Articolo metodologico

Modellazione della resistenza all'insulina degli adipociti utilizzando la frazione vascolare stromale derivata dal tessuto adiposo sottocutaneo del topo

DOI:

10.3791/69769

⸱

27 marzo 2026

 ,  , 
1State Key Laboratory of Pathogenesis, Prevention and Treatment of High Incidence Diseases in Central Asia, Xinjiang Key Laboratory of Molecular Biology for Endemic Diseases, Department of Biochemistry and Molecular Biology, School of Basic Medical Sciences, Xinjiang Medical University, 2Changzhou Third People's Hospital

In questo articolo

Sommario

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Questo studio presenta un protocollo sperimentale che utilizza frazione vascolare stromale derivata dal tessuto adiposo sottocutaneo del topo e trattata con desametasone per simulare la resistenza all'insulina. Mantenendo la complessità del tessuto adiposo, offre una piattaforma fisiologicamente autentica per la ricerca meccanicistica.

Abstract

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La resistenza all'insulina nel tessuto adiposo è una caratteristica centrale dei disturbi metabolici come il diabete di tipo 2, eppure molti modelli in vitro si basano su linee cellulari immortalate che riflettono in modo incompleto la complessità cellulare del tessuto adiposo nativo. L'obiettivo di questo protocollo è stabilire un metodo riproducibile e sperimentalmente accessibile per modellare la resistenza all'insulina degli adipociti utilizzando adipociti primari derivati dalla frazione vascolare stromale (SVF) del tessuto adiposo sottocutaneo del muro. Il protocollo descrive l'isolamento delle cellule SVF tramite digestione enzimattica, la loro differenziazione adipogenica in adipociti maturi ricchi di lipidi e la successiva induzione della resistenza all'insulina tramite desametasone. La resistenza all'insulina è definita e validata operativamente attraverso letture funzionali e molecolari, inclusa la riduzione dell'assorbimento e del consumo di glucosio stimolato dall'insulina, nonché una diminuzione della fosforilazione delle proteine chiave di segnalazione dell'insulina nella via PI3K-AKT. Mantenendo l'eterogeneità cellulare derivata dalle SVF, questo approccio fornisce un sistema basato sulle cellule primarie che supporta l'indagine della segnalazione dell'insulina adipocitaria in condizioni che si avvicinano più alla fisiologia del tessuto adiposo rispetto alle linee cellulari convenzionali. Questo protocollo è pensato per i ricercatori che cercano una piattaforma standardizzata per studiare i meccanismi della resistenza all'insulina degli adipociti o per valutare interventi metabolici, riconoscendo però che i dati riflettono risposte da una coltura mista derivata da SVF piuttosto che da una popolazione purificata di adipociti.

Introduzione

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Il diabete mellito di tipo 2 (T2DM) è diventato una delle malattie metaboliche non trasmissibili in più rapida crescita a livello globale, con un numero totale di pazienti che ora supera i 537 milioni e si prevede supererà i 783 milioni entro il 2045. Le sue caratteristiche fisiopatologiche fondamentali si manifestano come resistenza all'insulina (IR) dei tessuti periferici, accompagnata da una progressiva disfunzioneβ-cellulare 2. L'essenza della RI risiede negli effetti biologici significativamente ridotti scatenati dall'insulina concentrata fisiologicamente negli organi bersaglio, che porta a una riduzione dell'assorbimento di glucosio, un aumento dell'output glicemia epatico e una compromessa inibizionedella lipolisi 3. Il tessuto adiposo è uno degli organi bersagli più critici dell'insulina. L'obesità rende le cellule adipose insensibili all'insulina, riducendo l'assorbimento di glucosio, inebendo la sintesi dei trigliceridi, aumentando contemporaneamente la lipolisi e rilasciando più acidi grassi liberi, aggravando così la resistenza sistemica all'insulina 4,5.

In condizioni fisiologiche, l'insulina attiva la via PI3K-AKT per traslocare il trasportatore di glucosio 4 (GLUT4) nella membrana cellulare, favorendo l'assorbimento del glucosio e la sintesi dei trigliceridi negli adipociti. Contemporaneamente, l'insulina inibisce l'attività della lipasi trigliceride adiposa (ATGL) e della lipasi sensibile agli ormoni (HSL) sulla superficie delle gocce lipidiche, bloccando così lalipolisi 6. Quando si verifica la resistenza all'insulina (IR), una segnalazione compromessa dell'insulina indebolisce l'inibizione della lipolisi, portando a un massiccio rilascio di acidi grassi liberi (FFA) nel flusso sanguigno. Questo comporta un massiccio rilascio di FFA nel flusso sanguigno, causando deposizione ectopica di trigliceridi in organi come fegato, muscolo scheletrico e pancreas. Questo induce tossicità delle labbra e infiammazione cronica, contribuendo infine all'insorgenza e alla progressione del T2DM7. Pertanto, stabilire un modello adipocitario maturo che riproduca le caratteristiche della RI in vivo è fondamentale per chiarire i meccanismi molecolari della RI e sviluppare nuove strategie di intervento.

Attualmente, la linea cellulare embrionale di fibroblasti embrionali 3T3-L1 è diventata uno strumento classico per gli studi in vitro sull'IR degli adipociti grazie al suo breve ciclo di induzione e alla buona riproducibilità 8,9. Tuttavia, l'origine embrionale delle cellule 3T3-L1, il loro background genetico uniforme e la suscettibilità alla deriva fenotipica dopo un passaggio a lungo termine comportano differenze significative nel comportamento metabolico rispetto agli adipociti in situ adulti, limitandone il valore medicotraslazionale 10,11. Al contrario, la frazione vascolare stromaica (SVF) isolata dal tessuto adiposo sottocutaneo dei roditori è ricca di cellule staminali adipose multipotenti (ASC). Gli adipociti maturi differenziati da questi ASC presentano caratteristiche morfologiche, funzionali e trascrizionali che somigliano più a quelle degli adipociti bianchi nativi rispetto alla linea cellulare 3T3-L1 ampiamente utilizzata. Questo rende gli adipociti derivati dalle SVF un modello complementare per studiare la segnalazione e la resistenza dell'insulina in un contesto che approssima meglio la complessità tissutaleprimaria 12.

Questo protocollo è particolarmente adatto ai ricercatori che vogliono studiare l'azione dell'insulina in un modello di adipociti primari che mantiene una maggiore eterogeneità tissutale rispetto alle linee cellulari immortalizzate. Tuttavia, gli utenti devono notare che la SVF è una popolazione mista contenente cellule endoteliali e immunità; Pertanto, i display riflettono il comportamento di una cultura in cui gli adipociti sono una componente principale ma non esclusiva. Questo modello potrebbe essere meno adatto a studi che richiedono una popolazione pura e sincronizzata di adipociti.

Questo studio propone un protocollo per costruire un modello cellulare resistente all'insulina utilizzando adipociti maturi derivati dalla SVF. Il protocollo dettaglia l'intero processo di isolamento, coltura, differenziazione e induzione della resistenza all'insulina della SVF, imitando con successo lo stato di resistenza all'insulina degli adipociti in vivo. La valutazione del modello sarà condotta ai livelli di consumo di glucosio, morfologia cellulare e meccanismi molecolari. Questo fornisce una base tecnica per indagare i meccanismi molecolari alla base della resistenza all'insulina negli adipociti.

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Protocollo

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Tutti gli esperimenti sugli animali sono stati approvati dal Comitato Etico per l'Esperimentazione Animale dell'Università Medica dello Xinjiang (Approvazione Etica n.: IAGUC-20240228-41).

1. Isolamento SVF

  1. Animali sperimentali: utilizzare topi di grado SPF C57BL/6J di 4-6 settimane di età che pesano 9-11 g. Alloggiarli a 22 ± 2 °C in un ciclo di 12 ore chiaro-buio con libero accesso a cibo e acqua.
  2. Preparazione sterile: Autoclave di tutti gli strumenti e i consumabili a 121 °C per 30 minuti. Prima degli esperimenti, spruzzare la cappa a flusso laminare con etanolo al 75% e irradiare con luce UV per ≥15 minuti. Esegui tutte le procedure all'interno di un armadietto di biosicurezza di Classe II. Indossa guanti sterili e maschere.
  3. Prelievo del tessuto adiposo: Eutanasiare i topi tramite inalazione di anidride carbonica seguita da una lussazione cervicale. Immergi immediatamente nell'etanolo al 75% per 10 minuti per la disinfezione superficiale. Utilizzando forbici oftalmiche sterili, eseguire un'incisione circolare lungo la linea mediana del torace e dell'addome. Eseguire una dissezione contusiva per esporre il tessuto adiposo bianco inguinale bilaterale, situato sulla parte interna della coscia e che si estende verso la regione testicolare a forma di V. Rimuovere con attenzione eventuali linfonodi visibili. Raccogli il tessuto adiposo in PBS pre-raffreddato ed esegui tre risciacqui rapidi.
  4. Digestione della collagenasi: trasferire immediatamente il tessuto adiposo lavato in una ciotola sterile di coltura e triturare in frammenti da 1-2 mm³. Aggiungere collagenasi di tipo II allo 0,2% (sciolta nel PBS di Dulbecco, pH 7,4, preriscaldata a 37 °C) a un volume 1,5x-2 volte superiore a quello del tessuto. Incubare a 37 °C su uno shaker a temperatura costante a 100 giri/min per 10 minuti. Inverti delicatamente ogni 3 minuti per evitare una digestione eccessiva.
  5. Terminazione e filtrazione: Al termine della digestione, si aggiunge un volume uguale di mezzo completo preriscaldato (DMEM/F-12 + 10% FBS + 1% penicillina-estreptomicina) a 37 °C per terminare la reazione. Pipetta delicatamente 5-8 volte usando una punta da 1 mL. Filtrare attraverso un colino cellulare da 70 μm per rimuovere frammenti di tessuto non digerito e adipociti maturi.
  6. Centrifugazione e lavaggio: centrifugare il filtrato a 300 x g per 5 minuti a 25 °C. Scartare con attenzione il sovrantato contenente adipociti maturi. Risospendere il pellet in mezzo intero. Centrifuga di nuovo a 300 x g per 5 minuti a 25 °C. Ripeti questo passaggio di lavaggio due volte per rimuovere la collagenasi residua e eventuali adipociti maturi rimanenti.
  7. Semina e coltura: Sospensa l'ultimo pellet in 1 mL di mezzo intero. Seme a una densità di 4 campioni di grasso inguinale di topo per piatto di coltura cellulare da 10 cm. Incubare a 37 °C con il 5% di CO₂. Eseguire il primo cambio di mezzo dopo 24 ore per rimuovere le cellule non aderenti. Successivamente, cambiare il mezzo ogni 48 ore. Fai passare le cellule quando raggiungono l'80%-90% di confluenza.
    NOTA: Non attraversare le cellule quando la confluenza supera il 90%, poiché le cellule hanno raggiunto l'inibizione del contatto e la loro capacità proliferativa è ridotta.

2. Preparazione della soluzione lavorativa per collagenasi di tipo II

  1. Reagenti e consumabili: Ottenere collagenasi di tipo II (attività ≥ 120 U/mg); BSA (Acidi grassi privi ≥ 98%); HEPES; PBS di Dulbecco (contenente Ca²⁺ 1,8 mmol/L, Mg²⁺ 0,9 mmol/L), pH 7,2-7,4; Filtro sterile a basso legame proteico da 0,22 μm.
  2. Preparazione di soluzione di collagenasi di tipo II allo 0,2%: Pesare 60 mg di polvere di collagenasi di tipo II, 800 mg di BSA e 48 mg di HEPES in un tubo centrifugo da 50 mL. Diluisci a 40 mL con il PBS di Dulbecco. Regolare il pH a 7,4 ± 0,1 usando 1 M NaOH o HCl. Sterilizzare tramite filtrazione attraverso un filtro da 0,22 μm. Aliquota 5 mL per tubo e conserva a -20 °C. Evita cicli ripetuti di congelamento-scongelamento.
  3. Induce la differenziazione quando le cellule raggiungono il 100% di confluenza dopo il passaggio di gruppo. Lo stato di differenziazione ottimale è indicato da celle che mostrano una morfologia simile a un vortice. Utilizzare la soluzione indutiva I per le prime 48 ore, poi passare alla soluzione induzione II (Tabella 1).
  4. Confermare la differenziazione riuscita con i seguenti criteri: al quarto giorno di induzione, la colorazione rosso olio di O mostra l'accumulo di gocce lipidiche nella maggior parte delle cellule (circa il 50%), accompagnata da un aumento statisticamente significativo (p < 0,05) nell'espressione dei principali marcatori di adipogenesi.

3. Istituzione del modello di resistenza all'insulina

  1. Seleziona il giorno 4 di differenziazione come punto di partenza per indurre la resistenza all'insulina. Confermare al microscopio che tutte le cellule presentino una transizione morfologica da fuso a rotonda, con il citoplasma della maggior parte delle cellule riempito da gocce lipidiche ad alto indice di rifrazione.
  2. Sostituire il mezzo con un mezzo di induzione II contenente 1 μmol/L Dex e continuare la coltura per 48 ore (Tabella 1). Dopo questa procedura, si considera il modello degli adipociti resistenti all'insulina stabilito. Si noti che queste cellule non mostrano ulteriori alterazioni morfologiche. Utilizzare queste cellule direttamente per i saggi di assorbimento/consumo di glucosio e per la rilevazione delle proteine della via di segnalazione dell'insulina.
  3. Criteri per l'istituzione efficace del modello di resistenza all'insulina: Dopo 48 ore di trattamento con desametasone, confermare che la capacità di assorbimento del glucosio nella maggior parte delle cellule stimolate con insulina a 100 nM diminuisce di circa il 40%. Inoltre, confermare una riduzione statisticamente significativa (p < 0,05) nei livelli di fosforilazione delle principali proteine della via di segnalazione dell'insulina.
    NOTA: Questo processo richiede l'aggiunta continua di mezzo di manutenzione a induzione II.

4. Rilevamento del glucosio residuo in un soprandanzante in coltura

  1. Raccogli i sopranattivi in coltura cellulare al momento designato. Rimuovere le celle centrifugando a 4 °C e 300 x g per 5 minuti.
  2. Misurare le concentrazioni di glucosio nei supernatanti utilizzando il kit di analisi GOD-POD (glucose ossidosasi-perossidasi). Calcola le concentrazioni usando la formula:
    Concentrazione di glucosio (mmol/L) = (A(campione) - A(vuoto)) / (A(standard) - A(vuoto)) * C(standard)
    Consumo di glucosio (mmol/L) = Concentrazione di glucosio in mezzo cellulare libero (mmol/L) - Concentrazione di glucosio nel supernatant cellulare (mmol/L)
    Consumo normalizzato di glucosio (mmol/mg proteina) = Consumo di glucosio grezzo (mmol/L) / Concentrazione totale di proteine cellulari (mg/L)

5. Western blot

  1. Stimolare le cellule al momento designato con insulina di 100 nM in mezzo completo per 10 minuti a 37 °C per attivare la via PI3K-AKT. Successivamente, aggiungere 200 μL di tampone di lisi cellulare a ciascun piatto di coltura cellulare da 3,5 cm. Incuba sul ghiaccio per 30 minuti. Centrifugare a 13.040 x g per 10 minuti a 4 °C. Trasferire il sovrantato in un nuovo tubo microcentrifuga da 1,5 mL. Quantificare la concentrazione proteica utilizzando la soluzione di lavoro BCA.
  2. Carica i campioni su un gel SDS-PAGE all'8%. Fai funzionare il gel a 80 V finché i campioni non raggiungono l'interfaccia del gel di impilamento/separazione. Aumentare la tensione a 120 V e far funzionare finché le bande di marcatura non saranno completamente risolte. Eseguire il trasferimento a corrente costante di 200 mA per 2 ore.
  3. Incubare la membrana a temperatura ambiente con latte scremato al 5% o BSA per 2 ore per bloccare. Lava la membrana 3 volte con TBST. Successivamente, incubare con l'anticorpo primario durante la notte a 4 °C. Anticorpi primari (diluizione): AKT: 1:1000, p-AKT (Ser473): 1:1000, β-Actina: 1:1000, PI3K p110α: 1:1000, Fosfo-PI3K p110: 1:1000, C/EBPα: 1:2000, FABP4: 1:2000.
  4. Lava la membrana 3 volte con TBST. Successivamente, incubare con anticorpo secondario coniugato con HRP a temperatura ambiente per 1 ora. Anticorpi secondari (diluizione): IgG-HRP anti-topo per capra: 1:5000, IgG-HRP anti-coniglio per capra: 1:5000.
  5. Rilevare il segnale usando la chemiluminescenza ECL. Visualizza e registra i risultati sperimentali usando un imager Western blot.
  6. Analizza i valori in scala di grigi delle bande risultanti utilizzando il software ImageJ.

6. Saggio di colorazione per assorbimento del glucosio

  1. Affamare le cellule nei due punti temporali specificati separatamente per 12 ore usando RPMI 1640 contenente FBS dell'1% per eliminare le interferenze del glucosio basale.
  2. Dopo 10 minuti di stimolazione con insulina a 100 nM, aggiungi 1 mL di soluzione 1x 2-NBDG in ciascun pozzo. Incubare la piastra a 37 °C per 1 ora, protetta dalla luce.
  3. Lava le celle 2-3 volte. Aggiungi 1 mL di soluzione di tintura Hoechst pronta all'uso a ciascun pozzo. Incubare il piatto a 37 °C al buio per 10 minuti. Aggiungi lentamente la soluzione di colorazione lungo la parete laterale del vaso di coltura, evitando il contatto diretto con lo strato cellulare per evitare il distacco delle cellule.
  4. Lava le cellule 2-3 volte, poi aggiungi PBS. Cattura immagini fluorescenti delle cellule utilizzando un microscopio a fluorescenza invertita.
  5. Esegui un'analisi quantitativa delle immagini utilizzando il software ImageJ. Usa ImageJ per separare ogni canale, isolando il segnale di assorbimento del glucosio (canale verde) dal segnale di fluorescenza nucleare (canale blu).
  6. Converti tutte le immagini in immagini in scala di grigi a 8 bit. Applicare l'algoritmo di soglia automatica predefinito per definire le regioni di segnale positivo.
  7. Misurare l'intensità media di fluorescenza all'interno di queste regioni designate. Normalizzare il segnale di fluorescenza di assorbimento di glucosio dividendo l'intensità media di fluorescenza del canale verde per la corrispondente intensità media di fluorescenza del canale blu.

7. Macchiatura rosso olio O

  1. Diluire la soluzione di olio rosso O con acqua priva di RNasi a un rapporto 3:2. Filtrare la soluzione in modo sequenziale attraverso carta filtro e un filtro da 0,22 μm per preparare la soluzione di lavoro.
  2. Aspira il mezzo di coltura cellulare e lava delicatamente le cellule due volte con PBS. Aggiungi il 4% di paraformaldeide in ogni pozzo e fissa le celle a temperatura ambiente per 30 minuti.
  3. Aggiungi il fissativo e lava le celle con acqua doppiamente distillata. Aggiungi 1 mL di soluzione lavorativa di olio rosso O in ogni pozzo. Incubare il piatto a temperatura ambiente al buio per 25 minuti.
  4. Dopo la tintura, aspira la soluzione di colorazione. Lava accuratamente le cellule con acqua distillata per rimuovere residui di fondo e macchie. Aggiungi 1 mL di acqua distillata per coprire le celle. Cattura immediatamente immagini in campo chiaro usando un microscopio invertito.

8. BONIFICA

  1. Diluire la soluzione di base BODIPY con acqua sterile a un rapporto di volume 1:200 per preparare la soluzione di lavoro.
  2. Lava le coperture delle celle con PBS sterile. Aggiungi 30 μL di soluzione di paraformaldeide al 4% a ogni copertura e fissa a temperatura ambiente per 30 minuti.
  3. Aspira il fissatore e lava 3 volte con PBS. Aggiungere 30 μL di soluzione lavorativa BODIPY a ciascuna copertura della cella. Incubare a temperatura ambiente al buio per 30 minuti.
  4. Lava le copertine 3 volte con PBS. Aggiungi 30 μL di tinta DAPI a ogni copertura. Incubare a temperatura ambiente al buio per 10 minuti per contrassegnare i nuclei cellulari.
  5. Lava le copertine altre tre volte con PBS. Procedi con il montaggio: aggiungi 10 μL di mezzo anti-sfogliamento su un vetrino pulito per microscopio. Usando la pinza, inverti delicatamente il copertura cellulare (lato cellula verso il basso) sul supporto di montaggio. Lascia asciugare il montante al buio.
  6. Acquisisci immediatamente immagini utilizzando un microscopio confocale a scansione laser.

9. Analisi statistica

  1. Ogni esperimento includeva tre repliche biologiche. Analizza i dati utilizzando il software GraphPad Prism 10.0. Presentare dati quantitativi, che soddisfano i criteri per la distribuzione normale come media ± deviazione standard (media ± SD). Per due gruppi che soddisfano normalità e omogeneità di varianza, applica il test t dei campioni indipendenti. Per più gruppi, eseguire ANOVA unidirezionale, p < 0,05 è considerato statisticamente significativo.

10. Sicurezza e smaltimento dei rifiuti

  1. Maneggiamento dei tessuti animali
    1. Eseguire tutte le procedure che coinvolgono cellule primarie in un armadietto di biosicurezza di Classe II in condizioni sterili.
    2. Classificare tutti i rifiuti di tessuto animale, organi inutilizzati e consumabili contaminati come rifiuti biopericolosi. Mettere tali rifiuti in sacchetti biologici designati, processati tramite autoclaving e infine smaltiti.
  2. Gestione del desametasone
    1. Indossa guanti, mascherine mediche e camice da laboratorio quando pesi la polvere di Dex. Esegui la preparazione della soluzione all'interno di una cappa chimica.
    2. Raccogli separatamente i rifiuti contaminati con Dex e smaltili come rifiuti chimici.
  3. Gestione di materiali biohazardi
    1. Disinfettare accuratamente le superfici di lavoro e l'interno degli armadietti di biosicurezza con il 70% di etanolo prima che possano iniziare le procedure sperimentali.
    2. Assicurati che tutti i rifiuti liquidi generati dalla coltura cellulare siano autoclavati per renderli non infettivi prima dello smaltimento.

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Risultati

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Le cellule SVF isolate dall'iWAT di topi C57BL/6J hanno mostrato una sospensione puntata al momento della semina iniziale in piatti di coltura. Circa il 40% delle cellule ha completato l'attacco primario dopo 18 ore di semina; al quinto giorno dopo la semina, le cellule erano completamente diffuse, con confluenza che raggiungeva il 95% (Figura 1A,B). Quando le cellule raggiungevano la confluenza e mostravano una caratteristica disposizione simile a un vortice, il mezzo di di...

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Discussione

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Ricerche approfondite indicano che i modelli basati su cellule SVF offrono un valore unico nella simulazione delle caratteristiche patologiche del tessuto adiposo. Tuttavia, il lungo ciclo di costruzione di questi modelli, che tipicamente richiede circa 14 giorni per l'isolamento tissutale, la coltura primaria, la differenziazione indotta e il trattamento con Dex, pone sfide per la continuità sperimentale e la stabilità dello stato cellulare. Per affrontare queste sfide, questo studio ha...

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Dichiarazioni

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Gli autori dichiarano di non avere conflitto di interessi in quest'opera.

Ringraziamenti

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Questo lavoro è stato sostenuto dalla National Natural Science Foundation of China (82260177) e dal Laboratorio Chiave Statale di Patogenesi, Prevenzione e Trattamento delle Malattie ad Alta Incidenza nel Programma dell'Asia Centrale (SKL-HIDCA-2023-20). L'agenzia finanziatrice non ha avuto alcuna influenza sulla progettazione, l'implementazione o l'interpretazione di questo studio. L'agenzia finanziatrice non ha partecipato alla stesura o alla presentazione di questo manoscritto per la pubblicazione.

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Materiali

Elenco dei materiali utilizzati in questo articolo
NomeAziendaNumero di catalogoCommenti
0.22 & mu; Filtro MBiosharpBSF-XS-0232-01
2-NBDGBeyotimeS0561M
3-Isobutil-1-metilxantinaSigma15879
4% di poliformaldeideBiosharpBL1278A
70 & mu; Filtro per cellule MBiosharpBS-70-CS
Anti-AKTProteintech10175
Anti-C/EBPαAbcloneab40764
Anti-FABP4Tecnologia di segnalazione cellulare & nbsp;ANNI 2120
Anti-pAKT (Ser473)Proteintech28731
Anti-PI3K Bioss10657R
Anti-pPI3K (p110)Bioss6417R
Anti-β-ACTINProteintech60008
Kit per il test proteico BCAThermo Fisher23225
BODIPY 493/503InvitrogenD3922
BSA SigmaA7030
Slices di arrampicata cellulare Biosharp & nbsp;BiosharpBS-14-RC
Antro per coltura cellulare, 100mm x 20mmCorning430167
Cella per coltura cellulare, 35mm x 10mmCorning430165
Soluzione DAPISolarbio28718-90-3
DesametasoneSigmaD2915
DMEM/F-12GibcoC11330500BT
Dulbecco' s PBSCytivaSH30264.02
Tubo di EppendorfCorningMCT-175-C 
FBSLife-iLabAC03L0555
Microscopio a fluorescenzaLeicaDMi8
Glucosossi-perossidasiNanchino JianchengF006-1-1
Capra anti-topo IgG-HRPBeijing Zhongshan JinqiaoZB-2305
Capre anti-coniglio IgG-HRPBeijing Zhongshan JinqiaoZB-2301
GraphPad PrismVersione 10.0.0/
HepesBioFroxx1112GR025
HochestbiosharpBL803A
ImageJVersione 1.54p/
InsulinaSolarbio18040
Microscopio confocale a scansione laserNikon Ti-E
Antisbiading del Medium di MontaggioSolarbioS2100
Soluzione di colorazione rosso olio OSigmaO0625-25G
Penicillina-StreptomicinaHycloneSV30010
RIPA BufferThermo Fisher89901
RosiglitazoneSigmaR2408
RPMI 1640VivaCellC3010-0500
Latte in polvere scrematoBioFroxx1132GR500
TBS BufferSolarbioT1060
Collagenasi di tipo IISigmaC6885

Riferimenti

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
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Insulin SignalingAdipogenic DifferentiationGlucose UptakeInsulin Resistance ModelPI3K AKT PathwayDexamethasone InductionPrimary Adipocytes

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