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Articolo metodologico

Senescenza associata alla neurodegenerazione: valutazione simultanea dell'attività di β-gal e della colorazione di Nissl nelle sezioni istologiche del cervello dei roditori

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⸱

DOI:

10.3791/70676

⸱

17 luglio 2026

 ,  , 
1Laboratorio de Neuroinmunología, Unidad de Investigación en Medicina Experimental, Facultad de Medicina-UNAM, Hospital General de Mexico "Dr. Eduardo Liceaga"

* These authors contributed equally

In questo articolo

Sommario

Questo protocollo è presentato come uno strumento per rilevare l'attività di β-galactosidasi associata alla senescenza, per eseguire la colorazione Nissl per la valutazione simultanea della senescenza e dell'integrità neuronale, e per indagare i legami tra carico di senescenza e neurodegenerazione.

Abstract

La senescenza cellulare è un processo fisiologico caratterizzato da un arresto irreversibile del ciclo cellulare che compromette la rigenerazione e la funzione dei tessuti. Questo fenomeno è emerso come un fattore chiave della neurodegenerazione, alimentato dall'accumulo di cellule senescenti all'interno del sistema nervoso centrale (SNC). Le cellule senescenti acquisiscono un fenotipo secretorio associato alla senescenza (SASP) pro-infiammatorio che sostiene la neuroinfiammazione cronica e disturba il microambiente neuronale. Di conseguenza, processi essenziali come la neurogenesi, la plasticità sinaptica e la sopravvivenza neuronale sono compromessi. Un ampio corpus di letteratura associa la senescenza cellulare a diversi disturbi neurodegenerativi, come il morbo di Parkinson, l'Alzheimer o la sclerosi multipla, e danni acuti correlati al neurone, come l'ischemia cerebrale o il trauma cranico.

La valutazione combinata dell'attività di β-galattosidasi (SA-β-gal) associata alla senescenza e della colorazione di Nissl nelle sezioni istologiche fornisce un approccio completo per valutare simultaneamente la senescenza cellulare e l'integrità neuronale nello stesso contesto tissutale. Questa strategia consente una correlazione spaziale precisa tra l'accumulo di cellule senescenti in specifiche regioni vulnerabili (ad esempio, l'ippocampo o la corteccia) e la perdita neuronale o il danno tissutale. Integrando un marcatore funzionale di senescenza con un indicatore classico di morfologia e densità neuronale, questo approccio rafforza la robustezza interpretativa dell'analisi. Inoltre, consente una caratterizzazione più accurata della relazione tra carico senescente e cambiamenti neurodegenerativi, massimizzando la resa di informazioni da campioni tissutali limitati.

Inoltre, questo protocollo può determinare come si accumula cellule senescenti in risposta a interventi (farmacologici, manipolazione genetica, ecc.) nei modelli di roditori di malattie neurodegenerative, fornendo così uno strumento potente per analizzare questo contributo alla loro fisiopatologia.

Introduzione

La senescenza cellulare è definita da un arresto essenzialmente irreversibile del ciclo cellulare accompagnato da estese alterazionimacromolecolari 1. Inoltre, le cellule senescenti acquisiscono un fenotipo ipersecretorio (SASP), caratterizzato dalla secrezione robusta di una vasta gamma di citochine pro-infiammatorie, fattori di crescita eproteasi. Collettivamente, questi fattori contribuiscono all'istituzione di un microambiente pro-infiammatorio che rafforza la senescenza e influenza l'omeostasi tissutale. Nel SNC centrale, le cellule senescenti si accumulano progressivamente con l'età, in particolare nelle regioni vulnerabili a patologie legateall'età 3. La senescenza cellulare svolge un ruolo significativo nelle alterazioni funzionali associate all'invecchiamento e ai disturbi neurodegenerativi, con il carico delle cellule senescenti che aumenta progressivamente durante l'invecchiamento normale. Molteplici tipi cellulari all'interno del SNC sono suscettibili alla senescenza, inclusi astrociti, microglia, oligodendrociti, neuroni e cellule staminalineurali 4. L'accumulo di evidenze implica la senescenza di queste popolazioni cellulari del SNC nell'etiopatologia di diverse malattie neurodegenerative, tra cui il morbo di Alzheimer, il morbo di Parkinson, la demenza frontotemporale, la sclerosi laterale amiotrofica e la sclerosimultipla 5. I disturbi neurodegenerativi sono stati collegati alla senescenzacellulare 6, e le cellule senescenti hanno dimostrato di accumularsi in prossimità di placche amiloidi-β e grovigli neurofibrillari. Aumenti legati all'età nell'attività SA-β-gal sono stati descritti nei cervelli dei roditori (ad esempio, 3, 8, 17 e 24 mesi), con elevazioni statisticamente significative più evidenti nella coorte più anziana (24 mesi)7.

Diversi studi forniscono importanti spunti sulla relazione tra alterazioni istologiche ed esiti funzionali, come il deterioramento cognitivo e la disregolazione metabolica, in modelli animali patologici che affrontano i correlati funzionali o comportamentali della lesionecerebrale 8,9.

Nonostante ricerche approfondite, non esiste un unico marcatore universale che identifichi in modo affidabile le cellule senescenti distinguendole da altri stati non proliferativi; tuttavia, il marcatore più diffuso della senescenza cellulare è l'enzima lisosomale associata alla senescenza β-galattosasi (SA-β-gal), rilevata al pH 6, un enzima idrolasi che catalizza l'idrolisi dei β-galattidi in monosaccaridi. Un fattore chiave che distingue il pH. La SA-β-gal mostra un'attività ottimale al pH 6, a differenza della β-galactosidasi batterica, che opera a pH 7,4, e della β-galactosidasasi lisosomale endogena, che opera a valori di pH acidi che variano da 3 a 5 7,10.

La densità cellulare e la citoarchitettura cerebrale sono determinanti fondamentali dell'organizzazione e della funzione neurale. La distribuzione spaziale e l'abbondanza di specifiche popolazioni cellulari sono fondamentali per la funzione dei circuiti, e la loro quantificazione accurata è essenziale per studiare condizioni neuropatologiche che coinvolgono vulnerabilità o perdita cellulare selettiva. La colorazione Nissl, un metodo standard nelle neuroscienze, è una tecnica istologica ampiamente utilizzata per valutare la densità neuronale e la citoarchitettura nei tessuti nervosi. Marchettando selettivamente i corpi di Nissl all'interno dei somata neuronali, questo metodo consente una visualizzazione e quantificazione affidabile delle popolazioni neuronali nelle regionicerebrali 11. Oltre alla sua robustezza, la colorazione Nissl si caratterizza per la sua semplicità tecnica, il basso costo e i tempi di lavorazione relativamente brevi, rendendola uno strumento pratico e accessibile per studi neuroanatomici e di neurodegenerazione di routine.

La valutazione combinata della colorazione di Nissl e dell'attività di β-galactosidasi (SA-β-gal) associata alla senescenza all'interno della stessa sezione istologica fornisce un quadro solido e spazialmente risolto per interrogare simultaneamente l'integrità neuronale e il carico cellulare senescente. Questo approccio integrativo consente la mappatura diretta della senescenza a caratteristiche neurodegenerative specifiche per regione, inclusa la perdita neuronale e la perturbazione citoarchitetturale. L'accoppiamento di un marcatore strutturale classico con un indicatore funzionale di senescenza rafforza l'interpretazione dei dati e rivela legami meccanicistici tra accumulo cellulare senescenti e disfunzione tissutale, massimizzando al contempo la resa analitica da campioni limitati.

È importante sottolineare che questa strategia è particolarmente adatta per studi con disponibilità tissutale limitata, disegni longitudinali o basati su interventi (ad esempio, trattamenti senolitici o senomorfi) e analisi specifiche per regione in strutture cerebrali complesse, dove è fondamentale corrispondere la senescenza alla vulnerabilità neuronale.

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Protocollo

Eseguire tutte le procedure sugli animali in conformità con le linee guida istituzionali e nazionali per la cura e l'uso degli animali da laboratorio, e ottenere l'approvazione preventiva dal comitato etico competente. Questo protocollo è conforme all'attuale Standard Ufficiale Messicano per la Cura e l'Uso degli Animali da Laboratorio (NOM-062-ZOO-1999 (Muñoz, 2001)), alla revisione e approvazione preventiva da parte dei Comitati di Etica e Ricerca, e del Comitato Istituzionale per la Cura e l'Uso degli Animali (CICUAL) della Facultad de Medicina, Universidad Nacional Autónoma de México (FM/DI/039/2023, CICUAL-009-2023). Gli animali venivano forniti dal vivario dell'Unidad de Medicina Experimental, Facultad de Medicina.

NOTA: Per consentire la valutazione simultanea dell'attività di β-galactosidasi (SA-β-gal) associata alla senescenza e della colorazione con Nissl nel tessuto cerebrale dei roditori, questo protocollo impiega cervelli di roditori fissati al 4% di paraformaldeide che vengono criosezionati a -20 ± 1 °C. Tutte le sezioni vengono prima valutate per l'attività SA-β-gal (passo 1), poi colorate con Nissl (fase 2) e successivamente montate con un mezzo di montaggio antifade (passo 3). Una volta lavorate, le vetrine vengono esaminate al microscopio ottico a campo chiaro, permettendo l'acquisizione di immagini ad alta risoluzione delle regioni di interesse per ulteriori analisi.

1. Preparazione delle sezioni tissutali e rilevamento dell'attività di β-galattosidasi (SA-β-gal) associata alla senescenza

  1. Preparazione delle sezioni cerebrali
    1. Ottenere il cervello tramite perfusione transcardiaca con paraformaldeide al 4% seguendo il protocollo precedentemente descritto da Wu et al., 202112. Trasferire i cervelli in soluzione salina tamponata con fosfato (PBS) contenente azide di sodio allo 0,01% per una conservazione a lungo termine a 4 °C.
    2. Per procedere con il protocollo, si posiziona il cervello in una soluzione al 30% di saccarosio, aspetta che affondi sul fondo, poi conserva il cervello a -20-80 °C. Questo protocollo può essere utilizzato in diversi tessuti cerebrali di roditori (ad esempio, ratto, topo, cavia) e congelato nel 2-metilbutano.
    3. Criosezione del tessuto a -20 ± 1 °C per ottenere sezioni uniformi incorporate in un composto a temperatura di taglio ottimale (O.C.T.) (spessore 20–40 μm) e montato su vetrine di vetro rivestite di gelatina.
    4. Montare le sezioni su vetrini di vetro e conservare in condizioni fredde fino all'uso.
  2. Rilevamento di attività di β-galactosidasi (SA-β-gal) associata alla senescenza.
    1. Prepara la soluzione di colorazione SA-β-gal fresca il giorno dell'uso dalle soluzioni mostrate nella Tabella 1.
    2. Regolare la soluzione a pH 6,0 per garantire la specificità dell'attività SA-β-gal.
      NOTA: Prepara la soluzione di colorazione SA-β-gal prima dell'uso; Evita di pre-miscelare in una soluzione acquosa.
      Il 5-bromo-4-cloro-3-indolil-β-D-galactopiranoside (X-Gal) non è stabile in soluzione acquosa.
  3. Bilancia la temperatura dei vetri di tessuto.
    1. Rimuovi le vetrine dal deposito frigorifero.
    2. Metti le vetrine in un barattolo di Coplin e lasciale equilibrare a temperatura ambiente (RT) per 5 minuti.
    3. Idrata le sezioni aggiungendo abbastanza PBS per coprire le vetrine nel barattolo Coplin.
    4. Posiziona le slide su uno shaker orbitale a bassa velocità per 5 minuti a RT.
    5. Ripeti il lavaggio una volta.
  4. Prepara le vetrine per le macchie.
    1. Rimuovi delicatamente l'eccesso di PBS dai bordi del diavolo usando carta assorbente.
    2. Disegna una barriera idrofobica intorno a ogni sezione usando una barriera idrorepellente, evitando il contatto con il tessuto.
  5. Eseguire la colorazione SA-β-gal
    1. Metti i vetri in una camera di umidità.
    2. Con una micropipetta, aggiungere circa 200 μL di soluzione di colorazione per sezione, assicurando una copertura completa del tessuto.
    3. Incubare a 37 °C per 48 ore.
    4. Dopo l'incubazione, rimuovere la soluzione di macchia usando carta assorbente.
    5. Metti le vetrino in un barattolo di Coplin e aggiungi PBS per coprire le vetrine, e applica una delicata agitazione su uno shaker orbitale a bassa velocità per 5 minuti a RT.
      NOTE: Non utilizzare un incubatore CO₂. Procedi immediatamente alla tintura Nissl.

2. Colorazione Nissl

  1. Prepara la soluzione operativa Nissl.
    1. Prepara soluzioni stock come descritto nella Tabella 2.
    2. Dalle soluzioni standard, preparare la soluzione di lavoro Nissl mescolando 15 mL di soluzione di cresyl violet con 85 mL di tampone in acetato.
    3. Filtrare la soluzione per rimuovere i precipitati con carta filtrante (grado 4, poro di 20-25 μm).
    4. Dopo la soluzione filtrante, preriscaldare a 37 °C per almeno 30 minuti (o 40–43 °C in un bagno d'acqua).
    5. Aggiungi 10 gocce di acido acetico 0,1 M immediatamente prima di usarle alla soluzione di lavoro Nissl.
      NOTA: Usa la soluzione operativa Nissl fino a quattro volte nello stesso giorno; Non conservare durante la notte.
    6. Prepara etanolo acidificato aggiungendo 95 mL di etanolo assoluto in una fiaschetta volumetrica e aggiungendo 15 gocce di acido acetico 0,1 M. Porta a 100 mL con acqua distillata e mescola bene.
  2. Precondiziona i carrelli.
    1. Metti le vetrine in un barattolo di Coplin e aggiungi PBS se necessario per coprire le vetrine e incubare a 37 °C per 5 minuti.
  3. Sezioni di macchia.
    1. Immergi con attenzione i vetri nella soluzione Nissl preriscaldata, slide per slide.
    2. Incubare i vetrini per 5–20 minuti in soluzione Nissl.
      NOTA: Il tempo dipende dallo spessore del tessuto. Monitora la macchia ogni 5 minuti finché non appare un colore viola intenso.
  4. Lava le sezioni.
    1. Risciacqua delicatamente i vetri in acqua distillata per 1 minuto. Trasferisci ai vetri presso il barattolo Coplin con acqua distillata fresca per un minuto aggiuntivo.
    2. Valuta la qualità delle macchie. Osservare le vetrine sotto un microscopio a campo chiaro (obiettivo 10×).
    3. In un microscopio a campo chiaro, confermare una colorazione intensa di puntiche viola con sfondo minimo.
      NOTA: Se il fondo è eccessivo, immergi i vetrini in etanolo acidificato al 95% per 10 secondi.
    4. Trasferisci immediatamente all'etanolo assoluto per 10 secondi per fermare la differenziazione.
      NOTA: Ritenere se necessario, ripetendo i passaggi di colorazione (8.1-9.3) se la colorazione è debole.
  5. Disidrata e libera i vetri.
    1. Immergi i diapositive nello xilene per almeno 5 minuti (fino a 2 ore se necessario)
      NOTA: Lavora velocemente, perché i tessuti si disidratano entro ~2 minuti.

3. Montaggio

  1. Prepara il mezzo di montaggio
    1. Miscela 8 mL di mezzo da montaggio con 2 mL di xilene.
      NOTA: Prepara solo il volume richiesto; Il mezzo di montaggio si indurisce rapidamente.
    2. Rimuovi le vetrine dallo xilene e tampona delicatamente i bordi. Metti i diapassi su una superficie piana.
    3. Applica ~120 μL del mezzo di montaggio sul tessuto.
    4. Posiziona lentamente la copertura da un lato per evitare bolle.
  2. Asciuga le diapositive e acquisisci le immagini.
    1. Lascia asciugare le vetrine per almeno 5 minuti a RT.
    2. Osserva al microscopio a campo chiaro e acquisisci immagini delle regioni di interesse.
    3. Dopo il montaggio, l'asciugatura completa del materiale di montaggio richiede un tempo prolungato (24 ore).
  3. Conserva le diapositive.
    1. Conserva le diapositive da RT per una conservazione a lungo termine (per molti mesi).

4. Quantificazione del carico di senescenza

NOTA: Questo approccio viene applicato come valutazione qualitativa; tuttavia, quando richiesto dal disegno dello studio, può essere esteso per includere l'analisi quantitativa.

  1. Definire il carico di senescenza come l'abbondanza relativa di cellule β-galactosidasi (SA-β-gal)–positive associate alla senescenza all'interno di una regione di interesse (ROI) definita. Esprimi questa metrica come percentuale di celle positive rispetto al numero totale di celle, oppure come densità di celle positive per unità di area (celle/mm2).
  2. Seleziona la regione di interesse (ROI). Identificare i ROI basandosi su punti di riferimento neuroanatomici standardizzati utilizzando un atlante cerebrale appropriato per la specie e l'età. Le regioni raccomandate includono sottocampi ippocampali (CA1, CA3, giro dentato) e aree corticali con organizzazione laminare definita.
    1. Seleziona 3–5 campi non sovrapposti per ROI per sezione.
    2. Analizzare almeno 2–3 sezioni per animale, distanziate a intervalli anatomici costanti.
    3. Mantieni la stessa dimensione e forma del ROI su tutti i campioni.
    4. Acceca l'operatore alle condizioni sperimentali durante la selezione del ROI per minimizzare il bias.
  3. Acquisire immagini.
    1. Acquisire immagini utilizzando un microscopio a campo chiaro equipaggiato con una fotocamera digitale in condizioni standardizzate:
      1. Usa ingrandimenti costanti (ad esempio, 10× per una panoramica regionale, 20× o 40× per la quantificazione).
      2. Mantieni un'illuminazione, tempi di esposizione e bilanciamento del bianco costanti su tutti i campioni.
      3. Evitare la saturazione del segnale SA-β-gal (blu) e assicurarsi una chiara visualizzazione della colorazione Nissl (viola).
      4. Salva le immagini in un formato lossless (ad esempio, TIFF) per l'analisi a valle.
  4. Pre-elabora le immagini.
    1. Eseguire la pre-elaborazione utilizzando software di analisi delle immagini (ad esempio, ImageJ/Fiji)13.
      1. Converti le immagini in formato RGB se necessario.
      2. Applica una sottrazione di fondo per correggere l'illuminazione irregolare.
      3. Normalizzare il contrasto in modo uniforme su tutte le immagini senza alterare l'intensità relativa del segnale.
      4. Evita l'overprocessing che potrebbe distorcere i confini del segnale.
  5. Identificare le cellule SA-β-gal-positive.
    1. Definire le cellule positive in base alla presenza di un precipitato blu distinto localizzato all'interno del citoplasma. Usa la soglia di colore per isolare il segnale blu (ad esempio, intervalli di tonalità/saturazione/intensità determinati empiricamente).
    2. Validare le soglie utilizzando controlli negativi (tessuti giovani o non trattati) per escludere la colorazione di fondo.
  6. Confermare la coerenza morfologica con i profili cellulari osservati nella colorazione di Nissl.
  7. Approcci di quantificazione
    1. Quantificazione basata su cellule: contare manualmente le celle SA-β-gal-positive o utilizzando strumenti semi-automatizzati. Determina il numero totale di celle all'interno dello stesso ROI utilizzando la colorazione Nissl.
    2. Esprimi i risultati come:
      Carico di senescenza (%) = (cellule SA-β-gal-positive/Cellule totali) ' 100
    3. Quantificazione basata sulla densità: calcola il numero di celle SA-β-gal–positive per unità di area:
      Densità cellulare = Celle positive/area ROI (mm2)
    4. Definizione delle soglie e controlli: Stabilire empiricamente le soglie di rilevamento:
    5. Usa i controlli negativi per definire i livelli del segnale di sfondo.
    6. Includere controlli positivi (ad esempio, tessuto cerebrale invecchiato o modelli indotti dallo stress) per convalidare la sensibilità.
    7. Applica le stesse soglie su tutti i campioni all'interno di un esperimento. Documenta tutti i parametri di soglia per garantirne la riproducibilità.

5. Normalizzazione dei dati e analisi statistica

  1. Normalizzare il carico di senescenza per tenere conto delle differenze regionali nella densità cellulare; utilizzare la colorazione Nissl per stimare il numero totale di cellule per ROI—misurazioni medie tra ROI, sezioni e animali. Eseguire analisi statistiche utilizzando test appropriati (ad esempio, t-test, ANOVA) a seconda del disegno sperimentale.
  2. Riporta i dati come media ± SEM o SD, specificando il numero di repliche biologiche (n).
  3. Ciecamento e riproducibilità: Eseguire tutte le analisi di quantificazione in condizioni di cieco. Validare la riproducibilità con: (a) Analisi indipendente da parte di almeno due osservatori, oppure (b) Rianalisi di un sottoinsieme di immagini per valutare la variabilità intra-osservatore.
  4. Limitazioni della strategia di quantificazione: interpretare i risultati quantitativi insieme a marker complementari, dove possibile. Inoltre, la variabilità nell'intensità della colorazione tra sezioni può influenzare la quantificazione basata sulla soglia e dovrebbe essere accuratamente controllata.

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Risultati

L'applicazione combinata della colorazione β-galactosidasasi associata alla senescenza (SA-β-gal) e della colorazione Nissl consente la visualizzazione simultanea del carico cellulare senescente e della citoarchitettura neuronale all'interno della stessa sezione cerebrale.

Dopo la procedura di colorazione SA-β-gal (passo 1), esaminare le vetrine al microscopio a campo chiaro. La colorazione riuscita è indicata dalla presenza di un precipitato blu distinto loca...

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Discussione

Attualmente, la limitata disponibilità di strumenti robusti e specifici per identificare, isolare e rimuovere selettivamente le cellule senescenti nel SNC rimane un ostacolo importante agli studi meccanicistici. Questa lacuna metodologica limita la nostra capacità di separare i contributi causali della senescenza cellulare alla neuropatologia dalla semplice correlazione con la progressione della malattia. Il flusso di lavoro presentato qui combina la rilevazione enzimatica SA-β-gal con l...

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Dichiarazioni

Gli autori non hanno nulla da rivelare.

Ringraziamenti

Questo lavoro è stato supportato dai programmi della Dirección General de Asuntos del Personal Académico, UNAM (PAPIIT IN224624), e dalla Secretaría de Ciencia, Humanidades, Tecnología e Innovación (SECIHTI) Ciencia de Frontera CBF-2025-I-1337 e UNAM Posdoctoral Program (POSDOC). RJRC ha ricevuto il numero di borsa di studio 1020262 dal CONAHCyT. VSV ha ricevuto una borsa post-dottorato dal Programa de Becas Postdoctorales, Dirección General de Asuntos del Personal Académico (DGAPA), UNAM.

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Materiali

Elenco dei materiali utilizzati in questo articolo
NomeAziendaNumero di catalogoCommenti
2-metilbutaneSIGMAM32631-500ML
5-bromo-4-cloro-3-indolil β-D-galattopiranoside (X-Gal)PROMEGAV394AConservare a -30 a -10 °C
Acido citricoMERCK251275-5G
Cresil violetto acetatoSIGMAC5042-10G
Montante DPX per istologiaSIGMA06522-500ML
Carta da filtroWhatmanWHA1001929
Acido acetico glacialeSIGMA695092-500ML
Penna idrofobicaMERCKZ672548
Xilolo per istologiaSIGMA534056-500ML
Camera di umiditàSTAINTRAY25501
Cloruro di magnesio anidroSIGMAM8266-100GAggiustare la molarità se si utilizza cloruro di magnesio idratato.
OCTSAKURA FINE TEK4583
Soluzione salina tamponata con fosfati (PBS)SIGMAP4417-50TABSi utilizzano compresse commerciali.
Ferricianuro di potassio (Esacianuroferrato(III) di potassio)SIGMAP8131-100G
Ferrocianuro di potassio (Esacianuroferrato(II) di potassio triidrato)SIGMAP9387-100G
Acido acetico sodico anidroSIGMAS2889-250GAggiustare la molarità se si utilizza acetato di sodio idratato.
Cloruro di sodioSIGMAS9888-2.5KG
Fosfato di sodio (Fosfato di sodio dibasico dodecaidrato)SIGMA71649-500G

Riferimenti

  1. Melo Dos Santos, L., et al. Cellular senescence in brain aging and neurodegeneration. Ageing Res Rev. 93, 102141(2024).
  2. Chinta, S. J., et al. Cellular senescence and the aging brain. Exp Gerontol. 68, 3-7 (2015).
  3. Baker, D. J., Petersen, R. C. Cellular senescence in brain aging and neurodegenerative diseases: evidence and perspectives. J Clin Invest. 128 (4), 1208-1216 (2018).
  4. Kuźniar, J., et al. Connections between cellular senescence and Alzheimer’s disease—a narrative review. Int J Mol Sci. 26 (17), 8638(2025).
  5. Martínez-Cué, C., Rueda, N. Cellular senescence in neurodegenerative diseases. Front Cell Neurosci. 14, 16(2020).
  6. Wang, Y., et al. The role of cellular senescence in neurodegenerative diseases. Arch Toxicol. 98 (8), 2393-2408 (2024).
  7. Piechota, M., et al. Is senescence-associated β-galactosidase a marker of neuronal senescence? Oncotarget. 7 (49), 81099-81109 (2016).
  8. Zhang, H., et al. Mangiferin alleviated poststroke cognitive impairment by modulating lipid metabolism in rats with cerebral ischemia/reperfusion. Eur J Pharmacol. 977, 176724(2024).
  9. Hussain, M. S., et al. Autophagy and cellular senescence in Alzheimer’s disease: key drivers of neurodegeneration. CNS Neurosci Ther. 31 (7), e70503(2025).
  10. Si, Z., Sun, L., Wang, X. Evidence and perspectives of cell senescence in neurodegenerative diseases. Biomed Pharmacother. 137, 111327(2021).
  11. Meystre, J., et al. Cell density quantification of high resolution Nissl images of the juvenile rat brain. Front Neuroanat. 18, 1463632(2024).
  12. Wu, J., et al. Transcardiac perfusion of the mouse for brain tissue dissection and fixation. Bio Protoc. 11 (5), (2021).
  13. Lozano-Gerona, J., García-Otín, Á-L. ImageJ-based semiautomatic method to analyze senescence in cell culture. Anal Biochem. 543, 30-32 (2018).
  14. Huang, W., et al. Cellular senescence: the good, the bad and the unknown. Nat Rev Nephrol. 18 (10), 611-627 (2022).
  15. Zeng, W. -J., et al. A novel inflammation-related lncRNAs prognostic signature identifies LINC00346 in promoting proliferation, migration, and immune infiltration of glioma. Front Immunol. 13, 810572(2022).

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