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Questo studio ha utilizzato solo dataset pubblici e deidentificati dal database Gene Expression Omnibus (GEO). Poiché il lavoro prevedeva un'analisi secondaria di dati pubblici esistenti e non includeva il contatto diretto dei partecipanti, l'intervento o l'accesso a informazioni personali identificabili, non era richiesta un'approvazione aggiuntiva del comitato etico e un consenso informato.
Sorgenti dati e preelaborazione
Tutti i dati sull'espressione genica e il dataset a singola cellula sono stati ottenuti dal databaseGEO 24. Per il disturbo depressivo maggiore, è stato utilizzato il dataset GSE98793, che comprende campioni di sangue periferico da 128 pazienti e 64 controlli sani. Per la dermatomiosite, i dataset sono stati selezionati in base a criteri predefiniti, tra cui il profiling dell'espressione di Homo sapiens, gruppi di malattia e controllo chiaramente identificabili, annotazioni disponibili per la mappatura sonda-gene e idoneità per l'analisi di scoperta o validazione. Quando una serie GEO conteneva più sottotipi di miopatia infiammatoria, per il presente studio sono stati prelevati solo la dermatomiosi e i campioni di controllo normali. GSE1551, GSE46239 e GSE128470 sono stati utilizzati come dataset di scoperta/addestramento, mentre GSE5370, GSE39454 e GSE11971 sono stati utilizzati come dataset di validazione indipendenti. I dataset analizzati sulla dermatomiosi in questo studio sono stati derivati principalmente da muscoli o tessuti cutanei colpiti piuttosto che dal sangue periferico. I dati a singola cellula per la dermatomiosi sono stati raccolti dal dataset GSE190510.
Le matrici di espressione grezze venivano scaricate dal database GEO insieme ai relativi file di annotazione della piattaforma. Gli ID delle sonde sono stati mappati ai simboli genici ufficiali secondo l'annotazione GPL fornita dal produttore. Le sonde che non potevano essere mappate in modo inequivocabile a un singolo simbolo genetico ufficiale venivano rimosse. Quando più sonde sono state mappate allo stesso gene, venivano collassate a livello genico usando il valore medio di espressione implementato dalla funzione 'avereps' nel pacchetto limma, generando così una matrice di espressione gene per campione.
Per ridurre il bias dipendente dall'intensità e stabilizzare la varianza, è stata applicata la trasformazione log2 quando appropriato secondo la distribuzione dei valori di espressione. La normalizzazione tra array veniva quindi eseguita utilizzando la funzione 'normalizeBetweenArrays' nel pacchetto limma. I valori mancanti, quando presenti, venivano imputati tramite l'imputazione del vicino più prossimo. Per i dataset integrati di addestramento della dermatomiosite, la correzione batch è stata eseguita utilizzando la funzione 'ComBat' nel pacchetto sva, con l'origine del dataset/piattaforma trattata come variabile batch e gruppo campione (dermatomiosite contro controllo sano) inclusi nella matrice di progettazione per preservare la variazione biologica di interesse durante l'aggiustamento del lotto.
Tutte le analisi sono state effettuate in R utilizzando un ambiente di sviluppo integrato per R su un sistema operativo desktop. Il pacchetto limma veniva utilizzato per la sintesi e la normalizzazione delle sonde. Il pacchetto sva veniva utilizzato per la correzione batch di ComBat. I valori mancanti sono stati imputati usando l'imputazione di K-vicino più prossimo con k = 10.
Analisi della rete di coespressione genica pesata
L'Analisi della Rete di Coespressione Genetica Ponderata (WGCNA) è stata eseguita separatamente per i dataset di disturbi depressivi maggiori e dermatomiosi utilizzando il pacchetto WGCNA R25,26. I campioni sono stati raggruppati gerarchicamente usando flashClust per identificare outlier; Sono stati esclusi campioni che superano un'altezza dendrografica di 100 e geni nel 25% più basso della varianza. Per ogni rete, una potenza di soglia morbida (β) veniva selezionata usando pickSoftThreshold per ottenere una topologia approssimativa senza scala (R2 > 0,8). La matrice di adiacenza è stata trasformata in una Matrice di Sovrapposizione Topologica (TOM), e i moduli sono stati identificati tramite taglio dinamico dell'albero con una dimensione minima di 60 moduli e un'altezza di taglio di fusione di 0,2527. Il pacchetto WGCNA R veniva utilizzato insieme a flashClust per il clustering gerarchico. Il seme casuale è stato impostato a 12345 per la riproducibilità. Gli autogeni del modulo sono stati correlati allo stato della malattia tramite correlazione di Pearson, con i valori P aggiustati dal metodo Benjamini–Hochberg. Per ogni malattia, il modulo che mostrava l'associazione più forte e significativa con lo stato di malattia è stato mantenuto come modulo chiave associato alla malattia. La sovrapposizione tra i geni chiave del modulo del dataset del disturbo depressivo maggiore e quelli del dataset sulla dermatomiosi è stata definita come il set genetico condiviso candidato per analisi a valle. L'analisi dell'espressione differenziale della coorte integrata di dermatomiosi è stata eseguita separatamente per caratterizzare i cambiamenti trascrizionali correlati alla dermatomiosite.
Analisi dell'arricchimento funzionale
L'analisi di arricchimento dell'ontologia genica (GO) è stata eseguita utilizzando R. I simboli genici sono stati convertiti in ID Entrez tramite org. Hs.eg.db e termini GO significativamente arricchiti (p < 0,05) sono stati identificati utilizzando enrichGO in clusterProfiler. Per la visualizzazione multidimensionale dei risultati, sono stati generati grafici a barre e diagrammi a bolle utilizzando il pacchetto enrichplot, mentre un grafico circolare è stato costruito con il pacchetto circlize per mostrare le categorie GO, il conteggio genico e i fattori di arricchimento. Le leggende sono state aggiunte con il pacchetto ComplexHeatmap. L'analisi di arricchimento delle vie di geni differenzialmente espressi dalla Kyoto Encyclopedia of Genes and Genomes (KEGG) è stata condotta anche su R. I simboli genici sono stati convertiti in ID Entrez basati sull'org. Hs.eg.db database e percorsi significativamente arricchiti (FDR < 0,05) sono stati identificati utilizzando la funzione enrichKEGG dal pacchettoclusterProfiler 28,29,30,31. I risultati dell'arricchimento sono stati visualizzati utilizzando grafici a barre e bolle.
Analisi della rete di associazione funzionale basata su GeneMANIA
Sulla base dei geni condivisi precedentemente identificati, è stata costruita una rete di associazione funzionale basata su GeneMANIA per esplorare il contesto di interazione tra questi geni e i loro partner correlati. La lista genica è stata inviata a GeneMANIA utilizzando Homo sapiens come specie di riferimento. GeneMANIA integra molteplici tipi di evidenze, tra cui co-espressione, interazioni fisiche, percorsi, co-localizzazione, interazioni genetiche e domini proteici condivisi. La rete risultante veniva esportata e importata in una piattaforma di visualizzazione di rete per visualizzazione e analisi. L'analisi topologica della rete è stata poi eseguita su una piattaforma di visualizzazione della rete per la visualizzazione e l'analisi per identificare i nodi candidati altamenteconnessi 32,33,34.
Costruzione di modelli diagnostici basati su machine learning
Per la classificazione diagnostica sono stati utilizzati molteplici algoritmi di apprendimento automatico, tra cui Random Forest (RF), Support Vector Machine (SVM), Linear Discriminant Analysis (LDA), Naive Bayes, Gradient Boosting Machine (GBM), XGBoost, glmBoost, Elastic Net (Enet), Ridge, Least Absolute Shrinkage and Selection Operator (LASSO), Stepglm Generalized Linear Model (Stepglm) e Partial Least Square Regression Generalized Linear Model (plsRglm)35. È stato applicato un framework di modellazione a due stadi per generare 113 combinazioni di modelli candidati. Nella prima fase, l'algoritmo iniziale veniva utilizzato per lo screening variabile nella coorte di addestramento; Nella seconda fase, le variabili trattenute sono state utilizzate per adattarsi a un modello di classificazione diagnostica. I modelli con ≤5 variabili selezionate sono stati esclusi da ulteriori confronti. I dataset combinati sulla dermatomiosite hanno servito come coorte di allenamento, con etichette definite come dermatomiosite contro controlli sani, mentre la coorte indipendente di validazione è stata utilizzata per la valutazione esterna delle prestazioni. Il ricampionamento interno e la regolazione erano specifici per algoritmo: i modelli basati su glmnet (LASSO, Ridge ed Elastic Net) utilizzavano una validazione incrociata a 10 volte per selezionare lambda.min; GBM utilizzava una validazione interna incrociata a 10 volte per determinare il numero ottimale di alberi; XGBoost utilizzava il ricampionamento a 5 volte per selezionare il round finale di boost secondo la perdita logaritmica minima del test; glmBoost utilizzava la validazione interna incrociata basata su cvrisk per determinare l'iterazione di arresto; e LDA era integrato nel framework di validazione incrociata di Caret. Per gli algoritmi senza passaggi espliciti di tuning nell'attuale implementazione, sono state utilizzate impostazioni fisse o predefinite per il pacchetto. Per ridurre la perdita di informazioni, la selezione delle caratteristiche, l'adattamento del modello e la messa a punto interno sono stati eseguiti utilizzando solo la coorte di addestramento, mentre la coorte di validazione è stata utilizzata esclusivamente per la previsione indipendente e la valutazione delle prestazioni basata su AUC. Il pacchetto caret veniva utilizzato per la gestione dei flussi di lavoro di apprendimento automatico, con glmnet, randomForest, e1071, gbm, xgboost, mboost, plsRglm e MASS per singoli algoritmi. L'analisi SHAP veniva eseguita utilizzando il pacchetto shapviz. Il seed casuale veniva impostato a 12345 prima di ogni prova del modello. I modelli con meno di 5 caratteristiche selezionate sono stati esclusi. L'interpretabilità del modello e il contributo a livello genico sono stati ulteriormente valutati utilizzando SHapley Additive ExPlanations (SHAP), e i geni più informativi sono stati prioritizzati come caratteristiche candidate selezionate dal modello per l'interpretazione biologica a valle.
Valutazione delle prestazioni diagnostiche
Le curve caratteristiche operative del ricevitore (ROC) sono state generate utilizzando il pacchetto "pROC" R per valutare le prestazioni diagnostiche dei biomarcatori candidati. I livelli di espressione e l'accuratezza predittiva dei marcatori candidati sono stati validati in dataset indipendenti (GSE5370, GSE11971 e GSE39454). Le prestazioni del modello sono state ulteriormente valutate utilizzando matrici di confusione. L'espressione differenziale dei geni dei moduli chiave è stata visualizzata utilizzando grafici vulcanici e a scatole, e sono state costruite curve ROC per valutare il valore diagnostico dei singoli geni.
Analisi dell'arricchimento degli insiemi genici
Per esplorare i cambiamenti funzionali coordinati associati ai segnali trasscrittomici condivisi candidati, è stata eseguita l'Analisi di Arricchimento del Set Genico (GSEA) utilizzando clusterProfiler36,37. I dati sull'espressione genica da campioni di dermatomiosi e controllo sono stati classificati in base all'espressione differenziale. Sono stati utilizzati insiemi genici predefiniti corrispondenti alle vie KEGG (c2.cp.kegg.Hs.symbols.gmt) per valutare se i geni all'interno di ciascuna via mostrassero una tendenza coordinata di regolazione al rialzo o al ribasso. La significatività statistica è stata definita come P < 0,05.
Analisi dell'infiltrazione delle cellule immunitarie
La matrice della dermatomiosi normalizzata, trasformata log2 e corretta in batch è stata utilizzata per la deconvoluzione immunitaria. L'algoritmo CIBERSORT è stato applicato per stimare l'abbondanza relativa dei sottotipi di cellule immunitarie utilizzando la matrice di riferimentoLM22 38. I campioni con deconvoluzione P < 0,05 sono stati mantenuti per l'analisi a valle. Le differenze nelle proporzioni di cellule immunitarie inferite tra i gruppi sono state visualizzate utilizzando diagrammi a scatola e l'analisi di correlazione di Spearman è stata condotta per valutare le associazioni tra sottoinsiemi di cellule immunitarie e geni condivisi candidati.
Analisi del sequenziamento dell'RNA a singola cellula per la contestualizzazione cellulare
Analisi RNA-seq a singola cellula sono state effettuate in R utilizzando Seurat. Harmony è stato utilizzato per la correzione in batch, DoubletFinder per il rilevamento di doppietti, celda/decontX per la stima dell'RNA ambientale, Monocle per l'analisi della traiettoria pseudotemporale, CellChat per l'analisi della comunicazione cellula-cellula, AUCell per il punteggio dell'attività del set genetico e GSVA per il punteggio ssGSEA. Le matrici di conteggio grezzo venivano importate negli oggetti Seurat con i parametri min.celle = 5 e min.features = 300. Sono state calcolate metriche di controllo qualità, incluse le proporzioni dei geni mitocondriali, ribosomici e dell'emoglobina, per ciascuna cellula. Le celle venivano mantenute solo se soddisfavano tutti i seguenti criteri: nFeature_RNA > 500, nCount_RNA < 5.000, percent_mito < 25, percent_ribo > 3 e percent_hb < 1. I geni rilevati in meno di 3 cellule sono stati esclusi. Inoltre, MALAT1 e i geni mitocondriali sono stati rimossi prima dell'analisi a valle. Dopo il filtraggio iniziale, i doppietti sono stati identificati in ogni campione usando DoubletFinder, con PC = 1:30 e pN = 0,25; i tassi attesi di doppio sono stati fissati in base al numero di cellule specifiche per campione (<4.000 cellule: 2,5%; 4.000–8.000 cellule: 5%; >8.000 cellule: 6,5%). Furono mantenuti solo i canottieri. La contaminazione da RNA ambiente è stata ulteriormente stimata utilizzando decontX, e sono state mantenute cellule con punteggi di contaminazione < 0,2.
I dati filtrati sono stati normalizzati utilizzando il metodo LogNormalize con un fattore di scala di 10.000, seguiti dall'identificazione dei geni variabili, dalla scalabilità dei dati e dall'analisi dei componenti principali. Gli effetti batch tra i campioni sono stati corretti usando Harmony con orig.ident come variabile batch. Le prime 15 dimensioni di Harmony furono utilizzate per la visualizzazione UMAP e la costruzione dei grafi vicini. Il clustering è stato eseguito utilizzando FindNeighbors e FindClusters, e il risultato finale del clustering è stato definito con una risoluzione di 0,05. I tipi cellulari sono stati annotati manualmente secondo i geni marker canonici insieme ai risultatiFindAllMarkers 39.
Per la contestualizzazione funzionale a valle, l'attività dei geni candidati è stata valutata a livello di singola cellula, e il sottoinsieme rilevante delle cellule immunitarie è stato sottoposto ad analisi della traiettoria e della comunicazione intercellulare. L'analisi del pseudotempo è stata effettuata utilizzando Monocle con riduzione della dimensionalità basata su DDRTree seguita da ordinazione delle cellule. L'analisi della comunicazione cellula-cellula è stata condotta utilizzando CellChat con il database umano ligando–recettore, limitata alla categoria Segnalazione Secreta, e le comunicazioni che coinvolgevano meno di 10 cellule sono state filtrate.
Per ogni cellula, l'attività dei geni candidati è stata quantificata utilizzando tre approcci complementari: AUCell, ssGSEA e AddModuleScore. I punteggi AUCell sono stati calcolati sulla base di matrici di classificazione genetica, e i punteggi ssGSEA sono stati generati utilizzando il framework GSVA. AddModuleScore è stato calcolato utilizzando la funzione integrata di Serat. I valori risultanti di AUCell, ssGSEA e AddModuleScore sono stati poi combinati in un'unica matrice di punteggio. Ogni tipo di punteggio è stato inizialmente standardizzato tramite trasformazione Z-score e successivamente riscalato in un intervallo 0–1 usando la normalizzazione min–max. Il punteggio composito finale ("Scoring") per ogni cella è stato definito come la somma dei tre punteggi normalizzati:
Punteggio = AUCell normalizzato + ssGSEA normalizzato + AddModuleScore normalizzato.
Per le analisi dei sottogruppi a valle, è stato estratto il sottoinsieme delle cellule T CD8⁺ e le cellule sono state dicotomiche secondo il valore mediano di Scoring all'interno di questo sottoinsieme. Le celle con valori di punteggio superiori alla mediana sono state assegnate al gruppo High_Hub_genes, mentre le restanti sono state assegnate al gruppo Low_Hub_genes.