È richiesta un abbonamento a JoVE per visualizzare questo contenuto. Accedi o inizia la tua prova gratuita.

Articolo metodologico

Stabilimento di un modello murino di fibrosi renale tramite lesione unilaterale da ischemia-reperfusione e nefrectomia controlaterale ritardata

377 visualizzazioni

⸱

DOI:

10.3791/70598

⸱

22 maggio 2026

 ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Pulmonary and Critical Care Medicine, Guangzhou Chest Hospital, Institute of Tuberculosis, Guangzhou Medical University, 2Department of Urology, The First Affiliated Hospital of Shandong First Medical University & Shandong Provincial Qianfoshan Hospital, 3Department of Transplantation, Nanfang Hospital, Southern Medical University

* These authors contributed equally

In questo articolo

Sommario

Qui viene presentato un protocollo per stabilire un modello murino di fibrosi renale utilizzando lesione unilaterale di ischemia-reperfusione seguita da nefrectomia controlaterale ritardata. Questa strategia consente studi longitudinali della transizione da AKI a CKD e una valutazione precisa della funzione renale residua all'endpoint.

Abstract

La lesione da ischemia renale e reperfusione (IRI) contribuisce alla lesione renale acuta (AKI) ed è un fattore importante nella progressione della malattia renale cronica (CKD). Un modello animale riproducibile è necessario per facilitare la valutazione dei meccanismi di riparazione e fibrosi disadattivi. Qui viene riportato un modello murino standard di fibrosi renale stabilito tramite lesione unilaterale di ischemia-reperfusione (uIRI) seguita da nefrectomia controlaterale (CNx). Questa strategia garantisce la sopravvivenza a lungo termine dell'animale durante la progressione della malattia, consentendo al contempo la valutazione precisa della funzione renale residua del rene lesionato al momento del prelievo. I maschi C57BL/6 sono stati sottoposti a ischemia calda per 28 minuti a 37 °C, e un CNx è stato eseguito 24 ore prima di ogni endpoint dello studio. I topi sono stati sacrificati per valutazioni istologiche e immunoistochimiche nei seguenti momenti: 2 giorni, 5 giorni, 1 settimana, 2 settimane, 3 settimane e 4 settimane dopo l'IRI. Nei giorni postoperatori 2 e 5, i reni hanno mostrato principalmente necrosi tubolare, in particolare alla giunzione corticomedullare, senza evidenza di fibrosi interstiziale. A partire da una settimana dopo l'intervento, queste caratteristiche patologiche sono state sostituite da infiltrazione cellulare infiammatoria e atrofia tubolare precoce; Anche la fibrosi interstiziale è emersa, raggiungendo il suo massimo di gravità entro la seconda settimana. Durante la terza e la quarta settimana dopo l'intervento, i reni mostrarono una diffusa atrofia tubolare coerente con un'atrofia da disuso. È importante notare che la fibrosi interstiziale è stata ridotta rispetto alla seconda settimana, indicando una progressione verso la fase di cicatrisi ipocellulare e quiescente. Questo modello riproduce efficacemente gli scenari clinici della transizione da AKI a CKD e fornisce una piattaforma affidabile per esplorare i meccanismi fibrotici e lo screening degli interventi terapeutici.

Introduzione

La lesione ischemia-reperfusione renale (IRI) è uno dei fattori critici che portano al danno renale acuto (AKI) in ambitoclinico 1. Le eziologie comuni includono il trapianto renale (che coinvolge ischemia fredda e calda seguita da reperfusione del rene donatore), interventi cardiovascolari o renali che richiedono un'occlusione vascolare temporanea, e stati di ipoperfusione sistemica causati da traumi gravi, emorragie maggiori osepsi 2.

La fisiopatologia dell'IRI coinvolge un complesso processo bifasico. Inizialmente, durante la fase ischemica, l'interruzione dell'apporto di ossigeno e nutrienti porta a un disturbo metabolico, all'esaurimento dell'ATP e alla rottura del citoscheletro nelle cellule epiteliali tubolari renali (TEC)3. Successivamente, il ripristino del flusso sanguigno durante la reperfusione, sebbene necessario per recuperare il tessuto ischemico, innesca un "insulto secondario" più complesso. 4 Questa fase del danno è guidata da una cascata di eventi, tra cui lo stress ossidativo dovuto all'esplosione di specie reattive dell'ossigeno (ROS), disfunzione endoteliale, infiltrazione massiccia di cellule infiammatorie (come neutrofili e macrofagi) e attivazione del sistema delcomplemento 3. Queste cascate complesse aggravano collettivamente l'apoptosi e la necrosi dei TEC, costituendo la principale presentazione patologica dell'AKI.

È importante notare che l'IRI non si limita a danni acuti e reversibili. Evidenze sostanziali indicano che la riparazione incompleta o disadattiva dopo l'IRI renale è un meccanismo centrale che guida la transizione verso una patologia cronica a lungo termine. In condizioni fisiologiche, il rene avvia un programma di riparazione post-AKI, che elimina efficacemente le cellule danneggiate e promuove la proliferazione e la differenziazione dei TEC sopravvissuti per ripristinare la struttura e la funzione dei tubuli danneggiati. Tuttavia, dopo un grave o ripetuto insulto IRI, questo processo di riparazione può diventare disregolato, portando infine all'atrofia tubolare, alla fibrosi interstiziale renale e accelerando lo sviluppo e la progressione della malattia renale cronica (CKD)5,6.

Pertanto, chiarire i meccanismi della transizione da AKI a CKD e sviluppare interventi terapeutici sono necessità urgenti. I modelli di roditori, in particolare i modelli topini, sono diventati essenziali e indispensabili in vivo. Strumenti per studiare la fibrosi post-IRI grazie ai loro background genetici ben definiti e alla somiglianza con la progressione della malattia umana. Tuttavia, esiste un'eterogeneità significativa nelle attuali metodologie IRI (ad esempio, durata dell'ischemia, controllo della temperatura, lesioni unilaterali vs. bilaterali), il che porta a una scarsa riproducibilità e a una limitata comparabilità tra studi7.

Per affrontare queste sfide, il presente studio dettaglia un protocollo standardizzato per un modello modificato di lesione unilaterale ischemia-reperfusione (uIRI). Inoltre, questo protocollo prevede una nefrectomia controlaterale (CNx) eseguita 24 ore prima del termine dello studio. Questa strategia supera l'elevata mortalità associata all'ischemia bilaterale, consentendo al contempo una valutazione precisa della funzione renale residua e della progressione fibrotica nel rene lesionato. Questo modello ricapitola accuratamente la transizione dinamica da AKI a CKD, fornendo una solida piattaforma in vivo. per l'esplorazione meccanicistica e lo screening terapeutico.

Accesso limitato. Accedi o avvia una prova gratuita per visualizzare questo contenuto.

Protocollo

Tutti gli esperimenti sugli animali sono stati condotti in conformità con il Regolamento per l'Amministrazione degli Affari Relativi agli Animali Sperimentali. Il protocollo sperimentale è stato approvato dal Comitato per la Cura e l'Uso Istituzionale degli Animali (IACUC) della Guangzhou Jennio Biotech Co., Ltd. (Approvazione n. JENNIO-IACUC-2025-A053). Tutte le procedure sono state eseguite in rigorosa conformità con la Guida per la Cura e l'Uso degli Animali da Laboratorio e le linee guida istituzionali, rispettando pienamente i principi delle 3R. La cronologia dello studio, inclusi i punti di sacrificio e la raccolta dei campioni, è riassunta nella Figura 1.

1. Preparazione di animali e strumenti

  1. Utilizzare maschi C57BL/6 topi (8 settimane, peso 20–25 g) ospitati in strutture specifiche libere da patogeni (SPF) per lo studio.
  2. Dividi i topi casualmente nel gruppo uIRI e nel gruppo Sham. Per ciascuno dei sei punti temporali designati (2 giorni, 5 giorni, 1 settimana, 2 settimane, 3 settimane e 4 settimane), assegnare n = 4 topi per gruppo.
    NOTA: I topi sono stati mantenuti in un ciclo di 12 ore di luce e di 12 ore di buio con libero accesso a cibo e acqua. Sono stati acclimatati all'ambiente di laboratorio per almeno una settimana prima della sperimentazione.
  3. Sterilizza tutti gli strumenti chirurgici tramite .Autoclav a vapore ad alta pressione prima dell'uso.
  4. Mantenere la temperatura corporea centrale strettamente a 37,0 °C ± 0,5 °C utilizzando un sistema di monitoraggio omeotermico dotato di sonda rettale per un monitoraggio continuo della temperatura. Inserire la sonda lubrificata nel retto immediatamente dopo l'induzione dell'anestesia e mantenerla in posizione per tutta la procedura.
  5. Anestetizzare i topi utilizzando un sistema di anestesia gasosa per piccoli animali con isoflurano (5% per l'induzione, 1,5% per il mantenimento, con un flusso di ossigeno di 1,0 L/min tramite un vaporizzatore calibrato).
    NOTA: Confermare l'anestesia profonda in assenza del riflesso di astinenza del pedale. Tutte le procedure chirurgiche devono essere eseguite solo dopo che il topo ha raggiunto uno stato di anestesia profonda.
  6. Rasi il pelo sull'area dorsale sinistra del fianco.

2. Procedura chirurgica

  1. Modello uIRI (Giorno 0)
    1. Posiziona il topo nel decubito laterale destro per esporre il fianco sinistro.
    2. Effettuare un'incisione longitudinale cutanea da 1 cm a 1,5 cm sulla parte sinistra della schiena, seguita da un'incisione muscolare per entrare nello spazio retroperitoneale.
    3. Spingi delicatamente il rene sinistro con un cotton fioc sterile umido con soluzione salina.
      NOTA: Il rene dovrebbe essere mosso solo manipolando il cuscinetto adiposo perirenale o utilizzando cotton fiobs sterili. Le pinze non dovrebbero mai toccare la superficie renale.
    4. Dissezionare con cura il pedicolo renale utilizzando pinze a punta fine per isolare l'arteria renale e la vena dal tessuto connettivo circostante.
    5. Clampare il pedicholo renale sinistro usando una microclip vascolare non traumatica per indurre l'ischemia.
      NOTA: La dissezione del pedicolo renale deve essere eseguita in modo pulito e completo. La procedura dovrebbe escludere esplicitamente l'uretere dall'applicazione della pinza. Un clamping ureterale involontario indurrebbe una lesione ibrida IRI/Ostruzione Ureterale Unilaterale (UUO), potenzialmente introducendo una componente ostruttiva permanente.
    6. Avvia subito un timer appena si clampa. La durata dell'ischemia è fissata rigorosamente a 28 minuti.
    7. Verifica visivamente l'ischemia: il colore dei reni dovrebbe cambiare da rosso brillante a viola scuro in pochi secondi.
    8. Copri il rene con garze sterili imbevute in soluzione salina calda.
    9. Dopo 28 minuti, rimuovere la pinza per iniziare la reperfusione.
    10. Conferma la reperfusione visiva: il colore renale dovrebbe tornare rosa/rosso entro pochi minuti.
    11. Riporta delicatamente il rene nella cavità addominale.
    12. Chiudi lo strato muscolare con punti assorbibili 5-0 e l'incisione cutanea con punti di nylon 5-0.
  2. Operazione finta (Giorno 0)
    1. Esegui gli stessi passaggi di anestesia, incisione e esternalizzazione renale descritti nel passaggio 2.1.
    2. Disseziona il pedacolo renale ma non clampare i vasi.
    3. Tieni il rene esternizzato per lo stesso periodo (28 minuti) prima di riportarlo nella cavità addominale e chiudere l'incisione.
  3. Chirurgia CNx
    NOTA: Eseguire il CNx 24 ore prima del punto finale programmato di raccolta del campione per ciascun gruppo specifico per valutare la funzione residua del rene danneggiato.
    Per il gruppo di 2 giorni: eseguire CNx il giorno 1 dopo l'IRI.
    Per il gruppo di 5 giorni: eseguire CNx al giorno 4 dopo l'IRI.
    Per il gruppo di una settimana: esegui CNx al giorno 6 dopo l'IRI.
    Per il gruppo di 2 settimane: eseguire CNx al giorno 13 post-IRI.
    Per il gruppo di 3 settimane: eseguire CNx al giorno 20 post-IRI.
    Per il gruppo di 4 settimane: esegui CNx al giorno 27 post-IRI.
    1. Anestetizzare il topo come descritto nel passo 1.5. Poi, radere e disinfettare il fianco dorsale destro.
    2. Fai una piccola incisione sul lato destro per esporre il rene destro.
    3. Esternalizza il rene destro e seziona delicatamente il pedicolo renale.
    4. Lega strettamente il pedicolo renale (arteria, vena e uretere) usando una sutura di seta 4-0 non assorbibile.
    5. Estrae il rene destro distale alla legatura.
      NOTA: Assicurati che non ci sia sanguinamento attivo dal moncone.
    6. Riportare il moncone pediculare nella cavità addominale e chiudere l'incisione come descritto nel passo 2.1.12.
    7. Lascia che il mouse si riprenda su una borsa riscaldante.

3. Cure postoperatorie e monitoraggio

  1. Tieni i topi sulla borsa riscaldante finché non recuperano completamente coscienza e mobilità.
  2. Riporta i topi in gabbie pulite con cibo e acqua facilmente accessibili.
  3. Monitora quotidianamente lo stato di salute dei topi.
    1. Controlla la mortalità ogni giorno.
    2. Monitora cambiamenti nella toelettatura, segni di disagio o dolore e postura.
    3. Ispeziona le incisioni per segni di infezione, infiammazione o deiscenza.

4. Valutazioni post-operatorie

  1. Raccolta di campioni
    NOTA: I topi sono stati sacrificati in momenti temporali designati: 2 giorni, 5 giorni, 1 settimana, 2 settimane, 3 settimane e 4 settimane dopo l'IRI per valutare la progressione della lesione e della fibrosi.
    1. Anestesiare i topi con isoflurano al 3%.
    2. Raccogliere campioni di sangue per l'analisi biochimica del siero (se necessario).
    3. Eutanasia dei topi tramite lussazione cervicale.
    4. Preleva rapidamente il rene sinistro (ferito).
    5. Separare il tessuto renale: fissare una porzione in paraformaldeide commerciale al 4% per l'analisi istologica, e congelare il tessuto rimanente in azoto liquido e conservare a -80 °C per l'analisi molecolare.
  2. Lavorazione e sezionamento dei tessuti
    1. Disidratare, trasparire e immergere i tessuti fissi nella cera di paraffina, seguendo rigorosamente il protocollo di elaborazione dei tessuti descritto da Feldman eWolfe 8.
    2. Tagliare i blocchi di paraffina a uno spessore di 4 μm utilizzando un microtomo rotante.
    3. Montare le sezioni di tessuto su vetrine di vetro e cuocerle a 60 °C per 2 ore per garantire l'adesione del tessuto.
  3. Colorazione di ematossilina ed eosina (H&E)
    1. Deparafinizza i vetri tissutali nello xilene e reidrati attraverso una serie decrescente di etanolo gradato fino all'acqua distillata.
    2. Eseguire la colorazione H&E per valutare il danno morfologico. Esegui le fasi di colorazione e lavaggio esattamente come descritto nel protocollo standardizzato di Feldman eWolfe 8.
    3. Disidratare, trasparentare e copriscire le vetrine tinte usando un mezzo di montaggio resinoso.
  4. Colorazione tricroma di Masson
    1. Deparafinizza e reidrata le sezioni di tessuto in acqua distillata.
    2. Applicare i coloranti mordenti, nucleari, citoplasmici e di collagene in modo sequenziale per valutare la deposizione di collagene e la fibrosi renale. Segui i tempi esatti di incubazione dei reagenti e i passaggi di lavaggio descritti da Islam eKumar 9.
    3. Risciacquare, disidratare, pulire e coprire le vetrine per una valutazione microscopica.
  5. Immunoistochimica (IHC)
    1. Deparafinizza e reidrata le sezioni di tessuto.
    2. Eseguire il recupero dell'epitopo indotto dal calore utilizzando un tampone di citrato di sodio da 10 mM contenente 0,05% di Tween-20 (pH 6,0) come descritto da Magaki et al.10.
    3. Bloccare l'attività endogena della perossidasi incubando le sezioni in perossido di idrogeno al 3%.
    4. Bloccare i siti di legame aspecifici usando albumina sirica bovina al 5% in PBS per 30 minuti a temperatura ambiente.
    5. Incubare le sezioni con l'anticorpo primario anti-alfa-muscolo liscio actina (α-SMA) (diluizione 1:400) durante la notte a 4 °C.
    6. Lava le vetrine e incubale con l'anticorpo secondario per 1 ora a temperatura ambiente.
    7. Visualizza l'antigene bersaglio usando DAB e controcolora con ematossilina, seguendo i passaggi procedurali forniti da Magaki et al.10.
    8. Disidratare, pulire e coprire le vetrine per l'imaging finale.

5. Analisi statistica

  1. Presentare tutti i dati quantitativi come media ± deviazione standard (SD).
    NOTA: Le analisi statistiche e la generazione di grafi sono state effettuate utilizzando il software GraphPad Prism versione 10.0. Le differenze tra più gruppi rispetto a un singolo gruppo di controllo (Sham) sono state analizzate utilizzando un'Analisi Ordinaria Unidirezionale della Varianza (ANOVA) seguita dal test di confronto multiplo di Dunnett. Un P-valore di < 0,05 è stato considerato statisticamente significativo (*P < 0,05, **P < 0,01, ***P < 0,001, ****P. < 0,0001). NS indica nessuna differenza significativa.

Accesso limitato. Accedi o avvia una prova gratuita per visualizzare questo contenuto.

Risultati

Durante tutto il periodo sperimentale, il tasso complessivo di sopravvivenza è stato del 100% sia per il gruppo Sham che per il gruppo uIRI (n = 4 per ogni momento temporale). Non è stata osservata mortalità né durante l'intervento iniziale uIRI né durante la successiva procedura CNx ritardata. Questo risultato conferma l'elevato profilo di sicurezza e l'affidabilità di questo protocollo a due stadi rispetto ai modelli bilaterali di ischemia, che tipicamente soffrono di una significativa...

Accesso limitato. Accedi o avvia una prova gratuita per visualizzare questo contenuto.

Discussione

Il presente studio descrive un protocollo standardizzato per stabilire un modello murino di fibrosi interstiziale renale utilizzando uIRI, seguito da CNx eseguito 24 ore prima del punto finale dello studio. Lo screening istologico dinamico ha rivelato fasi patologiche distinte: necrosi tubolare acuta caratterizzata da un picco di incidenza entro i giorni 2–5, seguita da fibrogenesi attiva e attivazione dei miofibroblasti al picco tra 1–2 settimane, e in particolare, tra la 3.00.00.000 se...

Accesso limitato. Accedi o avvia una prova gratuita per visualizzare questo contenuto.

Dichiarazioni

Gli autori dichiarano di non avere interessi in competizione.

Ringraziamenti

Questo studio è stato sostenuto dalla National Natural Science Foundation of China (82373042), dal Joint Innovation Team for Clinical & Basic Research (202409) e dalla Natural Science Foundation della provincia di Shandong (ZR2022QH291 ZR2025MS1199).

Accesso limitato. Accedi o avvia una prova gratuita per visualizzare questo contenuto.

Materiali

Elenco dei materiali utilizzati in questo articolo
NomeAziendaNumero di catalogoCommenti
Anti-α-SMA AntibodyProteintech14395-1-APAnticorpo primario utilizzato nell'IHC per rilevare l'espressione di SMA (alfa-SMA) e valutare l'attivazione dei miofibroblasti
Kit per il saggio per l'azoto dell'urea nel sangue (BUN)Istituto di Ricerca Biotecnologica Jiancheng di Nanchino Co., Ltd.C013-2-1Utilizzato per quantificare i livelli sierici di BUN per valutare la funzione renale residua
Kit per il test sulla creatinina (CRE)Istituto di Ricerca Biotecnologica Jiancheng di Nanchino Co., Ltd.C011-2-1Utilizzato per quantificare i livelli di creatinina sierica per valutare la funzione renale residua
Sistema di anestesia gassolentaNanjing Calvin Biotechnology Co., Ltd.KW-MZJ-4Equipaggiato con isoflurano per anestesia generale
GraphPad Prism SoftwareGraphPad Software, Inc.N/AUtilizzato per l'analisi statistica e la rappresentazione grafica dei dati (https://www.graphpad.com)
Sistema di monitoraggio omeotermicoScienza della CondottaCS-HS-0001Dotato di una sonda rettale per il monitoraggio e la regolazione continua e a circuito chiuso della temperatura corporea del nucleo
ImageJ SoftwareIstituti Nazionali di SaluteN/ASoftware open source utilizzato per la quantificazione morfometrica delle aree fibrotiche e del segnale IHC
IsofluranoRWD Life Science Co., Ltd R510-22Agente anestetico inalante usato durante le procedure chirurgiche
Masson' s Kit per la Colorazione TrichromeBeyotimeC0189MPer quantificare la deposizione di collagene
Micro-clip vascolare non traumaticaROBOZ SURGICAL INSTRUMENT CO.RS-5481TUsato per clampare il pedacolo renale per 28 minuti
Paraformaldeide (4%)Beyotime Biotech IncP0099-100mlUtilizzato per la fissazione rapida di campioni di tessuto renale prelevati
Tampone di citrato di sodio (10 mM, pH 6,0)Thermo Fisher Scientific Inc. 005000Utilizzato per il prelievo di epitopi indotto dal calore prima della colorazione immunoistochimica
Microscopio chirurgico stereotassicoBeijing Zhongtian Guangzheng Technology Co., Ltd.TS-39NKUtilizzato per eseguire la chirurgia IRI

Riferimenti

  1. Lameire, N. H., et al. Acute kidney injury: An increasing global concern. Lancet. 382 (9887), 170-179 (2013).
  2. Sharfuddin, A. A., Molitoris, B. A. Pathophysiology of ischemic acute kidney injury. Nat Rev Nephrol. 7 (4), 189-200 (2011).
  3. Eltzschig, H. K., Eckle, T. Ischemia and reperfusion--from mechanism to translation. Nat Med. 17 (11), 1391-1401 (2011).
  4. Bonventre, J. V., Yang, L. J. T. Cellular pathophysiology of ischemic acute kidney injury. J Clin Invest. 121 (11), 4210-4221 (2011).
  5. Venkatachalam, M. A., Weinberg, J. M., Kriz, W., Bidani, A. K. Failed tubule recovery, AKI-CKD transition, and kidney disease progression. J Am Soc Nephrol. 26 (8), 1765-1776 (2015).
  6. Ferenbach, D. A., Bonventre, J. V. J. N. R. N. Mechanisms of maladaptive repair after AKI leading to accelerated kidney ageing and CKD. Nat Rev Nephrol. 11 (5), 264-276 (2015).
  7. Wei, Q., Dong, Z. J. Mouse model of ischemic acute kidney injury: Technical notes and tricks. Am J Physiol Renal Physiol. 303 (11), F1487-F1494 (2012).
  8. Feldman, A. T., Wolfe, D. Tissue processing and hematoxylin and eosin staining. Methods Mol Biol. 1180, 31-43 (2014).
  9. Islam, M. A., Kumar, S. Masson's trichrome staining technique to evaluate tissue fibrosis. Methods Mol Biol. 2983, 91-100 (2026).
  10. Magaki, S., Hojat, S. A., Wei, B., So, A., Yong, W. H. An introduction to the performance of immunohistochemistry. Methods Mol Biol. 1897, 289-298 (2019).
  11. Marschner, J. A., Schäfer, H., Holderied, A., Anders, H. J. Optimizing mouse surgery with online rectal temperature monitoring and preoperative heat supply: Effects on post-ischemic acute kidney injury. Plos One. 11 (2), e0149489(2016).
  12. Lu, X., et al. C57BL/6 and 129/Sv mice: genetic difference to renal ischemia-reperfusion. J Nephrol. 25 (5), 738-743 (2012).
  13. Wei, Q., Wang, M. H., Dong, Z. J. Differential gender differences in ischemic and nephrotoxic acute renal failure. Am J Nephrol. 25 (5), 491-499 (2005).
  14. Skrypnyk, N. I., Harris, R. C., de Caestecker, M. P. Ischemia-reperfusion model of acute kidney injury and post injury fibrosis in mice. J Vis Exp. (78), e50495(2013).
  15. Chou, Y. H., et al. Methylation in pericytes after acute injury promotes chronic kidney disease. J Clin Invest. 130 (9), 4845-4857 (2020).
  16. La Russa, A., et al. Kidney fibrosis and matrix metalloproteinases (MMPs). Front Biosci (Landmark Ed). 29 (5), 192(2024).
  17. Fu, Y., et al. Rodent models of AKI-CKD transition. Am J Physiol Renal Physiol. 315 (4), F1098-F1106 (2018).
  18. Soranno, D. E., et al. Matching human unilateral AKI, a reverse translational approach to investigate kidney recovery after ischemia. J Am Soc Nephrol. 30 (6), 990-1005 (2019).
  19. Lourenço, B. N., et al. Development of a model of tubulointerstitial fibrosis using transient unilateral renal ischemia and delayed contralateral nephrectomy in domesticated cats. Comp Med. 74 (4), 274-283 (2024).

Accesso limitato. Accedi o avvia una prova gratuita per visualizzare questo contenuto.

Ristampe e permessi

Tag

Insufficienza renale acutaMalattia renale cronicaAtrofia tubulareFibrosi interstizialeValutazione istologicaValutazione immunoistochimica
Contattaci
Consiglia alla biblioteca

Privacy

Termini di utilizzo

Politiche

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Tutti i diritti riservati.