Acquisizione e preelaborazione dei dati
Tutti i dati analizzati in questo studio sono stati ottenuti dal database TCGA accessibile al pubblico indicato nella Tabella dei Materiali. Questo studio ha rispettato rigorosamente la Genomic Data Sharing Policy dei National Institutes of Health (NIH) e le linee guida di pubblicazione fornite dalla TCGA. Poiché i dataset consistono in dati clinici e multi-omici, de-identificati, pubblicamente disponibili, questo studio è stato esente da ulteriori approvazioni da parte dell'Institutional Review Board (IRB). I dati trascrivertici e le relative informazioni cliniche per LUSC sono stati scaricati dal database Cancer Genome Atlas (TCGA). Inizialmente, la coorte comprendeva 551 campioni (502 tumorali e 49 normali). Per garantire la robustezza di questo modello prognostico, i pazienti privi di dati completi di sopravvivenza complessiva (OS), dello stato di sopravvivenza o di caratteristiche cliniche essenziali sono stati esclusi dall'analisi di sopravvivenza a valle. A seguito di questo rigoroso processo di filtraggio, è stata stabilita una coorte analitica finale di 470 pazienti con LUSC. Questi 470 pazienti sono stati successivamente divisi casualmente in un set di addestramento (n = 235) e un set di test (n = 235) per la costruzione e la validazione del modello di rischio. Un totale di 792 geni correlati allo stress ossidativo sono stati raccolti tramite il database GeneCards, elencato nella Tabella dei Materiali, utilizzando un criterio di inclusione con punteggio di rilevanza ≥ 7. Il pacchetto limma (versione 3.66.0) è stato utilizzato per lo screening dei geni di stress ossidativo espressi differenzialmente. I grafici dei vulcani venivano prodotti utilizzando il pacchetto ggplot2 (versione 4.0.2). Tra il gruppo di addestramento e quello di test, non vi sono state variazioni apprezzabili nelle caratteristiche cliniche (p > 0,05). Il set di addestramento veniva utilizzato per la costruzione del modello, mentre il set di test per la validazione interna.
Costruzione e verifica del modello di rischio
Per identificare gli LNCa associati allo stress ossidativo, è stata condotta un'analisi di coespressione di Pearson. Gli autori hanno valutato la correlazione tra i profili di espressione dei geni identificati differenzialmente espressi allo stress ossidativo e di tutti gli LNRNA annotati all'interno del dataset TCGA-LUSC. I criteri di correlazione per la selezione degli LNCRNA co-espressi sono stati fissati a un coefficiente di correlazione |R| > 0,4 e un p-value < 0,001. Sulla base di queste soglie, sono stati derivati ed estratti in totale 6.088 candidati LNRNA correlati allo stress ossidativo. Successivamente, questi 6.088 candidati lncRNA sono stati valutati tramite regressione LASSO e approcci analitici complementari per costruire il modello di rischio prognostico. Utilizzando i dati elaborati, i pazienti partecipanti sono stati suddivisi in strati ad alto e basso rischio.
Fattori indipendenti e curve ROC
Sono stati utilizzati modelli di regressione di Cox univariata e multivariata per identificare variabili prognostiche indipendenti. In particolare, per controllare il tasso di errore familiare durante le analisi di regressione di Cox univariate multiple (n = 236 test), è stata applicata la correzione di Bonferroni, fissando la soglia di significanza rigorosamente aggiustata a p < 0,00021 (calcolata come 0,05 / 236).
Analisi della sopravvivenza e analisi dei componenti principali
Il pacchetto di sopravvivenza (versione 3.8-6) è stato utilizzato per calcolare i tassi complessivi di sopravvivenza (OS), mentre l'analisi delle componenti principali (PCA) è stata utilizzata per valutare la robustezza del modello di rischio.
Nomogramma
L'indice di adattamento è stato valutato utilizzando il pacchetto rms in R per verificare l'affidabilità del nomogramma. Il carico mutazionale tumorale (TMB) è stato valutato e visualizzato utilizzando il pacchetto maftools (versione 2.22.0). Sono stati utilizzati algoritmi, incluso ssGSEA, per rilevare l'infiltrazione immunitaria. Inoltre, il pacchetto ggpubr (versione 0.6.3) è stato utilizzato per confrontare i checkpoint immunitari tra gruppi di rischio. L'algoritmo ESTIMATE è stato utilizzato per caratterizzare il microambiente tumorale (TME).
Analisi funzionale
Il pacchetto clusterProfiler (versione 4.14.6) in R veniva utilizzato per l'analisi dell'arricchimento. Per esplorare ulteriormente le vie funzionali, è stata effettuata un'analisi GSEA. Utilizzando Cytoscape, è stata creata una rete di co-espressione per l'osservazione.
Metodi sperimentali
Condizioni della coltura cellulare e raggruppamento
La linea cellulare NCI-H520 del carcinoma squamoso polmonare umano (RRID: CVCL_1566; elencata nella Tabella dei Materiali) è stata coltivata in mezzo RPMI-1640 integrato con siero fetale bovino al 10% (v/v) e 1% di penicillina-estreptomicina. Le cellule in fase logarithmithmica sono state seminate in piastre di coltura a 6 pozzi. Dopo l'aderenza con successo, le cellule sono state distribuite casualmente in tre gruppi sperimentali distinti: un gruppo di controllo vuoto mantenuto in condizioni di coltura standard, un gruppo di controllo negativo (si-NC) trasfetato con siRNA non targeting, e un gruppo sperimentale di knockdown (si-LINC01615) trasfetato con siRNA specifico per LINC01615.
Transfezione cellulare
I reagenti si-LINC01615 e si-NC furono scongelati sul ghiaccio. Per la preparazione del complesso di trasfezione, 95 μL di mezzo RPMI-1640 senza siero sono stati pipettati in tubi centrifughe sterili, seguiti dall'aggiunta sequenziale di 3 μg del rispettivo siRNA e 5 μL del reagente di trasfezione Lipo3000. La stessa procedura è stata applicata sia per il grupposi LINC01615 che per quello siNC. Le soluzioni sono state delicatamente miscelate e incubate a temperatura ambiente per 5 minuti per facilitare la formazione complessa, ottenendo un volume totale di circa 200 μL per provetta. Successivamente, questa miscela fu distribuita uniformemente nei pozzi di coltura designati contenenti 800 μL di mezzo basale RPMI-1640. Dopo un periodo di incubazione di 6 ore a 37 °C, il mezzo di trasfezione veniva atmospato con cura e sostituito con un mezzo di coltura fresco e completo.
Saggio di guarigione delle ferite (scratch)
Per il saggio di guarigione, cellule NCI-H520 in crescita logaritmica (RRID: CVCL_1566) sono state seminate in piastre di coltura a 6 pozzi a una densità di 5,6 × 10cellule da 5 per pozzo. Raggiungendo una confluenza del 95–100%, veniva creata artificialmente una ferita lineare graffiando verticalmente il monostrato cellulare attraverso il centro del pozzo usando una punta sterile di pipetta da 200 μL. I pozzi sono stati successivamente lavati tre volte con PBS per rimuovere cellule staccate e detriti cellulari, e poi incubati in un mezzo RPMI-1640 privo di siero. Immagini delle aree ferite identiche furono catturate alle ore 0, 24 e 48 utilizzando un microscopio invertito. L'area di guarigione della ferita è stata quantificata misurando la distanza dello spazio usando ImageJ (RRID: SCR_003070; elencata nella Tabella dei Materiali), e la velocità di migrazione è stata calcolata rispetto all'area iniziale della ferita a 0 h.
Migrazione transwell e saghi di invasione
Le capacità di migrazione e invasione cellulare sono state valutate utilizzando camere Transwell a 24 pozzi dotate di inserti a membrana in policarbonato di dimensioni 8,0 μm elencati nella Tabella dei Materiali. Per il test d'invasione, le camere apicali sono state pre-rivestite con 50 μL di Matrigel (diluito 1:8 in mezzo senza siero; elencato nella Tabella dei Materiali) e incubate a 37 °C per 2 ore per polimerizzarsi, mentre il saggio di migrazione utilizzava inserti non rivestiti. Dopo la trasfezione cellulare e un periodo di carestia sirica di 24 ore, le cellule NCI-H520 sono state prelevate, risospese in mezzo RPMI-1640 senza siero e seminate nelle camere apicali a una densità di 1,8 × 105 cellule per pozzo in 200 μL. Le camere basale erano riempite con 600 μL di mezzo RPMI-1640 integrato con FBS al 10% come chemoattragente. Dopo un'incubazione di 48 ore a 37 °C con il 5% di CO₂, gli inserti sono stati rimossi e lavati tre volte con PBS. Le cellule rimaste sulla superficie apicale della membrana venivano delicatamente rimosse con un cotton fioc umido. Le cellule che avevano migrato o invaso la superficie basolaterale sono state fissate con paraformaldeide al 4% per 20 minuti e colorate con la soluzione di Giemsa elencata nella Tabella dei Materiali per 30 minuti a temperatura ambiente. Le cellule migrate e invase sono state visualizzate e enumerate su tre campi ottici selezionati casualmente per inserto utilizzando un microscopio rovesciato a un ingrandimento di 40x.
Analisi statistica
Tutte le analisi statistiche e le visualizzazioni dei dati sono state eseguite utilizzando il software R (versione 4.1.2; RRID: SCR_001905; elencati nella Tabella dei Materiali). I numeri di versione specifici per tutti i pacchetti R utilizzati in questo studio sono stati esplicitamente dettagliati nelle rispettive sottosezioni metodologiche. Un valore significativo era convenzionalmente definito come p < 0,05 salvo diversa dichiarazione. Quando sono stati effettuati confronti multipli (ad esempio, le regressioni di Cox univariate multiple), il metodo di Bonferroni è stato applicato rigorosamente per mantenere il tasso di errore familiare (FWER), con la soglia esatta aggiustata (ad esempio, p < 0,00021) dettagliata nella rispettiva sottosezione metodologica. I dati quantitativi in vitro sono stati espressi come deviazione media ± standard e analizzati utilizzando il test t di Student o ANOVA unidirezionale secondo le opportunità.