Sviluppo e applicazione di modelli animali per lesioni cutanee indotte da radiazioni basati su raggi β di Stronzio-90

Sommario

Qui presentiamo un protocollo per stabilire modelli animali riproducibili di lesioni cutanee indotte da radiazioni utilizzando la β-radiazione dello stronzio-90 (⁹⁰Sr). Questo protocollo consente di indagare gli effetti della dose e le risposte infiammatorie nei danni superficiali da radiazioni, fornendo una base per futuri studi meccanicistici.

Abstract

La lesione cutanea indotta dalle radiazioni è una grave complicazione frequentemente riscontrata in emergenze di incidenti nucleari o in occupazioni legate alle radiazioni, che richiede l'istituzione di modelli standardizzati e focalizzati sulla specificità per la ricerca meccanicistica. I raggi gamma convenzionali o raggi X ad alta energia, con forte capacità di penetrazione, inducono danni alla pelle ma inevitabilmente scatenano complesse reazioni profonde, interferendo con le indagini sugli effetti superficiali della pelle. Dato il rischio di danni superficiali ai tessuti β in scenari come la ricaduta nucleare, abbiamo sviluppato un modello animale basato su sorgenti di stronzio-90 (⁹⁰β Sr) per la lesione cutanea indotta da radiazioni per affrontare questa sfida. Questo modello sfrutta la proprietà fisica dei raggi β, che depositano energia prevalentemente nei tessuti superficiali, consentendo una simulazione precisa degli effetti biologici localizzati causati dal contatto con la pelle del materiale radiativo, evitando al contempo le potenziali risposte sistemiche innescate da radiazioni di penetrazione profonda. Questo studio delinea sistematicamente l'intero flusso di lavoro, inclusa la parametrizzazione delle sorgenti di radiazione ^{a 90}Sr, i protocolli di irradiazione animale e i metodi patologici di raccolta e valutazione dei campioni. Questo modello fornisce uno strumento animale affidabile per chiarire i meccanismi fisiopatologici delle lesioni cutanee indotte dalle radiazioni e stimolare lo sviluppo di indagini meccanicistiche o strategie terapeutiche.

Introduzione

Le radiazioni ionizzanti sono ampiamente utilizzate in diversi settori, tra cui energia, medicina, industria e agricoltura. Pur portando benefici significativi, rappresenta anche minacce dirette e potenziali per la salute umana, in particolare per gli operatori del lavoro e i pazienti^{oncologici 1,2}. Dato che la pelle è l'organo più grande del corpo e ne forma la copertura esterna, essa inevitabilmente diventa il bersaglio principale in caso di esposizione a radiazioni ionizzanti. Composta da epidermide, dermide e tessuto sottocutaneo, la pelle svolge funzioni fisiologiche indispensabili. Tuttavia, i meccanismi alla base delle lesioni cutanee indotte dalle radiazioni e le strategie efficaci per la sua prevenzione e trattamento rimangono insufficientemente chiariti. Pertanto, esiste una necessità critica di un modello sperimentale standardizzato e riproducibile che prenda di mira specificamente le lesioni cutanee indotte da radiazioni nello strato superficiale e sia adatto a studi meccanicistici e interventistici. Di conseguenza, per far progredire la ricerca in questo campo, abbiamo creato con successo un nuovo modello animale di lesioni cutanee da radiazioni.

Negli studi convenzionali, le radiazioni ad alta energia, come raggi X o raggi γ, sono comunemente utilizzate per indurre^lesioni cutanee ^3,4. Questi tipi di radiazioni possiedono un'elevata capacità di penetrazione, permettendo loro di interagire facilmente con tessuti e organi sottocutanei e più profondi. Di conseguenza, pur inducendo danni cutanei innescano anche risposte estese nei tessuti più profondi, compromettendo la specificità del modello per la ricerca focalizzata sulla pelle e complicando significativamente l'interpretazione dei^{risultati 5}. Questa mancanza di specificità tissutale rappresenta una limitazione importante quando l'obiettivo principale della ricerca è indagare la lesione da radiazioni limitate dalla pelle piuttosto che gli effetti sistemici delle radiazioni.

Al contrario, abbiamo sviluppato un modello di lesioni cutanee più specifico e raffinato, sfruttando le caratteristiche della radiazione β dello strontio-90 (⁹⁰Sr), ovvero la bassa energia e la penetrazione tessutale limitata. Le ricerche hanno dimostrato che il danno causato dai raggi β è prevalentemente confinato agli strati epidermico e dermico della^pelle, minimizzando così efficacemente l'interferenza della risposta dei tessuti profondi. Rispetto ai modelli di radiazione ad alta penetrazione, questo approccio consente una localizzazione precisa della lesione, una riduzione del coinvolgimento degli organi viscerali e una migliore interpretabilità dei cambiamenti patologici e infiammatori specifici della pelle. Inoltre, l'utilizzo dei raggi β per stabilire un modello di radiodermatite è giustificato anche da considerazioni critiche sulle potenziali minacce reali. Le lezioni dell'incidente nucleare di Chernobyl dimostrano che un'esposizione esterna ad alto dosaggio a particelle di β può causare gravi ustioni β e persino ferite^{fatali 7}. Inoltre, esistono anche potenziali rischi per la salute a lungo termine dovuti alla radiazione β derivanti da contaminanti^radiazioni.

Per esplorare questi meccanismi, è fondamentale anche selezionare un animale adatto da sottoporre all'irradiazione a raggi β. Sebbene i minimaiali siano stati utilizzati con successo per stabilire modelli di lesioni cutanee indotte da raggi^{da β 10,11}, la loro applicabilità generale nella ricerca è più limitata rispetto ai topi. Inoltre, una caratteristica chiave della pelle del topo è l'alta densità di follicoli piliferi, che la rende un modello adatto per esplorare gli effetti della radiazione sugli arti cutanee nello studio delle lesioni cutanee da radiazione. Pertanto, l'uso di un modello di topo presenta vantaggi notevoli. Inoltre, i modelli murini offrono vantaggi pratici, tra cui costi inferiori, maggiore produttività, manipolabilità genetica e maggiore compatibilità con analisi molecolari e immunologiche, rendendoli particolarmente adatti a studi meccanicistici e screening da intervento.

Le citochine infiammatorie sono piccole molecole o proteine biologicamente attive secernite sia dalle cellule immunitarie che da quelle non immuni, classificate in modo ampio come pro-infiammatorie o antinfiammatorie. Nei danni cutanei indotti da radiazioni ionizzanti, queste citochine sono fattori chiave di determinazione. In realtà, tali danni sono fondamentalmente una malattia infiammatoria incontrollata, principalmente orchestrata da una rete di citochine e^{chemiocine 12}. L'IL-6 è un mediatore pro-infiammatorio chiave e una delle citochine critiche coinvolte nelle risposte infiammatorie acute a radiazioni e^infezioni 13,14,15. Studi recenti hanno dimostrato che la radiazione attiva la via di segnalazione IL-6/STAT3 e la senescenza cellulare, favorendo così l'infiltrazione delle cellule immunitarie e contribuendo a dermatite da radiazioni, infiammazione cutanea e perdita^{di capelli 16}. Curiosamente, mostra anche effetti radioprotettivi in contesti^{specifici 17,18}. Al contrario, l'IL-10 è un importante regolatore antinfiammatorio. Le sue funzioni includono la limitazione delle risposte infiammatorie eccessive, il rafforzamento dell'immunità innata, la promozione dei meccanismi di riparazione dei tessuti e il mantenimento dell'omeostasi tissutale durante infezioni e^{infiammazioni 19,20}. L'IL-10 spesso agisce in sinergia con l'IL-6, dimostrando effetti benefici nel promuovere la guarigione delle ferite dermiche, ridurre la formazione delle cicatrici e migliorare alcune condizioni^{dermatologiche} 21,22,23. Sebbene le ricerche esistenti abbiano dimostrato che IL-6 e IL-10 rispondono rispettivamente all'esposizione a radiazioni e ultravioletti,^{rispettivamente 16, 24, 25}, le loro risposte alla radiazione β restano poco chiare.

In sintesi, questo studio mira a stabilire un modello murino stabile e riproducibile di lesioni cutanee indotte da radiazioni tramite ⁹⁰β-radiazioni di Sr. Questo modello è particolarmente adatto per studi focalizzati su lesioni da radiazioni cutanee, scenari di esposizione β-radiazioni, regolazione infiammatoria, danni all'appendice cutanea e rimodellamento a lungo termine dei tessuti. Tuttavia, non è destinato a replicare la radioterapia tumorale a tessuti profondi o solidi, che tipicamente richiede radiazioni altamente penetranti come raggi X o raggi γ. Presentiamo le procedure per l'istituzione del modello e per la validazione sistematica della sua fattibilità attraverso valutazioni multilivello, inclusi il punteggio di danno da radiazioni, l'esame istologico e l'espressione molecolare delle citochine chiave (IL-6 e IL-10). L'analisi dinamica di questi parametri aiuterà a chiarire i ruoli regolatori di IL-6 e IL-10 nel processo di lesione, fornendo così una solida base sperimentale e un riferimento teorico per lo sviluppo di strategie di intervento mirate in futuro.

Protocollo

Tutte le procedure sperimentali che coinvolgono animali sono state esaminate e approvate dal Comitato Etico per la Sperimentazione Animale della West China School of Basic Medical Sciences & Forensic Medicine (Chengdu, Cina).

1. Preparazione degli animali

1. Abitazione e raggruppamento degli animali
   1. Assegnare dodici femmine di topi C57BL/6J di grado SPF (fascia di peso: 18–25 g, età: 3 mesi) a quattro gabbie ventilate standard e assegnarle casualmente in quattro gruppi (n=3) per l'esposizione a dosi variabili di irradiazione esterna (un gruppo di controllo non irradiato e 3 gruppi sperimentali).
   2. Mantieni tutti gli animali in un ciclo di 12 ore luce/buio con accesso ad libitum a cibo e acqua standard per roditori.
   3. Usa etichette auricolari numerate per identificare in modo unico ogni topo e distinguere tra i gruppi sperimentali.
   4. Lascia che gli animali sperimentali si ambientino nel nuovo ambiente per 3 giorni prima delle procedure successive.
   5. Posizionare un ratto Sprague Dawley (SD) (età: 2 mesi; peso: circa 160 g) in condizioni identiche.
2. Anestesia
   1. Anestetizzare i topi tramite iniezione intraperitoneale di soluzione al 1,25% di tribromoetanolo. Per garantire un'anestesia sicura, calcola il volume di iniezione in base al peso corporeo, somministrando 15–20 mL/kg di peso corporeo, in conformità con gli standard di riferimento consolidati.
3. Preparazione del sito di irradiazione
   1. Dopo l'anestesia, rimuovere il pelo sopra il sito di irradiazione dorsale previsto utilizzando una tosa elettrica.
   2. Utilizzando una penna rossa e un modello rigido pre-preparato di circa 3 cm di diametro, segna un'area circolare per l'irradiazione sulla pelle dorsale rasata.
      NOTA: Le creme depilatorie non vengono utilizzate, poiché possono causare irritazione cutanea e potenzialmente alterare l'architettura istologica, confondendo così i risultati sperimentali.

2. Calcolo della dose per l'irradiazione

NOTA: ⁹⁰Sr emette raggi β ad alta energia attraverso il suo decadimento a ⁹⁰Y (Figura 1A). I raggi β hanno scarse prestazioni di penetrazione, colpendo tipicamente solo l'epidermide. La determinazione precisa del tempo di irradiazione per i topi richiede il calcolo della dose assorbita (D, cGy/s).

1. Calcola la costante di decadimento (λ) dall'emivita fisica (T1/2) usando la formula:
   T1/2 ≈ 0,693/λ
   Dato che l'emivita di ⁹⁰Sr è di circa 28,6 anni, λ ≈ 0,02423 ^anno-1.
2. Calcola il numero di radionuclidi (N) usando la seguente formula:
   A = λ N
   Dove:
   R: Radioattività (mCi)
   N: Numero di radionuclidi dopo il tempo t (anni)
   Con una radioattività iniziale_{A 0} = 30 mCi (1 Ci = 3,7x10¹⁰ Bq) e λ ≈ 0,02423,
   N₀ = A₀/λ = 1238,13454
   Poi, applica la legge generale del decadimento delle radiazioni, cioè il numero di radionuclidi diminuisce esponenzialmente nel tempo:
   dN/dt = -λ N
   Integrando ottene:
   N = _{N 0} ^е-λt
   Dove:
   N₀: Numero iniziale di radionuclidi a t = 0
   N: Numero di radionuclidi rimasti dopo il tempo t
3. Infine, calcola la dose assorbita, D, in cGy/s usando la seguente formula:
   Formula di conversione per la dose assorbita di un applicatore a ^{90 Sr-90}Y:
   D = [(A×1770/S) ×(E⁹⁰_Y/E³²_P) ×Fm] /3600 = (A/S) ×0,6347
   Dove
   D: Tasso di assorbimento (cGy/s)
   R: Millicurie (mCi)
   S: Area (^{cm 2})
   1770: costante di ionizzazione per ³²P
   E⁹⁰_Y: Energia media = 0,93 MeV
   E³²_P: Energia media = 0,693 MeV
   FM: fattore di conversione esposizione-dosaggio (0,962)
   3600: fattore di conversione ora-secondo
   NOTA: I calcoli dei ⁹⁰parametri Sr sono riassunti nella Tabella 1. Un calcolo di esempio è mostrato di seguito:
   Il 3 marzo 2023:
   Diametro esterno dell'applicatore = 3 cm, diametro interno = 2,47 cm, raggio = 1,235 cm, radioattività A = 30 mCi
   S = π ×1,235²
   D=(A/S) ×0,6347 ≈ 3,9738 cGy/s
   Il 3 novembre 2023 (t = 0,583 anni dopo):
   N(t) = N₀ ^е-λt = 1238.13454×^{e-0.02423×0.583} ≈ 1220.7675
   A(t) = λN(t) = 0,02423×1220,7675 ≈ 29,579 mCi
   D = (A/S) ×0,6347 ≈ 3,918 cGy/s
   Dopo t = 2,25 anni:
   N = _{N 0} ^е-λt ≈ 1238.13454×^{e-0.02423×2.25} ≈ 1172.4391
   A = λN ≈ 0,02423×1172,4391 ≈ 28,408 mCi
   D = (A/S) ×0,6347 ≈ 3,7629 cGy/s
4. Calcolare il tempo di irraggiamento di ciascun gruppo di dose sulla base dei dati ottenuti (vedi Tabella 2).

3. Irradiazione

NOTA: Sebbene i raggi β emessi dal ⁹⁰Sr abbiano una penetrazione limitata, colpendo tipicamente solo lo strato epidermico (Figura 1D), rappresentano comunque potenziali rischi per la salute umana. Assicurarsi che tutte le procedure che coinvolgono sorgenti ⁹⁰Sr seguano le misure protettive appropriate per minimizzare l'esposizione alle radiazioni per operatori e per l'ambiente. Gli operatori devono completare una formazione specializzata sulla gestione delle sorgenti di radiazioni. Le procedure per la gestione e l'utilizzo delle sorgenti di radiazione aderivano rigorosamente agli standard internazionali delineati nelle Raccomandazioni del 2007 della Commissione Internazionale per la Protezione Radiologica (Pubblicazione ICRP 103).

1. Preparazione pre-utilizzo: Invia una domanda per l'uso di fonti ⁹⁰Sr. Dopo l'approvazione del supervisore, raccogliere la chiave del laboratorio e il codice di disattivazione del sistema di allarme.
2. Prepara tutti i materiali necessari, inclusi topi con aree dorsali rasate e marcate, siringhe da 1 mL, soluzione di tribromoetanolo, pellicola trascinata di qualità alimentare, timer, nastro adesivo e pannelli di schiuma.
3. Pretrattamento del topo
   1. Anestetizzare i topi tramite iniezione intraperitoneale di soluzione di tribromoetanolo (vedi passo 1.2).
   2. Una volta completamente sedato, posiziona il topo con il dorso su una tavola rigida, copri la superficie dorsale con pellicola trasparente e fissa la pellicola con del nastro adesivo.
4. Procedura di irradiazione
   1. Entra nella stanza della fonte di radiazioni, disinnanzi il sistema d'allarme, indossa l'equipaggiamento protettivo (tuta protettiva, cappellino, occhiali e dosimetro personale), e poi recupera la sorgente ⁹⁰Sr dallo scudo di piombo.
   2. Attacca una barra metallica alla manopola superiore della sorgente per sollevare e muovere l'applicatore.
   3. Per simulare lesioni cutanee indotte da radiazioni β rilevanti per incidenti nucleari o esposizione professionale, posizionare la superficie emettente (Figura 1B) dell'applicatore ⁹⁰Sr sopra l'area dorsale marcata e rasata del topo anestetizzato (Figura 1C). Avvia il timer immediatamente dopo il posizionamento. Proprio dopo la durata preimpostata, ritrae l'applicatore e conservalo temporaneamente nel contenitore originale.
      ATTENZIONE: Non rivolgere mai il sedere dell'applicatore verso il personale.
   4. Riporta la fonte ^{da 90}Sr allo scudo di piombo dopo l'uso.
      NOTA: Per il gruppo 10 Gy×5, irradiare una volta al giorno per 5 giorni consecutivi per raggiungere una dose totale di 50 Gy.
5. Fasi post-irradiazione
   1. Completare il Registro di Ispezione delle Sorgenti di Radiazioni e il Registro di Utilizzo delle Sorgenti di Radiazioni, riattivare il sistema di allarme, chiudere la porta a chiave, restituire la chiave e riferire lo stato della sorgente.
   2. Raccogliere tutti i rifiuti radioattivi generati durante la procedura e smaltirli secondo le linee guida istituzionali.

4. Punteggi di lesioni da radiazione

1. Valuta la progressione del danno cutaneo nei topi esaminando il sito di irradiazione ogni 2–3 giorni durante la fase iniziale. All'osservazione di un aspetto cutaneo anomalo, aumentare la frequenza delle valutazioni a giornaliere. Una volta stabilizzata la progressione della lesione, riportare l'intervallo di valutazione ogni 2–3 giorni.
   NOTA: Durante tutto il processo, il gruppo di controllo non irradiato ha subito procedure identiche a quelle dei gruppi irradiati, inclusa la successiva valutazione e raccolta dei tessuti. I momenti di campionamento per i gruppi di controllo sono programmati per coincidere con la fase di progressione della lesione cutanea nei gruppi irradiati.
2. Fotografa periodicamente le aree cutanee irradiate e valuta lo stato della dermatite indotta da radiazioni sul dorso del topo.
3. Valutare le reazioni cutanee all'interno del campo irradiato utilizzando una scala validata (vedi Tabella 3).
   NOTA: Quando si valutano le lesioni, si fanno eseguire da tre investigatori in modo indipendente valutazioni in cieco senza conoscere la dose di irradiazione. Basare il punteggio sulle caratteristiche predominanti della ferita secondo i criteri stabiliti. Assegnare un punteggio finale per consenso, riconoscendo che alcune ferite potrebbero non corrispondere perfettamente a tutti i descrittori del sistema di punteggio ma riflettere comunque la patologia essenziale.

5. Campionamento e colorazione

1. Ottenimento del tessuto cutaneo: Nei giorni 13, 19, 27 e 32 dopo l'irradiazione, raccogliere biopsie cutanee seriali a spessore completo da topi di ciascun gruppo di trattamento, all'interno del campo circolare di irradiazione pre-marcato.
   1. Anestetizzare i topi tramite iniezione intraperitoneale di soluzione di tribromoetanolo (15–20 mL/kg) come nel passo 1.2.
   2. Disinfetta l'area chirurgica con alcol al 75%. Poi, usa pinze sterili e sottili per stabilizzare la pelle bersaglio.
   3. Esporre verticalmente un campione di pelle a spessore totale di circa 0,5 cm² utilizzando forbici chirurgiche lungo la zona di transizione tra i tessuti danneggiati, assicurando l'inclusione dell'area centrale lesionata. Tieni le forbici perpendicolari alla superficie cutanea ed estendi il taglio fino allo strato fasciale sottocutaneo.
   4. Inserire immediatamente il tessuto prelevato nel paraformaldeide al 4% per la fissazione.
   5. Applica una pressione delicata sulla ferita per l'emostasi. Per ogni sessione di campionamento, si segue una strategia di spostamento da una delle quattro direzioni verso il centro del campo di irradiazione.
2. Colorazione istologica e immunofluorescenza
   NOTA: La colorazione H&E e immunofluorescenza è stata effettuata con l'assistenza di un fornitore di servizi commerciale (Servicebio Biotechnology, Wuhan, Cina) secondo i loro protocolli ottimizzati standard.
   1. Eseguire colorazioni di ematossilina ed eosina (H&E) sui campioni cutanei raccolti in tutti e quattro i momenti temporali (giorni 13, 19, 27 e 32 dopo l'irradiazione).
      1. Innanzitutto, immergere i campioni di tessuto fissi nella paraffina e creare sezioni di tessuto.
      2. Esegui la dewaxing e l'idratazione immergendo le sezioni in sequenza in Environmental Friendly Dewaxing Transparent Liquid I (20 min), Environmental Friendly Dewaxing Transparent Liquid II (20 min), etanolo anidro I (5 min), etanolo anidro II (5 min) e etanolo al 75% (5 min), poi risciacqua con acqua del rubinetto.
      3. Tratta tutte le sezioni con la soluzione HD per la colorazione costante di pretrattamento per 1 minuto. Poi, tingi con la soluzione di ematossilina per 3–5 minuti, seguita dal risciacquo con acqua del rubinetto.
      4. Successivamente, immergi le sezioni in una soluzione di differenziazione per l'ematossilina e risciacqua nuovamente con acqua del rubinetto. Poi, trattali con una soluzione blu di ematossilina seguita da un altro risciacquo.
      5. Successivamente, mettere le sezioni in etanolo al 95% per 1 minuto e controcolorare con colorante eosinico per 15 secondi.
      6. Successivamente, disidrata le sezioni usando una serie di etanolo assoluto (tre variazioni, 2 min ciascuna), butanolo normale (due variazioni, 2 min ciascuno) e xilene (due variazioni, 2 minuti ciascuna), e infine sigillale con gomma neutra.
   2. Eseguire la colorazione con immunofluorescenza per visualizzare le citochine infiammatorie IL-6 e IL-10.
      NOTA: In base alla progressione complessiva della lesione, selezionati tessuti ottenuti al giorno 13, quando sono iniziate ad apparire lesioni visibili, e al giorno 27, quando la progressione della lesione si stabilizza e mostra segni di recupero, per la colorazione immunofluorescente per visualizzare le citochine infiammatorie IL-6 e IL-10.
      1. Deparafinizza e reidrata le sezioni usando xilene (tre cambi, 10 min ciascuno) e etanolo graduato (tre variazioni di etanolo puro, 5 min ciascuna), poi risciacquale in acqua distillata.
      2. Per il prelievo dell'antigene, riscaldare le vetrine in una soluzione di riparazione antigenica di acido citrico a 1× (pH 6,0) a 70°C per 20 minuti. Lascia raffreddare naturalmente le vetrine, poi lavale in PBS (pH 7,4) su uno shaker decolorante (tre lavaggi, 5 min ciascuno).
      3. Successivamente, applica BSA al 3% per bloccare il legame aspecifico a temperatura ambiente per 30 minuti.
      4. Prepara e applica una soluzione primaria mista di anticorpi contenente anti-IL-6 (1:3000) e anti-IL-10 (1:2000), quindi incubare le sezioni a 4°C durante la notte in una camera umidificata.
      5. Il giorno seguente, lavare le vetrine in PBS (tre volte, 5 minuti ciascuno) e incubare con gli anticorpi secondari appropriati a temperatura ambiente per 50 minuti al buio.
      6. Dopo aver lavato in PBS (tre volte, 5 min ciascuno), contrasta i nuclei con DAPI per 10 minuti al buio. Poi, lava di nuovo in PBS (tre volte, 5 minuti ciascuna), tratti con l'autofluorescenza per 5 minuti e risciacqua sotto acqua corrente per 10 minuti.
      7. Infine, monta i copri con un mezzo di montaggio anti-sfaccettamento.
3. Analisi quantitativa
   1. Usa il software Image J per quantificare lo spessore epidermico dalle sezioni colorate con H&E.
      1. Calibra la scala dell'immagine nell'Immagine J tracciando la barra della scala con lo strumento a linea retta e impostando la lunghezza nota in Analizza > Set Scale.
      2. Poi, vai su Analizza > Strumenti > Gestore ROI per selezionare le regioni di interesse e aggiungerle al Gestore ROI.
      3. Infine, clicca su Misura nel ROI Manager per ottenere le lunghezze effettive.
   2. Usa il software Image J per misurare l'intensità media di immunofluorescenza di IL-6 e IL-10.
      1. Importa l'immagine e dividi i canali tramite Image > Color > Split Channels. Poi seleziona il canale corrispondente alla fluorescenza target (ad esempio, rosso per IL-6, verde per IL-10).
      2. Applica l'auto-thresholding sotto Immagine > Regola > Auto-Threshold > Prova Tutto. Nella finestra Soglia, seleziona l'algoritmo ottimale e regola manualmente il cursore per adattarlo alla fluorescenza reale.
      3. Imposta le misurazioni sotto Analizza > imposta misurazioni controllando il Valore Grigio Medio e attivando Limite alla soglia.
      4. Infine, esegui Analizza > Misura per ottenere dati di intensità.

Risultati

Risultati dell'esame fisico
I topi sono stati esposti a radiazioni β da una sorgente ^{di 90}Sr in tre diversi regimi di dosaggio: 0 Gy, 25 Gy, 10 Gy×5 frazioni e 50 Gy. Sono state effettuate valutazioni contemporanee in loco per documentare la progressione dei danni cutanei fino a quando la progressione della lesione non si fosse stabilizzata. I risultati sperimentali hanno dimostrato che ⁹⁰Sr indotti da radiazioni β hanno causato lesioni cutanee indotte da radiazioni in tutti i gr...

Discussione

Nel stabilire un modello animale di lesioni cutanee da radiazione, abbiamo utilizzato il radionuclide ⁹⁰Sr di lunga durata come fonte di β-radiazione. Il calcolo preciso della dose di radiazione e del tempo di irradiazione costituiva un passo cruciale nello sviluppo di successo di questo modello. L'applicazione clinica del ⁹⁰Sr nella terapia tumorale è stata documentata, con una validazione parziale^{della sua affidabilità 27,28}

Materiali

Elenco dei materiali utilizzati in questo articolo

Nome	Azienda	Numero di catalogo	Commenti
Anti-IL-6 Rabbit pAb	Servicebio	GB11117	Colorazione immunofluorescenza
Anti-IL-10 Rabbit pAb	Servicebio	GB11108	Colorazione immunofluorescenza
Soluzione di riparazione dell'antigene dell'acido citrico (PH6.0)	Servicebio	G1202	Colorazione immunofluorescenza
Disidratatore	DIAPATH	Donatello	H& E e immunofluorescenza   Colorazione
Digital  Fotocamera	Canon	EOS 70D	Documenta la progressione delle lesioni cutanee durante l'esperimento
Siringa sterilizzata usa e getta	Produttore Professionale di Dispositivi Medici Sterili Usa e Getta.	GB20163140107	Per iniezione intraperitoneale
Guanto in lattice usa e getta	Medicom	1186	Protezione
Liquido trasparente per dewaxing ecologico	Servicebio	G1128-1L	H& E e immunofluorescenza   Colorazione
Piattaforma ghiacciata	Wuhan Junjie Electronics Co., Ltd	JB-L5	H& E  Colorazione
Ematossilina-eosina (H&; E) Kit HD per tintura costante	Servicebio	G1076	H& E  Colorazione
Immagine J	Istituti Nazionali	Elaborazione immagini	Consentire una quantificazione precisa dei dati di colorazione istologica
Grembiule in piombo	Shandong Oureixin Radiation Protection Engineering Co., Ltd.	N/A	Proteggere il personale dall'esposizione alle radiazioni
Penna PAP Bloccante Liquida	Servicebio	G6100	Colorazione immunofluorescenza
Film medico	3M	10163337409520	Prevenire la contaminazione della sorgente di radiazione da superfici biologiche
Gomma neutra	SCRC	10004160	H& E  Colorazione
Nucleare e nbsp; radiazioni  Rivelatore	FNIRSI	100128262296	Monitoraggio in tempo reale dei livelli di radiazione ambientale intorno all'operatore per garantire la sicurezza del personale
Fissativo del paraformaldeide (4%)	Biosharp	BL539A	Fissare i campioni di tessuto cutaneo
Slicer per patologia	Shanghai Leica Instrument Co., Ltd	RM2016	H& E e immunofluorescenza   Colorazione
Macchina di incorporamento a paraffina	Elettronica Wuhan Junjie	JB-P5	H& E e immunofluorescenza   Colorazione
Stronzio-90	Società per azioni dell'Istituto del Radium Khlopin (Radium Institute JSC, Russia)	N/A	Fornire i raggi β-
Tribromoetanolo	Nanchino Aibei Biotechnology Co., Ltd	M2910	Anestetizzare i topi
Asciugatrice per bagno d'acqua e scivolo	ATTREZZATURA STRUMENTALE ZHEJIANG JINHUA KEDI	KD-P	H& E e immunofluorescenza   Colorazione