Articolo metodologico

Modelli animali di ratto per la valutazione degli effetti della stimolazione dei nervi sacrali e periferici sulla funzione della vescica

DOI:

10.3791/70300

⸱

9 giugno 2026

 ,  , 
1Research Unit of Urology, Department of Clinical Research, University of Southern Denmark, 2Department of Urology, Ostrava University Hospital, 3Department of Surgical Studies, Ostrava University, 4Department of Urology, Odense University Hospital

In questo articolo

Sommario

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Questo protocollo descrive tecniche chirurgiche dettagliate per stimolare i nervi sacro, tibiale e peroneale nei ratti anestetizzati. Questi modelli permettono di indagare gli effetti della neuromodulazione sulla funzione della vescica, aiutano a determinare i parametri ottimali di stimolazione e consentono lo studio dei meccanismi d'azione delle terapie di stimolazione dei nervi sacrali e periferici.

Abstract

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La neuromodulazione, un approccio terapeutico alla disfunzione di vari organi, si è dimostrata efficace nel trattamento delle disfunzioni delle vie urinarie inferiori. Nonostante il successo clinico, i meccanismi alla base della neuromodulazione rimangono incompletamente compresi, sottolineando la necessità di modelli animali standardizzati e riproducibili. Modelli preclinici di neuromodulazione della vescica urinaria tramite stimolazione sacra e nervosa periferica sono stati stabiliti da oltre due decenni; tuttavia, la letteratura esistente fornisce dettagli metodologici limitati riguardo alle procedure chirurgiche. Questo articolo offre una descrizione dettagliata e una rappresentazione visiva di tecniche ben consolidate per la stimolazione del nervo sacrale. Descrive inoltre un approccio modificato alla stimolazione del nervo tibiale e introduce un nuovo metodo di neuromodulazione della vescica utilizzando la stimolazione del nervo peroneo in un modello di ratto. L'approccio di stimolazione del nervo tibiale modificato consiste nell'esporre e stimolare il nervo tibiale alla sua origine, come ramo del nervo sciatico, anziché alla caviglia mediale, come descritto in studi precedenti. Data la recente introduzione della stimolazione del nervo peroneo per la neuromodulazione della vescica nella pratica clinica, questo articolo propone un modello unico per il ratto per indagare i suoi meccanismi nel controllo della funzione delle vie urinarie inferiori. Sono descritte indicazioni passo dopo passo per tutti e tre i metodi di neuromodulazione per l'esposizione dei nervi, la posizione degli elettrodi e la verifica del posizionamento efficace degli elettrodi basandosi sulle risposte motorie caratteristiche. Un esempio rappresentativo dell'effetto della stimolazione del nervo peroneo sulla funzione della vescica in un modello ratto di iperattività vescicalea indotta dall'acido acetico è incluso per dimostrarne l'applicabilità. Questo articolo presenta un protocollo standardizzato e tecnicamente accessibile per studiare i meccanismi di neuromodulazione, incluse alterazioni nella segnalazione sensoriale della vescica, nelle vie regolatorie spinali e supraspinali, l'ottimizzazione dei parametri di stimolazione e il confronto dell'efficacia di diversi bersagli di stimolazione.

Introduzione

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La neuromodulazione utilizza stimolazione elettrica a bassa ampiezza per alterare la funzione dell'organoterminale 1. Nel contesto della disfunzione delle vie urinarie inferiori, come la sindrome della vescica iperattiva (OAB), la ritenzione urinaria non ostruttiva, la vescica neurogena e la sindrome da dolore vescicale, la neuromodulazione viene impiegata come trattamento di terza linea per i pazienti che hanno fallito la terapia comportamentale e lafarmacoterapia 2. Per la neuromodulazione nei pazienti con OAB, la stimolazione del nervo tibiale posteriore e la stimolazione del nervo sacro (SNS) sono state ampiamente utilizzate nella pratica clinica. Approcci sperimentali di neuromodulazione che mirano a ulteriori nervi periferici, inclusi i nervi pudendoli e peronei, sono in fase di studio 3,4,5,6.

Sebbene la neuromodulazione sia stata utilizzata nel trattamento delle malattie della vescica e dell'intestino per diversi decenni, il suo meccanismo d'azione non è ancora completamente compreso. Come indicato nella revisione del gruppo di esperti multidisciplinare, i parametri di stimolazione attualmente utilizzati sono stati scelti principalmente dai produttori basandosi su un approccio basato su tentativied errori 7. È quindi importante continuare a utilizzare modelli animali per chiarire i percorsi sottostanti e ottimizzare i parametri di stimolazione al fine di migliorare l'effetto terapeutico. Sono stati condotti diversi esperimenti preclinici, utilizzando animali svegli e anestetizzati, tra cui topi, ratti, pecore, cani egatti 4. Con linee guida etiche e politiche di ricerca a livello mondiale che incoraggiano l'uso di specie meno complesse e più piccole, i modelli per roditori sono stati adottati più frequentemente negli ultimi anni.

La SNS nei modelli ratti di disfunzione vescicale ha impiegato prevalentemente due approcci metodologici. Il primo, descritto da Zvara et al., consiste nell'impiantare un elettrodo stimolante nel forame sacro usando un angiocateter o un agospinale 8. Il secondo approccio richiede l'esposizione della radice nervosa L6 e il posizionamento degli elettrodi stimolanti sotto i nervi L6, con colla al silicone utilizzata per fissare il contatto tra l'elettrodo e il nervo9. La tecnica che prevede il posizionamento di elettrodi nel forame sacrale rispecchia l'approccio clinico. Il metodo che utilizza l'esposizione della radice L6, pur essendo tecnicamente impegnativo, fornisce una localizzazione precisa e un accesso più costante al nervo.

Modelli animali di ratto che imitano la stimolazione del nervo tibiale posteriore sono stati descritti nella letteratura. Il metodo più comunemente utilizzato prevede l'esposizione chirurgica del nervo tibiale sulla parte mediale dell'arto posteriore sopra lacaviglia 10,11,12,13,14,15,16. Un altro metodo consiste nell'inserimento percutaneo di elettrodi ad ago vicino al nervotibiale 17. Questo articolo mira a fornire una descrizione dettagliata della stimolazione del nervo tibiale alla sua origine, tra i muscoli gluteo maggiore e bicipite femorale, dove il nervo sciatico si divide in tre rami: il nervo tibiale, il nervo peroneale comune e il nervo surale. Inoltre, questo studio introduce la stimolazione del nervo peroneale come nuovo modello animale per l'indagine di un nuovo metodo di neuromodulazione. La rilevanza traslazionale di questo modello ratto è supportata dalla recente introduzione clinica della stimolazione del nervo peroneo per la neuromodulazione dellavescica 18,19.

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Protocollo

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Gli animali sono stati ospitati presso la Struttura di Cura Animale dell'Università della Danimarca del Sud seguendo le linee guida istituzionali. Tutti gli esperimenti sugli animali sono stati condotti in conformità con la guida dei National Institutes of Health per la cura e l'uso degli animali da laboratorio. Il Comitato Etico dell'Ispettorato Danese per gli Esperimenti Animali ha approvato le procedure di studio (Protocollo n. 2022-15-0201-01158). I reagenti e le attrezzature utilizzate sono elencati nella Tabella dei Materiali.

1. Preparazione degli elettrodi

NOTA: Per la stimolazione tibiale, peroneale e nervosa L6, sono stati utilizzati elettrodi bipolari a forma diuncino 20. I passaggi seguenti forniscono una breve descrizione della progettazione e costruzione degli elettrodi.

  1. Taglia due fili d'argento di politetrafluoroetilene (PTFE) di lunghezza uguale da 125 μm e attorciglili insieme.
  2. Sfilare 4–5 mm di PTFE da un'estremità dei fili, tagliare uniformemente le estremità esposte e piegare le punte verso l'alto su un ago da 23 G per formare due ganci paralleli distanziati di 2 mm.
  3. Fissa l'elettrodo a una piastra e posiziona i ganci rivolti verso l'alto e estenendosi oltre il bordo della piastra di sicurezza.
  4. Mescola la colla al silicone bicomponente per 5 secondi. Applica una goccia di 1–2 mm dagli uncini e lascia asciugare per circa 5 minuti.
  5. Rimuovere una sezione lunga 1–2 cm del rivestimento in PTFE dall'estremità opposta dell'elettrodo per permettere il collegamento allo stimolatore.

2. Preparazione degli animali

NOTA: In condizioni sterili, cateteri PE-50, con un'estremità allargata dal calore, venivano impiantati nella cupola vescicale, delle femmine di ratti Sprague-Dawley (250–300 g) e fissati con una sutura a cordino a borsa. L'estremità distale del tubo era esternalizzata sulla schiena dell'animale e avvolta in una tascasottocutanea 21. Sono stati concessi cinque giorni alla vescica per riprendersi dopo l'intervento.

  1. Anestetizzare l'animale con uretano (1,5 g/kg, intraperitoneale) (seguendo i protocolli istituzionalmente approvati). Somministrare l'uretano in tre dosi divise a intervalli di 15 minuti, circa 2 ore prima dell'inizio dell'esperimento.
  2. Trasferisci l'animale su una borsa riscaldante e posizionalo in posizione prona.
  3. Per la stimolazione dei nervi tibiale e peroneale, radere l'arto posteriore del ratto intorno alla zona della coscia e anche la metà inferiore della schiena. Posizionare la coda e una siringa da 5 mL sotto l'arto posteriore sinistro del ratto e fissare la coda e la zampa come mostrato nella Figura 1A.
  4. Per il SNS, radere la schiena del ratto dalla coda fino alla colonna toracica e posizionare un tubo centrifugo da 50 mL sotto l'addome per elevare la zona lombare e sacrale.
    NOTA: Tutti gli esperimenti di neurostimolazione rappresentano procedure non di sopravvivenza. Usa tecniche chirurgiche pulite.

3. Dissezione dei nervi peroneo e tibiale e impianto degli elettrodi

  1. Usa un bisturi per realizzare un'incisione di 3–3,5 cm al centro tra l'articolazione del ginocchio e la tuberosità ischiale (Figura 1B).
  2. Separa la pelle dal muscolo facendo scivolare le forbici sotto la pelle e tagliando il tessuto connettivo.
  3. Apri la pelle usando retrattori ed esponi la fascia che collega il gluteo massimo ai muscoli del bicipite femorale (Figura 1C).
  4. Usare forbici dritte per tagliare la fascia e sezionare lo spazio tra il gluteo massimo e il bicipite femorale fino a visualizzare il nervo sciatico (Figura 1D,E).
  5. Riposizionare i retrattori sul bicipite femorale per ottenere una buona esposizione del nervo sciatico e dei suoi rami - nervi tibiali, peroneali e surali (Figura 2A). In questo contesto, "nervo peroneale" si riferisce al nervo peroneale comune prima della sua divisione in nervi peroneali profondi e superficiali. Il nervo tibiale è il ramo più grande; Il nervo surale è il più piccolo e il peroneo ha un diametro intermedio.
  6. Separare il nervo peroneale dal tessuto connettivo circostante usando pinze curve e microforbici. Poi si usa una microforceps per distribuire con cura il tessuto su entrambi i lati e sotto di esso, isolando una sezione del nervo lunga 5 mm. Ripeti la stessa procedura con il nervo tibiale per la stimolazione del nervo tibiale (Figura 2B).
    NOTA: Evita di schiacciare il nervo sollevandolo con la pinza e riduci al minimo lo strattone sul nervo.
  7. Fai un'incisione lunga 5 mm sulla metà inferiore della schiena usando un bisturi e fai scorrere un emostatico sotto la pelle attraverso l'incisione per creare un canale sottocutaneo. Avanza con attenzione l'emostato finché la punta non emerge all'incisione dell'arto posteriore (Figura 2C).
  8. Utilizzando l'emostato, afferra l'estremità sganciata dell'elettrodo e ritira lentamente lo strumento attraverso l'incisione nella metà inferiore della schiena. Utilizzando due pinze, piega l'altra estremità dell'elettrodo (estremità a gancio) a un angolo di 90° rispetto al piano sottocutaneo e assicurati che i ganci dell'elettrodo siano posizionati adiacenti e perpendicolari al nervo (peroneale o tibiale) (Figura 2D).
    NOTA: È importante posizionare correttamente l'elettrodo per evitare di allungare il nervo.
  9. Usa micropinze curve per sollevare il nervo e fai scorrere i ganci dell'elettrodo sotto il nervo. Mescola la colla di silicone a due componenti per 5 secondi, usa un cotton fioc per asciugare il nervo e applica abbastanza colla per coprire gli uncini e l'area adiacente al nervo (Figura 2E–G).
    NOTA: Prima di applicare la colla, collega gli elettrodi allo stimolatore e stimola il nervo al livello della soglia motoria per confermare la corretta posizione dell'elettrodo. La soglia del motore è stata determinata come la tensione minima necessaria per provocare un movimento fasico costante del piede. La stimolazione del nervo peroneale genera una flessione dorsale fasica del piede, mentre la stimolazione del nervo tibiale genera una flessione plantare. In assenza della risposta motoria alla stimolazione, si verifica la connessione tra lo stimolatore e l'elettrodo.
  10. Posizionare una sutura a sosta in nylon 5-0 nel tessuto connettivo all'incisione posteriore, lasciando entrambe le estremità del punto sufficientemente lunghe. Queste estremità servono a fissare l'elettrodo in posizione, garantendo una posizione stabile.
  11. Chiudi la pelle all'incisione dell'arto posteriore usando una sutura 4-0 Vicryl.

4. Esposizione del nervo L6 e impianto dell'elettrodo

  1. Usa un bisturi per fare un'incisione mediana di 4–5 cm sulla zona lombare e sul sacro. Posizionare i retrattori per aprire l'incisione, esponere i muscoli della schiena sottostanti e le punte dei processi vertebrali spinosi (Figura 3A).
  2. Palpata la cresta iliaca e usala come punto di riferimento per localizzare i processi spinosi di L6. Può essere identificato come il primo processo spinoso situato appena sotto la cresta iliaca (Figura 3B).
  3. Usa le forbici per rimuovere la fascia sopra le vertebre da L5 a S2. Poi isola e distacca con cura i muscoli paravertebrali bilateralmente per esporre i processi spinosi, le lamine e i processi articolari. Rimuovere il tessuto connessivo e il muscolo rimanenti con microforbici finché le strutture ossee non sono chiaramente visibili (Figura 4A,B).
    NOTA: Questo crea una finestra anatomica che espone i punti di riferimento e fornisce accesso al tronco nervoso L6. Identificare l'articolazione della faccia posteriore di L6; il tronco nervoso L6 passa caudale fino a questa articolazione. Inoltre, identifica il sacro e le articolazioni sacroiliache. Il tronco nervoso L6 corre caudale e mediale fino a questa articolazione (Figura 4B).
  4. Utilizzare un rongeur per rimuovere con cura il processo spinoso di S1 e gradualmente rompere e rimuovere piccoli frammenti dell'osso sacro nella regione tra le vertebre S1 e S2 per esporre il tronco nervoso L6 (Figura 4C).
  5. Separare il nervo L6 dal tessuto circostante usando pinze curve e microforbici. Collegare il nervo a un elettrodo d'argento rivestito di PTFE bipolare e isolarlo dal tessuto circostante usando colla siliconica biocompatibile, come descritto nel passo 3.9 (Figura 4D).
    NOTA: La stimolazione del nervo L6 genera contrazione dei muscoli del pavimento pelvico e contrazioni della coda.
  6. Ripeti la stessa procedura dall'altro lato per la stimolazione nervosa bilaterale.
  7. Chiudi la pelle con una sutura 4-0 Vicryl.

5. Inserimento di un elettrodo stimolante nel forame sacro

  1. Usa un bisturi per fare un'incisione mediana sopra il sacro e usa i retrattori per aprire l'incisione ed esporre i muscoli della schiena sottostanti.
    NOTA: Palpare la cresta iliaca come menzionato nel passo 4.2 per localizzare i punti di riferimento L6/S1.
  2. Separare i muscoli paravertebrali dai processi spinosi tramite una dissezione contundente. Riposizionare i retrattori sui muscoli per esporre i processi spinosi e facilitare l'accesso al forame sacro S1 (Figura 5A).
  3. Identifica la posizione del forame S1, che si trova caudale e lateralmente al processo spinoso S1. Esaminare il forame sacrale S1 con un ago calibro 18 precaricato con l'elettrodo monopolare (Figura 5B).
    NOTA: Viene utilizzato un filo d'acciaio inox rivestito in PTFE da 180 μm, con 5 mm di isolamento rimossi da entrambe le estremità.
  4. Posizionare la punta dell'ago sul forame S1, mantenendolo parallelo alla colonna vertebrale e inclinato di circa 30° rispetto alla schiena dell'animale. Avanza delicatamente il filo lungo la traiettoria nervosa mentre ritiri lentamente l'ago. Ripetere la procedura sul forame controlaterale S1 per la stimolazione bilaterale.
    NOTA: Per confermare la corretta posizione dell'elettrodo, collegare l'estremità distale del filo allo stimolatore. La stimolazione elettrica genera un movimento della coda.
  5. Fissare i fili al processo spinoso adiacente (L6) usando una sutura Vicryl 5-0 (Figura 5C).
  6. Fai un'incisione di 1 cm nella parte posteriore del collo usando un bisturi e crea un tunnel sottocutaneo usando un emostatico dall'incisione dietro il collo fino all'incisione a livello sacrale.
  7. Fai passare l'estremità distale del filo attraverso il tunnel ed esteriorizza la parte posteriore del collo (Figura 5D).
  8. Chiudi la fascia e la pelle a livello sacro, così come la pelle nella parte posteriore del collo, usando la sutura 4-0 Vicryl.

6. Registrazione della cistometria

  1. Dopo 5 giorni, prima di eseguire gli esperimenti di stimolazione, esternalizzare il tubo di PE-50 e collegarlo al trasduttore di pressione e alla pompa d'infusione.
  2. Infondere la vescica in modo continuo a una velocità di 3 mL/h per 2 ore per permettere la stabilizzazione dei parametri della vescica.
  3. Valutare i parametri della cistometria, inclusi pressione di base, pressione soglia, aderenza vescicale, pressione di miczione e capacità vescica prima, durante e dopo la stimolazione nervosa utilizzando un'infusione intravesicale a ciclo dimictorio singolo 21.
  4. Al termine di ogni esperimento, in conformità con gli standard etici, si sopprimono gli animali con overdose anestetica.

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Risultati

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Per dimostrare il disegno sperimentale per valutare l'effetto della neuromodulazione sulla funzione delle vie urinarie inferiori, viene presentato uno studio in cui la stimolazione del nervo peroneo è stata applicata in un modello ratto di iperattività vescicale, indotta da infusione intravesicale di acido acetico allo 0,5%. La funzione della vescica è stata registrata utilizzando una singola cistometria del ciclo di mictoriazione prima, durante e dopo la stimolazione (Figura 6 A,B

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Discussione

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Questo articolo fornisce una descrizione dettagliata dei metodi chirurgici per l'impiantamento di elettrodi per la stimolazione dei nervi sacrali, tibiali e peronei in un ratto anestetizzato.

L'impianto di un elettrodo di piombo nel forame sacro per una stimolazione continua e a bassa ampiezza del nervo sacro S3 è un trattamento ampiamente accettato per la disfunzione delle vie urinarie inferiori (LUT) e l'incontinenza fecale. Nei pazienti, l'elettrodo viene t...

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Dichiarazioni

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Gli autori non hanno nulla da rivelare.

Ringraziamenti

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Questo studio è stato finanziato dal fondo di ricerca dell'Ospedale Universitario di Odense.

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Materiali

Elenco dei materiali utilizzati in questo articolo
NomeAziendaNumero di catalogoCommenti
18 G ago iniettabile a getto KRUUSE121282
Dumont pinzetta stile 5TMDUMONT1708-5TM-POCurva
Dumont pinzetta stile 7XLDUMONT0508-7XL-POCurva
Grass SD9 stimolatore a impulsi quadratiSomatco1077/183
EmostasiFine Science Tools/Teleflex13018-14/PO181059≥ 14 cm, punta fine
Forbici per irideWorld Precision Instruments14218Forbici dritte 
Kwik-Sil elastomero siliconico World Precision InstrumentsKWIK-SIL Colla bicomponente
Pinzetta Adson microWorld Precision Instruments501245
MicroforbiciS&T SAC-15 R-8punta curva ≤ 10mm lunga
NaCl 0,9% 100 mLB.BraunN/A
Tubo PE-50InstechBTPE-50
Sutura Prolene 5-0 EthiconEH7257
RongeurGeorge Tiemann & Co160-424-08Punta fine curva
Biscotto chirurgicoSwann-Morton0505
Urethane Sigma-AldrichU2500
Sutura Vicryl 4-0 EthiconV451
Sutura Vicryl 5-0 EthiconV303
Filo in argento teflon rivestito 0,125 mmWorld Precision InstrumentsAGT0525
Filo in acciaio inossidabile teflon rivestito 0,18 mmWorld Precision InstrumentsSST30407-50

Riferimenti

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Van Kerrebroeck, P. E. V., Van Den Hombergh, U. The history of neuromodulation for lower urinary tract dysfunction: An overview. Continence. 11, 101328(2024).
  2. Cameron, A. P., et al. The AUA SUFU guideline on the diagnosis and treatment of idiopathic overactive bladder. Neurourol Urodyn. 43 (8), 1742-1752 (2024).
  3. De Groat, W. C., Tai, C. Chapter 19 Mechanisms of Action of Sacral Nerve and Peripheral Nerve Stimulation for Disorders of the Bladder and Bowel. Neuromodulation second edition. Krames, E. S., Peckham, P. H., Rezai, A. R. , Academic Press. 221-236 (2018).
  4. Krhut, J., et al. The mechanism of action of neuromodulation in the treatment of overactive bladder. Nat Rev Urol. 22, 414-426 (2025).
  5. Abello, A., Das, A. K. Electrical neuromodulation in the management of lower urinary tract dysfunction: Evidence experience and future prospects. Ther Adv Urol. 10 (5), 165-173 (2018).
  6. Hokanson, J. A., et al. Stimulation of the sensory pudendal nerve increases bladder capacity in the rat. Am J Physiol Renal Physiol. 314 (4), F543-F550 (2018).
  7. Knowles, C. H., et al. The science behind programming algorithms for sacral neuromodulation. Colorectal Dis. 23 (3), 592-602 (2021).
  8. Zvara, P., et al. An animal model for the neuromodulation of neurogenic bladder dysfunction. Br J Urol. 82 (2), 267-271 (1998).
  9. Su, X., et al. Role of the endogenous opioid system in modulation of urinary bladder activity by spinal nerve stimulation. Am J Physiol Renal Physiol. 305 (1), F52-F60 (2013).
  10. Su, X., et al. Differentiation and interaction of tibial versus spinal nerve stimulation for micturition control in the rat. Neurourol Urodyn. 34 (1), 92-97 (2015).
  11. Matsuta, Y., et al. Poststimulation inhibition of the micturition reflex induced by tibial nerve stimulation in rats. Physiol Rep. 2 (1), e00205(2014).
  12. Su, X., et al. Comparison of neural targets for neuromodulation of bladder micturition reflex in the rat. Am J Physiol Renal Physiol. 303 (8), F1196-F1206 (2012).
  13. Kovacevic, M., Yoo, P. B. Reflex neuromodulation of bladder function elicited by posterior tibial nerve stimulation in anesthetized rats. Am J Physiol Renal Physiol. 308 (4), F320-F329 (2015).
  14. Choudhary, M., et al. Effect of tibial nerve stimulation on bladder afferent nerve activity in a rat detrusor overactivity model. Int J Urol. 23 (3), 253-258 (2016).
  15. Choudhary, M., et al. The frequency spectrum of bladder non voiding activity as a trigger event for conditional stimulation: Closed loop inhibition of bladder contractions in rats. Neurourol Urodyn. 37 (5), 1567-1573 (2018).
  16. Park, E., et al. The long lasting post stimulation inhibitory effects of bladder activity induced by posterior tibial nerve stimulation in unanesthetized rats. Sci Rep. 10 (1), 19897(2020).
  17. Mai, J., et al. Prolonged inhibitory effects of repeated tibial nerve stimulation on the micturition reflex in decorticated rats. Neuromodulation. 25 (8), 1115-1121 (2022).
  18. Krhut, J., et al. Peroneal electrical transcutaneous neuromodulation as a new treatment for patients with overactive bladder: An initial clinical experience. Urol Int. 106 (7), 658-663 (2022).
  19. Krhut, J., et al. Prospective randomized multicenter trial of peroneal electrical transcutaneous neuromodulation vs solifenacin in treatment naïve patients with overactive bladder. J Urol. 209 (4), 734-741 (2023).
  20. Hox, M., et al. Cavernous nerve stimulation and recording of intracavernous pressure in a rat. J Vis Exp. (134), e56807(2018).
  21. Mann-Gow, T. K., et al. Evaluating the procedure for performing awake cystometry in a mouse model. J Vis Exp. (123), e55588(2017).
  22. Hauck, E. F., et al. Measurements and mapping of 282420 nerve fibers in the S1 5 nerve roots. J Neurosurg Spine. 11 (3), 255-263 (2009).
  23. Krhut, J., et al. Peroneal electric transcutaneous neuromodulation ETNM A novel method for the treatment of the overactive bladder. J Healthc Eng. 2021, 4016346(2021).
  24. Baima, J., Krivickas, L. Evaluation and treatment of peroneal neuropathy. Curr Rev Musculoskelet Med. 1 (2), 147-153 (2008).
  25. Chen, J., et al. Superficial peroneal neuromodulation of persistent bladder underactivity induced by prolonged pudendal afferent nerve stimulation in cats. Am J Physiol Regul Integr Comp Physiol. 320 (5), R675-R682 (2021).
  26. Yu, M., et al. An excitatory reflex from the superficial peroneal nerve to the bladder in cats. Am J Physiol Renal Physiol. 313 (5), F1161-F1168 (2017).
  27. Zhao, J., et al. Superficial peroneal neuromodulation of non obstructive urinary retention in cats. Neurourol Urodyn. 39 (6), 1679-1686 (2020).
  28. Chen, J., et al. Superficial peroneal neuromodulation of non obstructive urinary retention induced by prolonged pudendal afferent activity in cats. Am J Physiol Regul Integr Comp Physiol. 322 (2), R136-R143 (2022).
  29. Tilborghs, S., et al. Motor response matters: Lead placement and urologic efficacy linked in sacral neuromodulation. Neuromodulation. 28 (5), 865-872 (2025).
  30. Wang, Y., Hassouna, M. M. Neuromodulation reduces c fos gene expression in spinalized rats: A double blind randomized study. J Urol. 163 (6), 1966-1970 (2000).
  31. Pastelín, C. F., et al. Neural pathways of somatic and visceral reflexes of the external urethral sphincter in female rats. J Comp Neurol. 520 (14), 3120-3134 (2012).
  32. Rigaud, M., et al. Species and strain differences in rodent sciatic nerve anatomy: Implications for studies of neuropathic pain. Pain. 136 (1-2), 188-201 (2008).
  33. Hokanson, J. A., et al. Pathways and parameters of sacral neuromodulation in rats. Am J Physiol Renal Physiol. 325 (6), F757-F769 (2023).
  34. Abdelkhalek, A. S., et al. Anesthetic protocols for urodynamic studies of the lower urinary tract in small rodents a systematic review. PLoS One. 16 (6), e0253192(2021).
  35. Park, E., et al. The long lasting post stimulation inhibitory effects of bladder activity induced by posterior tibial nerve stimulation in unanesthetized rats. Sci Rep. 10 (1), 19897(2020).
  36. Langlois, L., et al. Development of a remote controlled implantable rat sacral nerve stimulation system. Neuromodulation. 22 (6), 690-696 (2019).

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