffi è stato valutato utilizzando il software ImageJ. Le immagini venivano convertite in formato a 8 bit, veniva impostata una soglia unificata per distinguere l'area di scarto dall'area della cella, e le aree di scarto a 0 h e 48 ore venivano calcolate usando la funzione Analizza Particelle . Tasso di guarigione da grattacino (%) = (distanza 0 h − distanza 48 h) / distanza 0 h × 100%23.
Esperimento Transwell
Le cellule A172 e U251 sono state esposte ai trattamenti specificati, poi sono state staccate enzimaticamente e centrifugate a 200 × g per 5 minuti a temperatura ambiente. Le cellule sono state risospese in un mezzo privo di siero. Il Matrigel è stato diluito in un rapporto 1:8 in un mezzo senza siero, miscelato accuratamente, e 5 μL sono stati applicati nella camera superiore di un inserto Transwell, seguiti da un'incubazione di 4 ore. Sono stati aggiunti in totale 5 × 104 celle per pozzo nella camera superiore, mentre 60 μL di mezzo integrato con il 20% di FBS sono stati inseriti nella camera inferiore. Dopo 48 ore di incubazione, le cellule venivano fissate usando paraformaldeide e colorate con viola cristallina. Sono stati selezionati cinque campi visivi dal centro e dalla periferia di ciascun pozzo. Le cellule sono state osservate e fotografate al microscopio. Le cellule invasive sono state calcolate utilizzando ImageJ. Le immagini sono state convertite in formato a 8 bit, sono state applicate soglie per distinguere le cellule colorate dallo sfondo, e la funzione Analizza le Particelle ha contato le celle che erano migrate attraverso lamembrana 23.
Rilevamento del potenziale della membrana mitocondriale (MMP)
Le cellule coltivate di A172 e U251 in ciascun gruppo sono state incubate con mL di soluzione lavorativa di JC-1 per 30 minuti al buio. Le cellule venivano lavate delicatamente con il buffer JC-1 preraffreddato, osservate e fotografate con un microscopio a fluorescenza. Utilizzando l'eccitazione a 488 nm, i segnali polimerici e monomeri del JC-1 sono stati raccolti utilizzando rispettivamente filtri a emissione da 590 nm e 530 nm. Il rapporto di fluorescenza rosso/verde (aggregati JC-1 a monomeri) è stato analizzato utilizzando il software ImageJ per valutare le variazioniMMP 28. Le immagini dei canali rossi e verdi sono state estratte separatamente e l'intensità media di fluorescenza nella stessa regione è stata quantificata.
Rilevamento del tasso di consumo di ossigeno (OCR)
Sono state seminate cellule A172 e U251 coltivate. La piastra veniva posta in un analizzatore preriscaldato a 3 °C per l'adattamento. Una volta adattato, veniva aggiunto il mezzo di determinazione. Dopo la calibrazione automatica, la piastra è stata bilanciata per 15-2 minuti a 3 °C senzaCO2. È stata misurata la OCR di base e il programma di analisi è stato impostato per registrare la OCR mitocondriale a intervalli definiti. I dati sono stati esportati per analisisuccessive 28.
Rilevamento con sonda fluorescente MitoSOX delle specie reattive dell'ossigeno (ROS)
Le cellule A172 e U251 sono state regolate a una densità di 1 × 104 cellule/mL, e 1 mL per pozzo è stato seminato in un piatto confocale, e successivamente è stato eseguito l'intervento farmacologico. Il soprannatante della cella fu scartato e fu aggiunto 1 mL di sonda MitoSOX diluita (1:1.000). Le cellule sono state incubate al buio a 3 °C per 1 minuto. Il segnale di fluorescenza è stato catturato utilizzando un microscopio a fluorescenza (eccitazione/emissione: 510/580 nm) per valutare i livelli di ROSmitocondriali 29.
Immunofluorescenza
Le coperture sono state lavate una volta con un mezzo di coltura DMEM. Sono poi stati inseriti in piastre a sei pozzi per la semina cellulare e l'intervento farmacologico. Dopo 24 ore, le cellule sono state fissate con paraformaldeide al 4% e successivamente bloccate con albumina sieroica bovina al 5% (BSA) per 30 minuti. La soluzione bloccante è stata rimossa e sono stati applicati anticorpi primari diluiti che mirano alla diidrolipoammide acetiltransferasi (DLAT) e β-catenina, seguiti da un'incubazione notturna a °C 30. Gli anticorpi secondari marcati fluorescentmente sono stati quindi introdotti e incubati a 3 °C per 30 minuti. I nuclei cellulari venivano controcolorati con DAPI e le vetrine venivano montate utilizzando un reagente antifade. Le immagini di fluorescenza sono state catturate con un microscopio a fluorescenza e l'intensità del segnale è stata quantificata con il software ImageJ. Le immagini venivano convertite in formato a 8 bit e veniva applicata una soglia costante per distinguere i segnali target dal rumore di fondo. Lo strumento Rectangle è stato utilizzato per selezionare le regioni cellulari desiderate, e l'intensità media di fluorescenza è statamisurata 27. Per visualizzare i mitocondri, le cellule sono state trattate con MitoTracker Red CMXRos a 20 nM per 30 minuti e poi fissate con paraformaldeide30.
Kit per segnalazione luciferasi TCF/LEF1
L'attivazione Wnt/β-catenina nelle cellule A172 e U251 è stata valutata utilizzando un kit di segnalazione di luciferasi TCF/LEF1. Il vettore reporter TCF/LEF contiene una scatola TATA e elementi di risposta del fattore delle cellule T/fattore potenziatore linfoide (TCF/LEF), consentendo la rilevazione indiretta dell'attività trascrizionale della β-catenina tramite l'espressione della proteina fluorescente verde (GFP). Le cellule A172 e U251 coltivate sono state trasfettate inversamente con vettore reporter TCF/LEF da 5 ng. Sedici ore dopo la trasfezione, l'intensità della fluorescenza è stata registrata utilizzando un lettore di microplacche con impostazioni di eccitazione ed emissione rispettivamente di 488 e 51 nm.
Topi con tumore
Dieci maschi di topi nudi BALB/c (7 settimane, 2 ± 2 g) sono stati mantenuti in condizioni specifiche prive di patogeni (2 °C, 65% di umidità) con accesso illimitato a cibo e acqua standard. Tutte le procedure sono state approvate dal Comitato di Revisione Etica del Primo Ospedale Affiliato dell'Università dello Yangtze (No 2023092; data di approvazione: 18.10.2023).
Per stabilire un modello di xenoinnesto GBM, le cellule A172 (4 × 106 cellule/mL) sono state sospese in un mezzo siero e 0,1 mL sono state iniettate sottocutaneamente nel fianco destro di ciascun topo. Gli animali sono stati assegnati casualmente a un gruppo di controllo o a un gruppo di trattamento CUM (n = 5 per gruppo). Il gruppo CUM ha ricevuto 60 mg/kg di curcumina al giorno tramite gavage orale, mentre il gruppo di controllo ha ricevuto un volume uguale di soluzione salina. I diametri tumorali venivano registrati ogni 7 giorni usando un calibro vernier, e il volume tumorale calcolato usando la formula 1/2 × lunghezza ×larghezza 2 (mm3). Dopo 5 settimane, i topi sono stati soppressi per lussazione cervicale e i tumori sono stati prelevati in condizioni sterili per la misuradel peso 32.
Saggio TUNEL
I tessuti tumorali sono stati fissati al 4% di paraformaldeide per 24 ore, disidratati in etanolo, incorporati in paraffina e sezionati a uno spessore μm. Le sezioni sono state decerate e reidratate, sciacquate con PBS, trattate con proteinasi K per 50 minuti per il recupero dell'antigene e incubate con perossido di idrogeno al 3%. È stata applicata una miscela di reazione TUNEL per 1 ora, seguita da un montaggio con un reagente antifade. Le immagini di fluorescenza sono state acquisite tramite microscopia e le cellule TUNEL-positive per campo sono state quantificate utilizzando il software ImageJ.
Immunoistochimica
Le sezioni tumorali immerse in paraffina sono state cotte a 6 °C, decerate nello xilene e reidratate tramite una serie di etanolo graduato. Il prelievo dell'antigene è stato eseguito utilizzando un tampone EDTA riscaldato, seguito da una tempramento dell'attività della perossidasi endogena. Le vetrine sono state incubate con anticorpo primario anti-Ki-67 durante la notte a °C. Dopo l'incubazione con un anticorpo secondario per 20 minuti, le sezioni sono state colorate con diaminobenzidina (DAB) per 5 minuti e controcolorate con ematossilina. Dopo la disidratazione e il montaggio con resina neutra, le vetrine venivano fotografate al microscopio. La colorazione positiva è stata identificata tramite precipitato marrone-giallastro, e le cellule Ki-67 positive sono state quantificate utilizzando ImageJ27.
Colorazione a fluorescenza con diidroetidio (DHE)
I livelli ROS sono stati valutati utilizzando la colorazione a fluorescenza DHE. Le sezioni di tessuto tumorale congelato sono state risciacquate con PBS. La fluorescenza di fondo è stata spenta e μM DHE è stato aggiunto a ciascuna sezione per 3 minuti. Dopo il lavaggio PBS, le sezioni sono state sigillate al buio. La fluorescenza è stata osservata al microscopio (eccitazione/emissione: 518/605 nm) e sono state raccolte cinque immagini casuali per gruppo. ImageJ è stato utilizzato per quantificare i livelli ROS.
Rilevamento del contenuto con2+
La concentrazione di Cu2+ nelle cellule GBM e nei tessuti tumorali è stata valutata utilizzando un kit di rilevamento colorimetrico. Le cellule A172 e U251, post-trattamento, sono state prelevate e centrifugate a 1.500 × g per 10 minuti a °C. I pellet cellulari sono stati risospesi in 0. mL di acqua distillata, sonicata su ghiaccio e centrifugata nuovamente. I tessuti tumorali sono stati omogeneizzati in acqua distillata e centrifugati in modo simile a 4 °C per 10 minuti. I soprannatanti (1 μL) sono stati trasferiti su una piastra a 96 pozzi, mescolati con 23 μL di reagente cromogenico, sigillati e incubati per 5 minuti. La densità ottica (OD) è stata misurata a 58 nm utilizzando un lettore di microplacche, e i livelli di Cu2+ sono staticalcolati a 14.
Tazza Occidentale (WB)
Le proteine sono state isolate da cellule coltivate e tessuti tumorali. I supernatanti sono stati ottenuti tramite centrifugazione a 12.000 × g per 15 minuti a 4 °C, e le concentrazioni proteiche sono state quantificate tramite un saggio BCA. Dopo la denaturazione, i campioni sono stati separati con SDS-PAGE, trasferiti nelle membrane PVDF e bloccati con il 5% di latte scremato per 1 ora. Le membrane sono state lavate in TBST e incubate durante la notte a °C con anticorpi primari contro FDX1, LIAS, DLAT, DLD, AKT, p-AKT, Wnt3a, GSK-3β, p-GSK-3β, β-catenina, p-β-catenina e β-actina (vedi la Tabella dei Materiali)14,33. Dopo ulteriori lavaggi TBST, le membrane sono state incubate con anticorpi secondari coniugati con HRP per 1 ora, sviluppate utilizzando reagente ECL e visualizzate tramite chemiluminescenza. Il software ImageJ veniva utilizzato per quantificare l'intensità del segnale utilizzando lo strumento di selezione Rettangolo e la funzione di analisi dei Gel. L'espressione relativa delle proteine è stata calcolata come il rapporto tra il valore grigio della banda target e il controllo interno (GAPDH). Gli estratti nucleari da cellule A172 e U251 sono stati preparati utilizzando un kit di estrazione di proteine nucleari. È stata valutata l'espressione di β-catenina e Lamin B1, con Lamin B1 che fungeva da sistema di controllo del cariconucleare 34.
Analisi statistica
I risultati quantitativi riflettono la media di tre repliche indipendenti. Tutti i dati sono stati valutati per la distribuzione normale e l'omogeneità della varianza. L'ANOVA unidirezionale seguita dal test post hoc di Tukey è stata utilizzata per confronti tra più gruppi. I dati sono presentati come media ± deviazione standard (SD). Un valore P inferiore a 0,05 è stato considerato statisticamente significativo. Queste procedure sono state utilizzate per garantire la robustezza dei dati e supportare l'affidabilità delle conclusioni.