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Articolo metodologico

Somministrazione intranasale di poliplex di mRNA tramite aerosol di rottura di Rayleigh: un metodo in vitro per la deposizione nasale e i test funzionali

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DOI:

10.3791/70000

⸱

20 gennaio 2026

 ,  , 
1GKT School of Medical Education, Faculty of Life Sciences and Medicine, King's College London, 2Genetics, Faculty of Life Sciences and Medicine, King's College London, 3Institute of Pharmaceutical Science, King's College London

* These authors contributed equally

In questo articolo

Sommario

Questo protocollo presenta la rottura di Rayleigh come un processo lieve per aerosolizzare vettori mRNA non virali. Il deposito regionale per vettori mRNA aerosolizzati viene valutato dal modello Alberta Idealized Nasal Inlet (AINI). L'espressione della proteina di fluorescenza verde (GFP) nelle cellule polmonari umane rappresenta il mantenimento delle funzioni fisicochimiche e biologiche dei vettori mRNA post-aerosolizzati.

Abstract

La somministrazione intranasale di terapie a mRNA è una strategia promettente per la vaccinazione e il trattamento delle malattie respiratorie, offrendo attivazione immunitaria diretta nel sito di ingresso del patogeno. Tuttavia, i metodi convenzionali di aerosolizzazione (ad esempio, nebulizzatori a ultrasuoni o ad alta pressione) deteriorano i vettori mRNA non virali attraverso forze di taglio eccessive, causando la perdita dell'integrità strutturale e delle attività biologiche degli mRNA. Un atomizzatore nasale di rottura di Rayleigh è stato utilizzato per aerosolizzare delicatamente i vettori di polietileneimina (PEI)-mRNA in gocce uniformi. L'mRNA codificante per la Proteina Fluorescente Verde (GFP) è stato formulato in poliplex cationici e caratterizzato prima e dopo l'aerosolizzazione. Il processo di frammentazione di Rayleigh forma un microgetto continuo di gocce con un taglio minimo, preservando così le proprietà fisicochimiche delle nanoparticelle. Sono stati osservati dimensioni costanti delle particelle, basso indice di polidispersione e potenziale zeta stabile prima e dopo l'aerosolizzazione, confermando che le proprietà fisicochimiche dei poliplex di mRNA sono state ben preservate tramite la frammentazione di Rayleigh per l'aerosolizzazione. Utilizzando un modello Alberta Idealized Nasal Inlet (AINI) delle vie aeree nasale, sono stati somministrati gli aerosol PEI-mRNA. Gli mRNA aerosolizzati sono stati depositati principalmente nelle regioni dei turbinati. Frazioni trascurabili sono state trovate nel nasofaringe o nelle sezioni equivalenti ai polmoni. Inoltre, i poliplex di mRNA post-aerosolizzati sono stati somministrati con successo alle cellule epiteliali polmonari umane A549 e hanno prodotto un'espressione rilevabile di GFP. Questo protocollo dimostra un metodo di somministrazione intranasale non distruttivo dell'mRNA utilizzando l'aerosolizzazione della rottura di Rayleigh. Mantiene efficacemente le proprietà fisicochimiche e le funzioni biologiche dei vettori mRNA non virali, atomizzando la fase acquosa in gocce di dimensioni appropriate per la deposizione nasale mirata. Questo protocollo rivela un approccio innovativo per aerosolizzare efficacemente gli mRNA e valutarne la deposizione regionale nella cavità nasale.

Introduzione

La somministrazione dei vaccini alla mucosa nasale (il portale d'ingresso di molti patogeni respiratori) può provocare una forte immunità locale e bloccare le infezioni alla loro origine. Il successo dei vaccini antinfluenzali intranasali e la recente approvazione dei vaccini COVID-19 intranasali sottolineano l'efficacia della via nasale nell'indurre sia risposte immunitarie mucose chesistemiche. La somministrazione intranasale dei vaccini a mRNA sta quindi suscitando grande interesse come strategia per prevenire infezioni virali respiratorie. Una delle principali sfide tecniche, tuttavia, è convertire i fragili poliplex di mRNA in aerosol inalabile senza comprometterne la stabilità.

L'aerosolizzazione per rottura di Rayleigh offre un'alternativa gentile operando su un principio fisico diverso. In un dispositivo di rottura Rayleigh, un flusso liquido pressurizzato viene spinto attraverso un orifizio in scala microscopica per formare un micro-getto continuo. Il getto si rompe naturalmente in gocce di dimensioni uniformi a causa dell'instabilitàPlateau-Rayleigh 2. La tensione superficiale fa sì che la colonna del liquido si frammenti a una lunghezza d'onda caratteristica circa il doppio del diametro dell'ugello. A differenza della nebulizzazione ultrasonica, questo processo introduce praticamente nessuna scia di taglio turbolenta; Le gocce si formano naturalmente dall'autoinstabilità del getto, non dalle forze di frantumazione esterne. Di conseguenza, le formulazioni di nanoparticelle subiscono uno stress minimo. È stato dimostrato che l'uso della rottura di Rayleigh può aerosolizzare gli mRNA di nanoparticelle lipidiche (LNP) senza cambiamenti significativi nella loro dimensione, carica superficiale o efficienza di incapsulamento prima rispetto a dopola spruzzatura 3,4,5. In questo metodo, il PEI-mRNA rimane intatto e funzionale dopo l'aerosolizzazione, a differenza del deterioramento osservato con tecniche di nebulizzazione più dure.

Un altro vantaggio della frammentazione di Rayleigh è il controllo sulla dimensione delle gocce. Le gocce generate sono relativamente grandi (dell'ordine di 20-30 μm). Questa dimensione delle goccioline è ideale per la somministrazione nasale: particelle di diametro aerodinamico di >10 μm tendono a depositarsi nel naso e nelle vie aeree superiori piuttosto che a spostarsi neipolmoni 3. Producendo goccioline per lo più sopra questa soglia, l'atomizzatore di Rayleigh mira naturalmente alla deposizione nella cavità nasale. Il targeting viene ulteriormente potenziato utilizzando il modello Alberta Idealized Nasal Inlet (AINI) per ottimizzare le tecniche di somministrazione. L'AINI è una replica delle vie aeree nasale stampata in 3D che prevede con precisione i modelli di deposizione spray in vivo 6. Utilizzando questo modello, è stato riscontrato che spruzzare con un angolo di 45° nella narice aumenta notevolmente la deposizione aiturbinati 7. L'aspetto amministrativo influisce significativamente sul modellodi deposizione 7. La deposizione in aree non target come la rigonfiore o i polmoni è indesiderabile, poiché può causare irritazione alla gola, cattivo gusto o effetti collateralisistemici. In questo protocollo, queste condizioni venivano replicate (angolo di spruzzo di 45° e flusso d'aria di inalazione controllato) per massimizzare il deposito da turbinati dell'aerosolmRNA 3. I dati precedenti mostrano che più della metà della massa di mRNA rilasciata può essere focalizzata nella regione dei turbinati in condizioni ottimali, mentre il <10% raggiunge il nasofaringe o oltreil 3. Questa somministrazione mirata dovrebbe migliorare l'efficacia del vaccino concentrando la dose nei siti induttivi dell'immunità (che sono ben vascolarizzati e ricchi di cellule immunitari) e minimizzando contemporaneamente la deposizione fuori target che potrebbe portare a spreco o effetti avversi.

In questo articolo sui metodi, la procedura sperimentale per aerosolizzare l'mRNA tramite la rottura di Rayleigh è descritta in dettaglio, valutando le deposizioni regionali nel modello AINI e valutando l'attività biologica dell'mRNA depositato in vitro. Un mRNA reporter che codifica la GFP viene utilizzato per visualizzare i risultati della trasfezione nelle cellule umane. HEK293T cellule vengono scelte per testare la funzionalità dei complessi aerosolizzati. Per aumentare l'assorbimento cellulare dell'mRNA aerosolizzato in vitro, l'mRNA viene ramificato con PEI per formare poliplex PEI-mRNA prima di essere aggiunto alle cellule. Il PEI è un agente di trasfezione polimerica cationica che può migliorare l'efficienza della somministrazione dell'mRNA, e qui è stato utilizzato un rapporto molare N:P (azoto: fosfato) di 24:1 basato su ottimizzazioni precedenti per la somministrazione genica. La PEI viene utilizzata solo per la fase di validazione della coltura cellulare in questo studio e non fa parte della somministrazione dell'aerosol a un vero naso (in vivo si farebbe affidamento solo sull'LNP-mRNA, ma in coltura cellulare questo aiuta a massimizzare l'espressione genica per la rilevazione).

Questo protocollo mette in evidenza un nuovo approccio per la somministrazione intranasale del vaccino mRNA che affronta il problema della stabilità dell'aerosolizzazione dell'mRNA. La frammentazione di Rayleigh è stata applicata solo di recente alla somministrazione di acidi nucleici inalcuni studi 3,4,5,9, e questo lavoro fornisce una guida metodologica dettagliata per implementare questa tecnica. Seguendo questa procedura passo dopo passo, i ricercatori possono riprodurre la delicata aerosolizzazione dei nanoportatori di mRNA e valutarne le caratteristiche di deposizione e trasfezione. La sezione Protocollo qui sotto è organizzata in parti sequenziali: (1) formulazione PEI-mRNA; (2) Caratterizzazione delle nanoparticelle (dimensione e potenziale zeta) prima e dopo l'aerosolizzazione; (3) Funzionamento dell'atomizzatore di rottura di Rayleigh e procedura di deposizione nasale AINI. Vengono annotate considerazioni chiave per il successo, come il mantenimento di condizioni prive di RNase e il corretto allineamento del dispositivo. I risultati e la discussione includono risultati rappresentativi, vantaggi del metodo rispetto agli approcci convenzionali, potenziali applicazioni (ad esempio, vaccini nasali per influenza oCOVID-19 10,11,12), oltre a limitazioni e consigli per la risoluzione dei problemi. Questa metodologia completa mira a consentire esperimenti riproducibili di somministrazione di mRNA intranasale e ad accelerare lo sviluppo di vaccini a RNA mucoso senza aghi.

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Protocollo

NOTA: Cultura HEK293T e linee cellulari A549 in un mezzo completo costituito dal Modified Eagle Medium (DMEM) di Dulbecco, integrato con siero bovino fetale al 10% (FBS) e 2% di penicillina-streptomicina prima della trasfezione di PEI-mRNA. Passare entrambe le linee cellulari circa ogni 48 ore al raggiungimento della confluenza. Cellule di seme a una densità di 40.000 cellule per cm² e coltura per ~48 ore. Rimuovere il mezzo di coltura e lavare le cellule con soluzione salina tamponata con fosfato (PBS) immediatamente prima della trasfezione per rimuovere il siero residuo e standardizzare le condizioni di trasfezione. Autoclave tutte le fiaschette di coltura cellulare, piastre a 24 pozzi, PBS, pipette e punte di pipetta prima dell'uso.

1. Formulazione PEI-mRNA

  1. Formazione di complessi PEI-mRNA (per trasfezione in vitro )
    NOTA: Questo passaggio è necessario solo se il PEI viene utilizzato per aumentare la trasfezione in coltura cellulare.
    1. Calcola la quantità richiesta di PEI per il rapporto molare N:P desiderato.
      NOTA: N:P = 24 (che significa 24 moli di amine cariche positivamente per ogni mole di fosfati carichi negativamente sull'mRNA); e una quantità di 10 μg di mRNA richiederebbe ~31 μg PEI per formare PEI-mRNA a questo rapporto N/P.
    2. Prepara una soluzione PEI diluita (ad esempio, 1 mg/mL di scorta in acqua) e autoclavata.
    3. Diluire l'mRNA a una concentrazione appropriata (ad esempio, 0,2 μg/μL).
    4. Aggiungi la soluzione PEI alla soluzione di mRNA mentre mescola delicatamente (non vortice).
      NOTA: La miscela può essere in un piccolo tubo; Pipetta su e giù con attenzione oppure fai sbattere il tubo per mescolare.
    5. Incubare a temperatura ambiente per ~20 minuti per permettere il legame elettrostatico del PEI all'mRNA.
      NOTA: Se non si utilizza PEI, l'mRNA nudo può essere aerosolizzato direttamente. L'ulteriore PEI ha notevolmente migliorato l'espressione genica nelle cellule A549, ma è opzionale e potrebbe non essere utilizzato per una consegna effettiva in vivo a causa di considerazioni di tossicità.

2. Caratterizzazione delle nanoparticelle (dimensione e potenziale zeta)

NOTA: Imposta i parametri di misura nel software e salva come metodo prima di utilizzare l'analizzatore per misurare la dimensione o il potenziale zeta. La configurazione del metodo è necessaria per far funzionare lo strumento, e i parametri dipendono dall'ambiente di misura, dalla cuvetta utilizzata e dalle proprietà del campione.

  1. Diffusione dinamica della luce (DLS) pre-aerosolizzazione
    1. Utilizzando un analizzatore di dimensione particellare, carica un campione diluito della formulazione in una cuvetta usa e getta (ad esempio, 500 μL a 0,2 μg/μL).
    2. Accendi l'analizzatore e apri il software13 sul computer collegato.
    3. Clicca sul pulsante Misura in alto nella finestra.
    4. Clicca sull'icona blu File in alto nella finestra per selezionare il metodo della dimensione presettata.
    5. Rinomina il protocollo per farlo corrispondere al nome del campione.
    6. Premi il tasto del coperchio dell'analizzatore per aprire la camera.
    7. Inserisci la cuvette nella camera.
    8. Clicca sul pulsante verde Run in alto nella finestra del software. Aspetta che la misuracompleti 13.
    9. Clicca sul pulsante Analizza in alto nella finestra del software, poi clicca sul pulsante Dimensione nella paginadei risultati 13.
    10. Ottieni il diametro idrodinamico medio (Z-media) e l'indice di polidispersione (PDI) dalla Tabella Statistica.
    11. Premi il pulsante del coperchio dell'analizzatore per aprire la camera, rimuovere la cuvetta e chiudere il coperchio.
    12. Smaltire la cuvetta e risciacquare l'atomizzatore con acqua priva di RNAasi e con etanolo al 70% v/v per disinfettare e facilitare l'asciugatura tra una misura e l'altra.
      NOTA: Per l'atomizzatore Rayleigh, assicurati che non rimangano depositi di sale o residui nell'ugello, poiché questi possono alterare le prestazioni dello spray.
  2. Pre-aerosolizzazione del potenziale zeta
    1. Utilizzare lo stesso strumento (o un analizzatore di potenziale Zeta), caricare un campione diluito della formulazione in una cella capillare piegata (ad esempio, 700 μL a 0,2 μg/μL).
    2. Accendi l'analizzatore e apri il software13 sul computer collegato.
    3. Clicca sul pulsante Misura in alto nella finestra.
    4. Clicca sull'icona blu File in alto nella finestra per selezionare il metodo zeta presettato.
    5. Rinomina il protocollo per farlo corrispondere al nome del campione.
    6. Premi il tasto del coperchio dell'analizzatore per aprire la camera.
    7. Inserisci la cuvette nella camera.
    8. Clicca sul pulsante verde Run in alto nella finestra del software. Aspetta che la macchinagiri a 13.
    9. Clicca sul pulsante Analizza in alto nella finestra del software, poi clicca sul pulsante Zeta nella paginadei risultati 13.
    10. Ottieni il potenziale zeta (carica superficiale) consultando la Tabella delle Statistiche.
    11. Premi il pulsante del coperchio dell'analizzatore per aprire la camera, estrarre il campione e chiudere il coperchio.
    12. Risciacquare la cuvetta e l'atomizzatore con acqua priva di RNAasi e con etanolo al 70% v/v per disinfettare e facilitare l'asciugatura tra una misurazione e l'altra del potenziale Zeta.
      NOTA: Per l'atomizzatore Rayleigh, assicurati che non rimangano depositi di sale o residui nell'ugello, poiché questi possono alterare le prestazioni dello spray.

3. Aerosolizzazione e deposizione nasale della frammentazione di Rayleigh

  1. Atomizzatore e configurazione AINI
    1. Assemblare il dispositivo atomizzatore nasale Rayleigh breakup e il modello Alberta Idealized Nasal Inlet (AINI).
      NOTA: Il modello AINI è costituito da sezioni cave anatomicamente rappresentative corrispondenti a diverse regioni della cavità nasale umana (ad esempio, vestibolo nasale, regione dei turbinati, regione olfattiva, nasofaringe).
    2. Assicurarsi che tutti i componenti AINI siano puliti e asciutti prima dell'uso (i residui possono alterare i risultati della deposizione). Pulisci lavando con acquadeionizzata 9 e poi con etanolo o un solvente organico.
    3. Collega l'AINI a un Next Generation Impactor (NGI) collegato a una pompa a vuoto all'uscita per aspirare il flusso d'aria attraverso le vie nasali.
    4. Imposta la portata a 7,5 L/min - un flusso che rappresenta un'inalazione nasale lenta e profonda in unadulto 6. Usa un misuratore di portata calibrato (o un rotametro) collegato alla porta di induzione del NGI. Regola la pompa finché il misuratore di portata non segna 7,5 L/min.
      NOTA: Usa un misuratore di portata per misurare il flusso d'aria al flusso richiesto per il test.
    5. Mantieni questo flusso d'aria per tutta la durata dello spruzzo. Usa Parafilm per sigillare correttamente il dispositivo all'AINI.
  2. Posizionamento dell'atomizzatore
    1. Inserire l'ugello dell'atomizzatore di rottura Rayleigh all'ingresso della narice AINI (sezione vestibolare) con un angolo di 45°.
    2. Fissa l'atomizzatore in modo che non si sposti durante il funzionamento (tutte le connessioni, sezioni del modello, tubi alla pompa) sono ermetici.
  3. Caricamento del campione
    1. Mescola delicatamente la sospensione di PEI-mRNA preparata per garantire l'omogeneità (evitare di creare bolle).
    2. Preleva il campione nel serbatoio dell'atomizzatore.
      NOTA: A seconda del design del dispositivo, questo può comportare il riempimento di una punta di siringa o pipetta che si attacca all'atomizzatore.
    3. Carica il campione nel dispositivo.
      NOTA: Ad esempio, rimuovere un tappo o una camera centrale nell'atomizzatore, pipettare il campione e poi rimontare il dispositivo in modo sicuro. Assicurati che non ci siano perdite e che il dispositivo sia correttamente primerizzato se necessario.
  4. Generazione dell'aerosol
    1. Attiva il flusso d'aria (7,5 L/min tramite l'AINI) della pompa prima o contemporaneamente all'avvio dello spray, come indicato dal dispositivo.
    2. Attiva l'atomizzatore di rottura Rayleigh per iniziare l'aerosolizzazione.
      NOTA: Per un atomizzatore manuale azionato da siringa, premi gradualmente lo sturalavandini per forzare il liquido attraverso l'orifizio. Spruzza tutto il volume del campione in un colpo continuo se possibile. Il pistone deve essere premuto in modo fluido per generare una pressione operativa stabile, poiché la formulazione viene aerosolizzata solo dopo essere stata pressurizzata a una pressione elevata ed esposta a una velocità di taglio della parete all'interno del micro-orifizio14. I movimenti rapidi dello stantuffo modificano la pressione e quindi modificano sia la velocità di taglio sia il tempo di esposizioneal taglio 14.
    3. Assicurati che la portata rimanga a 7,5 L/min per tutta la durata del tempo. Le gocce aerosol dovrebbero viaggiare attraverso il modello del passaggio nasale e essere depositate in diverse regioni in base alle loro dimensioni aerodinamiche.
    4. Spegni rapidamente la pompa d'aria per evitare che goccioline già depositate vengano attratte più in basso o si secchino in modo irregolare.
  5. Raccolta di campioni da AINI
    1. Smontare con cura il modello AINI nei suoi singoli segmenti anatomici per raccogliere le nanoparticelle depositate da ciascuna regione.
      NOTA: Prima di smontare, annota o segna l'orientamento per tenere traccia delle sezioni.
    2. Raccogliere depositi da sei compartimenti: (i) il dispositivo atomizzatore, (ii) la sezione del vestibolo nasale, (iii) la sezione dei turbinati, (iv) la regione olfattiva, (v) la sezione della nasofaringe e (vi) qualsiasi cattura a valle (ad esempio, stadi di un NGI attaccato o un filtro finale che rappresenta la frazione penetrante polmonare)
    3. Per ogni compartimento, si utilizza un volume misurato di mezzo di coltura cellulare per lavare via il materiale depositato.
      NOTA: Ad esempio, per raccogliere la deposizione del turbinato, staccare la sezione del turbinato e risciacquare accuratamente le sue superfici interne con 5 mL di Medium Eagle Modificato (DMEM) di Dulbecco, utilizzando una pipetta usa e getta. Lava delicatamente tutte le superfici, poi versa il risciacquo in un tubo centrifuga da 15 mL etichettato (usa un imbuto per facilitare il trasferimento). Durante il risciacquo, il segmento veniva tenuto orizzontalmente o leggermente inclinato per garantire un completo contatto interno con la superficie interna, evitando al contempo la fuoriuscita di liquido. Ripeti in modo simile per il vestibolo, l'olfatto, la nasofaringe e qualsiasi altra sezione, usando 5 mL di DMEM fresco per ciascuna e raccogliendo in tubetti etichettati separati.
    4. Recupera qualsiasi campione residuo dal dispositivo atomizzatore.
      NOTA: Per una siringa, risciacqua la siringa e l'ugello in un tubo.
    5. Recupera il liquido dagli stadi NGI (cascade impattator) se l'AINI era collegato a un NGI per intrappolare eventuali particelle fini (ad esempio, risciacquando gli stadi con DMEM).
    6. Copri il tubo con il liquido raccolto.
      NOTA: Evita di perdere goccioline sulle superfici del banco o tramite evaporazione.
  6. Gestione post-collezione
    1. Immediatamente dopo la prelieva, i campioni di PEI-mRNA venivano posti separatamente sulle cellule per la trasfezione.
      NOTA: È possibile lasciare i campioni di PEI-mRNA in frigorifero per ~1-2 ore (fino a 6 ore al massimo) prima di usarli per la trasfezione. Un certo volume (massimo 1 mL) viene prelevato da ogni campione raccolto di PEI-mRNA per caratterizzare i vettori post-aerosolizzati (ad esempio, misurazioni DLS e zeta).
  7. Pulizia dell'apparecchio
    1. Pulisci accuratamente l'atomizzatore e il modello AINI dopo ogni prova per evitare contaminazioni incrociate degli esperimenti successivi.
    2. Risciacqua tutte le sezioni AINI e le parti dell'atomizzatore con acqua deionizzata per rimuovere substrati e nanoparticelle, poi con etanolo al 70% per disinfettare e facilitare l'asciugatura.
      NOTA: Se il dispositivo o modello ha piccoli orifizi, risciacquali con una siringa.
    3. Asciuga tutte le parti per far aerare completamente (o mettile in un armadietto a bassa temperatura) prima di rimontarle. Per l'atomizzatore Rayleigh, assicurati che non rimangano depositi di sale o residui nell'ugello, poiché questi possono alterare le prestazioni dello spray.

4. Imaging cellulare

NOTA: Dopo la trasfezione, rimuovere il mezzo di trasfezione e sostituirlo con un mezzo fresco e completo per interrompere l'esposizione. Coltivare cellule per 48 ore per consentire l'espressione del reporter e il recupero cellulare. A ~80% di confluenza, fissare le cellule con il 4% di formaldeide per 8 minuti, poi colorare i nuclei con 4',6-diamidino-2-fenilindolo (DAPI; 300 nM) per 5 minuti, seguito da un lavaggio PBS 2 volte prima dell'imaging.

  1. Imaging a fluorescenza
    1. Usa un microscopio a fluorescenza con set di filtri per DAPI e GFP.
    2. Si inizia con il canale blu (lunghezza d'onda di eccitazione = 385 nm, lunghezza d'onda di emissione = 477,5 nm) per visualizzare i nuclei colorati con DAPI.
    3. Passa al canale Green (lunghezza d'onda di eccitazione = 488 nm, lunghezza d'onda di emissione = 525 nm) per visualizzare celle positive a GFP.

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Risultati

Come manoscritto focalizzato sui metodi, i risultati dettagliati non sono l'obiettivo principale; tuttavia, vengono presentati risultati rappresentativi per illustrare gli esiti attesi di ciascuna parte del protocollo. Le figure menzionate di seguito mostrano dati di esempio (ad esempio, grafici o immagini) a supporto della validità del metodo, ma non sono incluse nuove analisi quantitative oltre alla dimostrazione.

Dimensione delle gocce e modello di ...

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Discussione

In questo protocollo, prima di aerosolizzare la formulazione, l'mRNA viene ramificato con PEI per aumentare l'assorbimento cellulare. Questo funge da surrogato per la somministrazione di LNP-mRNA durante la validazione in vitro 10,15. PEI-mRNA conserva la maggior parte delle funzioni delle formulazioni LNP, incluse importanti caratteristiche biologiche efunzionali 10. I gruppi amminamini carichi p...

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Dichiarazioni

Gli autori non hanno nulla da rivelare.

Ringraziamenti

Gli autori hanno riconosciuto il sostegno finanziario della King's Undergraduate Research Fellowship (KURF) e del Student Opportunity Fund fornito dal King's College London.

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Materiali

Elenco dei materiali utilizzati in questo articolo
NomeAziendaNumero di catalogoCommenti
Tubi centrifughe da 50 mLSigma-Aldrich Company LimitedCLS430829-500EA
50– 1000 & mu; Punte a L pipetteSigma-Aldrich Company LimitedZ740031-1000EA
Linea Cellulare A549Collezione della Cultura di Tipo AmericanoATCC CRM-CCL-185
Misuratore di flusso d'ariaN/AN/APuò essere utilizzato un misuratore di flusso d'aria generico.
Modello dell'Alberta Idealized Nasal Inlet (AINI)TSI Incorporated (tramite Copley Scientific, Regno Unito)0001-01-8540
Nastro indicatore autoclaveSigma-Aldrich Company LimitedZ744090
DAPISigma-Aldrich Company LimitedD1306
DMEM (Eagle Medium Modificato di Dulbecco)Gibco, Thermo Fisher Scientific11966025
Alcol etilico, puroSigma-Aldrich Company Limited32221-MAcquistato tramite Merck
Siero Fetale Bovino (FBS)Gibco, Thermo Fisher ScientificA5256701
FormaldeideSigma-Aldrich Company LimitedF8775
HEK293T Linea CellulareCollezione della Cultura di Tipo AmericanoATCC CRL-3216
Armadio di biosicurezza Heraeus HERAsafe HS 12EraoN/A
Impattatore di Nuova GenerazioneMSP, una divisione del TSI0170-01-1000Questo prodotto è anche presente nel catalogo Copley, numero di parte 5201.
Fotocamera monocromatica Nikon DS-Qi2NikonN/A
Multiplatti trattati con cultura cellulare NuncThermo Fisher Scientific142475
Fiaschette trattate con colture cellulari Nunc EasYFlaskThermo Fisher Scientific156340
ParafilmSigma-Aldrich Company LimitedP7793-1EA
Penicillina-Sreptomicina (10.000 U/mL)Gibco, Thermo Fisher Scientific15140148
Compresse di soluzione salina tamponata con fosfato (PBS)Thermo Fisher Scientific18912014
Cloridrato di polietileniminaSigma-Aldrich Company Limited764965-1GAcquistato tramite SLS
Atomizzatore nasale a getto di RayleighResyca BV EnschedeAdattatore per spray nasale morbido
Acqua senza RNAsiThermo Fisher ScientificJ60610. EQC
Cuvette di misuraMalvern PanalyticalZEN0040
La cellula capillare piegataMalvern PanalyticalDTS1070
Zetasizer ProMalvern PanalyticalZetasizer Pro
Software Zetasizer Ultra-Pro ZS XplorerMalvern PanalyticalN/A

Riferimenti

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