Tutti gli esperimenti sugli animali sono stati condotti in rigorosa conformità con le linee guida etiche stabilite dal Comitato Etico della Ricerca Animale del Primo Ospedale Affiliato dell'Università Medica dello Xinjiang (Approvazione n.: IACUC-20231121-13) e in conformità con la guida dei National Institutes of Health (NIH) per la cura e l'uso degli animali da laboratorio (edizione 2011). Inoltre, questo studio è stato condotto in conformità con le linee guida ARRIVE. Tutte le forniture (reagenti, consumabili, apparecchiature e software) e le relative informazioni di produttore e numeri di catalogo sono fornite nella Tabella dei Materiali per facilitarne la riproducibilità.
1. Coltura batterica
I ceppi di riferimento di Porphyromonas gingivalis e Fusobacterium nucleatum (identificatori di ceppo forniti nella Tabella dei Materiali) sono stati gestiti in condizioni anaerobiche. Le colture primarie sono state stabilite su piastre agar di sangue Columbia pre-ridotte e incubate anaerobicamente (85% N₂, 10% H₂ e 5% CO₂) a 37 °C per 48 ore. Per le preparazioni sperimentali, una singola colonia ben isolata è stata inoculata in un brodo di infusione cerebrale da 40 mL e incubata in condizioni anaerobiche identiche fino alla crescita della fase centrale logaritmica (OD660 = 0,6–0,8). Per minimizzare l'esposizione all'ossigeno, sono stati eseguiti passaggi di inoculazione e trasferimento all'interno di una postazione di lavoro anaerobica utilizzando mezzi e strumenti pre-ridotti. Le concentrazioni batteriche sono state standardizzate a 1 × 108 CFU/mL per l'esposizione animale utilizzando una quantificazione basata su OD660 con una curva standard OD–CFU specifica per ceppo, generata nelle stesse condizioni di coltura; La curva di calibrazione è stata stabilita tramite diluizione seriale e conteggio delle colonie su piastre di agar anaerobico con almeno tre calibrazioni indipendenti. Per gli studi da infezione da trofoblasti, le sospensioni batteriche sono state quantificate utilizzando un metodo di enumerazione validato e diluite in un mezzo di coltura completa senza antibiotici per ottenere la molteplicità specificata di infezione (MOI) immediatamente prima della co-coltura.
2. Abitazione e raggruppamento degli animali
I topi specifici senza patogeno C57BL/6J (n = 90; 60 femmine, 30 maschi) di età compresa tra 6 e 7 settimane sono stati ospitati in condizioni controllate (22 °C ± 2 °C, 60% ± 10% di umidità, ciclo di luce di 12 ore) con accesso ad libitum a cibo e acqua. Dopo una settimana di acclimatazione, i topi sono stati distribuiti casualmente in sei gruppi sperimentali (n = 15/gruppo): controllo normale (NC), CAP con P. gingivalis (AP), CAP con F. nucleatum (AF), iniezione fisiologica normale nella vena caudale (VN), iniezione della vena caudale di P. gingivalis (VP) e iniezione della vena caudale di F. nucleatum (VF). Sono state registrate randomizzazioni e allocazioni della gabbia per minimizzare il bias di allocazione e i potenziali effetti della gabbia.
3. Istituzione del modello CAP
Tutte le procedure chirurgiche sono state eseguite in condizioni asettiche. L'anestesia è stata indotta tramite somministrazione intraperitoneale di pentobarbital sodio (1,62 mg/30 g di peso corporeo) combinata con solfato di atropina (12,5 μg/30 g di peso corporeo), e una profondità anestetica adeguata è stata confermata dall'assenza del riflesso di ritiro del pedale. I topi sono stati posizionati supino su un tappeto riscaldante per mantenere la temperatura corporea, e la bocca è stata delicatamente aperta per consentire una visualizzazione stabile dei primi molari mascellari bilaterali. Sotto ingrandimento, le camere pulpari dei primi molari mascellari bilaterali sono state aperte utilizzando una bura rotonda sterile, seguita dalla rimozione del tessuto polpale coronale con micro-strumenti sterili. Gli orifizi canalari sono stati identificati utilizzando una piccola lima endodontica (dimensioni 06–10), e i canali sono stati negoziati delicatamente per ottenere una patenza evitando una forza eccessiva e minimizzare il rischio di perforazione. La camera veniva risciacquata con soluzione salina sterile (o PBS sterile) e asciugata con punte di carta sterili prima dell'inoculazione.
L'inoculazione batterica è stata eseguita utilizzando una sospensione standardizzata a 1 × 108 CFU/mL. Per rendere il dosaggio riproducibile, il volume somministrato era fissato operativamente a 2 μL per dente (circa 2 × 105 CFU per dente), somministrato utilizzando una punta calibrata per micropipetta posizionata all'ingresso della camera. Una punta di carta sterile assorbente, pre-ammollata con la stessa sospensione, veniva poi inserita nella camera della polpa per mantenere un'esposizione localizzata. Il parto riuscito è stato confermato da una visibile bagnazione della punta della carta e dall'assenza di perdite nella cavità orale. Dopo l'inoculazione, la camera veniva asciugata all'aria finché non rimaneva più liquido visibile, quindi sigillata con un adesivo dentale a cura leggera (20 s), seguita da un restauro utilizzando un composito in resina fluida e lucida (20 s). L'integrità della guarnizione è stata confermata tramite ispezione visiva e lievi sonde; i restauri che mostravano lacune o perdite precoce venivano immediatamente risigillati. Sono state fornite analgesia post-procedurale e monitoraggio secondo le linee guida istituzionali per la cura degli animali.
Due settimane dopo, furono ottenute radiografie periapicali per confermare l'istituzione della CAP. L'insediamento riuscito è stato definito da una chiara radiolucenza periapicale con cambiamenti ossei circostanti compatibili con infiammazione periapicale cronica e distruzione ossea. L'accoppiamento è iniziato due settimane dopo l'infezione/l'istituzione del modello.
4. Stabilimento del modello di iniezione delle vene caudali
Le sospensioni batteriche sono state preparate a una concentrazione di 1 × 108 CFU/mL in soluzione salina sterile. I topi sono stati trattenuti e la coda è stata riscaldata per 1–2 minuti per dilatare le vene laterali della coda. Le iniezioni venivano eseguite utilizzando un ago di calibro fine (tipicamente 29–30 G) inserito con la musatura nella vena laterale della coda con un angolo ridotto (circa 10–15°). La corretta posizione endovenosa è stata confermata da un lampo di sangue nel mozzo e un'infusione fluida con bassa resistenza; Un posizionamento non riuscito è stato indicato da una maggiore resistenza e/o formazione di una fiamma sottocutanea, nel qual caso l'infusione è stata interrotta e ripetuta in un sito più prossimale dopo un breve riscaldamento. I topi ricevevano iniezioni giornaliere per tre giorni consecutivi (100 μL per topo ogni volta). Dopo tre giorni, le femmine furono ospitate insieme agli uomini e i tappi vaginali furono controllati la mattina seguente. Dopo la conferma dei tappi vaginali (GD 0,5), le iniezioni sono state somministrate ogni tre giorni (100 μL per topo ogni volta) fino al giorno gestazionale 15.
5. Creazione del modello del topo incinta
Femmina e maschio di topo sono stati ospitati insieme con un rapporto 2:1 (femmina:maschio) durante la notte a partire dalle 20:00 di ogni giorno. La presenza di un tappo vaginale o di un test vaginale spermatozoi-positivo alle 08:00 del mattino successivo era designata come giorno gestazionale (DG) 0,5. Per ogni topo sono stati registrati il peso corporeo iniziale, il peso del prepartum, il peso post-partum, la durata gestazionale, il peso alla nascita neonatale, la dimensione della cucciolata e il numero di nati morti. Sulla base di studiprecedenti 29,30, il parto avvenuto prima del giorno 18,5 è stato definito operativamente come parto pretermine nei topi. Poiché l'accorciamento gestazionale può verificarsi entro l'intervallo di termine, gli esiti della gravidanza sono stati interpretati con attenzione alla distinzione tra il vero parto pretermine e il fenotipo di accorciamento gestazionale.
6. Raccolta e trattamento dei campioni
Al 15° giorno gestazionale, tre topi gravidi per gruppo sono stati selezionati casualmente per il prelievo placentare e vascolare (NC/AP/AF e VN/VP/VF). Dopo l'anestesia indotta da iniezione intraperitoneale di pentobarbital sodio (1,62 mg per 30 g di peso corporeo) e solfato di atropina (12,5 μg per 30 g di peso corporeo), sono stati prelevati campioni di sangue tramite sanguinamento retro-orbitale. I topi venivano soppressi in una camera di anidride carbonica fino a quando la morte non veniva confermata per assenza di respirazione, battito cardiaco e riflesso corneale; La somministrazione di anidride carbonica ha seguito un approccio graduale di riempimento coerente con le linee guida istituzionali per il benessere animale. La biforcazione dell'arteria carotide e i tessuti placentari sono stati raccolti prontamente utilizzando strumenti sterili per ridurre la contaminazione da campioni incrociati. Il tessuto placentare è stato suddiviso in due porzioni: una porzione è stata conservata a −80 °C, mentre l'altra è stata fissata in formalina tamponata neutra al 10% per 24 ore, seguita da disidratazione graduale con etanolo e incorporazione della paraffina. I topi rimanenti sono stati monitorati per il peso corporeo giornaliero, la durata gestazionale, la dimensione della cucciolata e il peso alla nascita neonatale.
7. Coltura cellulare e trattamento
La linea cellulare della trofoblasta umana HTR-8/SVneo è stata coltivata in mezzo RPMI 1640 integrato con siero fetale bovino inattivato al 10% a 37 °C con il 5% di CO₂. Per gli esperimenti di infezione, le cellule HTR-8/SVneo (1 × 106 cellule) in fase di crescita logaritmica sono state seminate in piastre a 6 pozzi e lasciate aderire durante la notte. Prima della sfida batterica, il mezzo veniva sostituito con un mezzo completo senza antibiotici per evitare effetti antibatterici di riportazione durante la co-coltura. Sono state aggiunte sospensioni batteriche di P. gingivalis o F. nucleatum a MOI = 50, e ogni pozzo è stato regolato a un volume finale di 2,5 mL utilizzando un mezzo di coltura completo. Le placche venivano incubate per 24 ore. I supernatanti sono stati raccolti a 24 ore e chiariti con una breve centrifugazione per rimuovere i detriti prima della misurazione delle citochine. Le cellule aderenti sono state lavate due volte con PBS sterile per rimuovere batteri non aderenti e poi processate immediatamente per l'estrazione di RNA o proteine secondo i flussi di lavoro descritti di seguito.
8. Analisi istologica della placenta del topo
I tessuti placentari sono stati fissati in formalina tamponata al 10% di neutro per 24 ore, incorporati in paraffina e sezionati a uno spessore di 4,5 μm. È stata eseguita una colorazione di routine di ematossilina ed eosina (H&E) per esaminare la morfologia placentare. Per la colorazione immunoistochimica, la localizzazione dell'antigene è stata visualizzata utilizzando un substrato perossidasi cromogenico che produce depositi marroni nei siti positivi, seguita da controcolorazione con ematossilina. I controlli negativi sono stati eseguiti sostituendo gli anticorpi primari con siero non immunitario.
Per migliorare la riproducibilità e la trasparenza, la valutazione immunoistochimica utilizzava un approccio di punteggio semi-quantitativo predefinito. L'intensità della colorazione è stata valutata come 0 (nessuna), 1 (debole), 2 (moderata) o 3 (forte), e la percentuale di cellule positive è stata valutata come 0 (<5%), 1 (5–25%), 2 (26–50%), 3 (51–75%) o 4 (>75%). Un punteggio di immunoreattività è stato calcolato moltiplicando i punteggi di intensità e percentuale per ciascun campo. Per ogni placenta, sono stati valutati almeno cinque campi ad alta potenza non sovrapposti provenienti da regioni anatomiche comparabili. La valutazione è stata condotta indipendentemente da due osservatori ciechi sull'assegnazione dei gruppi, e i disaccordi sono stati risolti tramite revisione congiunta.
9. Rilevamento quantitativo in tempo reale per PCR dei segnali del DNA batterico nella biforcazione carotide del topo e nella placenta
Il DNA tissutale è stato estratto utilizzando un flusso di lavoro di estrazione del DNA tissutale basato su colonna di silice. I lisati tissutali sono stati chiariti tramite centrifugazione a 12.000 × g per 5 minuti a 20–25 °C, e i soprannatanti sono stati applicati su colonne di silice per il legame al DNA tramite centrifugazione a 12.000 × g per 1 minuto a 20–25 °C. I passaggi di lavaggio venivano eseguiti secondo il flusso di lavoro, con ogni lavaggio seguito dalla centrifugazione a 12.000 × g per 1 minuto a 20–25 °C. Una centrifuga finale a secco è stata eseguita a 12.000 × g per 2 minuti a 20–25 °C per rimuovere l'etanolo residuo. Il DNA veniva eluzionato in un tampone di eluzione da 50 μL dopo un'incubazione di 2 minuti a 20–25 °C e raccolto tramite centrifugazione a 12.000 × g per 1 minuto a 20–25 °C. Il DNA genomico batterico è stato estratto utilizzando un flusso di lavoro di estrazione del DNA batterico a colonna di silice utilizzando gli stessi parametri di centrifugazione di legaggio/lavaggio/centrifugazione/eluzione, salvo diversa richiesta dal flusso di lavoro.
La concentrazione e la purezza del DNA sono state misurate utilizzando un quantificatore di acidi nucleici a microvolume, e l'integrità è stata verificata tramite elettroforesi su gel di agarosio. I campioni di DNA qualificati sono stati conservati a –20 °C per analisi successive. I geni batterici bersaglio sono stati amplificati e clonati utilizzando primer elencati nella Tabella Supplementare 1, con le condizioni PCR dettagliate nella Tabella Supplementare 2 e nella Tabella Supplementare 3. Le bande bersaglio amplificate sono state purificate, clonate secondo le specifiche della Tabella Supplementare 4 e trasformate in cellule competenti di Escherichia coli DH5α. I ceppi contenenti plasmidi ricombinanti sono stati verificati per garantire sequenze di inserto corrette e il DNA plasmidico è stato estratto per la preparazione standard. Le curve standard sono state generate eseguendo qPCR su standard plasmidi serialmente diluiti contenenti frammenti genici batterici bersaglio. I segnali batterici di P . gingivalis 16S 16S e P . gingivalis 16S nei campioni di biforcazione carotide e placentare sono stati rilevati quantitativamente tramite PCR in tempo reale, con numeri di copie del DNA calcolati dai valori di Ct utilizzando la curva standard. I sistemi e i programmi di reazione sono dettagliati rispettivamente nella Tabella Supplementare 5 e nella Tabella Supplementare 6. Poiché la qPCR indica segnali di DNA batterico piuttosto che vitalità o localizzazione cellulare, le interpretazioni riguardanti la presenza microbica all'interfaccia madre-fetale rimangono caute.
10. Rilevamento ELISA di fattori infiammatori nei campioni di siero dei topi e in supernatori in coltura cellulare
Tutti i reagenti e i campioni sono stati bilanciati a temperatura ambiente prima del test. I livelli sierici di TNF-α e IL-1β sono stati misurati utilizzando i flussi di lavoro ELISA dei topini, mentre i livelli di TNF-α e IL-1β nei supernattivi in coltura cellulare sono stati determinati utilizzando flussi di lavoro ELISA umani, seguendo le procedure del kit. Standard e campioni venivano misurati in pozzi duplicati e venivano generate curve standard per ogni placca. I duplicati tecnici sono stati mediati per ottenere un valore per ogni replica biologica.
11. Altre analisi di biologia molecolare
Per la qRT-PCR, l'RNA totale è stato estratto da cellule coltivate utilizzando un flusso di lavoro di estrazione di RNA a base di fenolo-cloroformio. Dopo la separazione delle fasi, la fase acquosa veniva chiarita tramite centrifugazione a 12.000 × g per 10 minuti a 4 °C, e l'RNA veniva precipitato, lavato e risospeso secondo il flusso di lavoro. La concentrazione di RNA è stata misurata utilizzando un analizzatore di acidi nucleici, e l'integrità dell'RNA è stata valutata tramite elettroforesi su gel di agarosio. È stata eseguita la trascrizione inversa per generare cDNA, e è stata utilizzata una PCR quantitativa in tempo reale per quantificare i livelli di TNF-α e IL-1β di mRNA. Le sequenze di primer sono elencate nella Tabella Supplementare 7, le miscele di reazione nella Tabella Supplementare 8 e i programmi di reazione nella Tabella Supplementare 9.
Per il Western blotting, i lisati proteici provenienti da tessuti placentari di topo o cellule trofoblastiche sono stati chiariti tramite centrifugazione a 12.000 × g per 15 minuti a 4 °C, quantificati e sottoposti a SDS-PAGE, seguiti da trasferimento di membrana e rilevamento basato su anticorpi tramite un flusso di lavoro di imaging a fluorescenza. Il carico proteico uguale è stato fissato a 30 μg per corsia. Le immagini originali a membrana non ritagliate, inclusi i marcatori del peso molecolare, sono state conservate per tutte le macchie presentate nelle figure e sono disponibili DOI: 10.57760/sciencedb.28254. Salvo diversa specificazione, "n" si riferisce a repliche biologiche (animali individuali o colture cellulari indipendenti), mentre le ripetizioni tecniche sono utilizzate per il controllo della qualità e non sostituiscono la replicazione biologica.
12. Analisi statistica
Le analisi statistiche sono state effettuate utilizzando software di analisi statistica e le figure sono state generate tramite software di grafica (elencati nella Tabella dei Materiali). I dati continui normalmente distribuiti sono stati presentati come deviazione media ± standard e analizzati tramite ANOVA unidirezionale con test post hoc appropriati, mentre i dati normalmente distribuiti sono stati espressi come mediana (intervallo interquartile) e analizzati utilizzando il test di Kruskal–Wallis con appropriati confronti a coppie. Le soglie di significatività statistica sono state fissate a P < 0,05, P < 0,01 e P < 0,001. Salvo diversa specificazione, "n" indica repliche biologiche, e repliche tecniche (ad esempio, pozzi ELISA duplicati) venivano mediate per produrre un singolo valore per ogni replica biologica.