Aumento standardizzato della vescica ileale per enterocitoplastica nei ratti tramite laparotomia della linea mediana

Sommario

Questo protocollo descrive un modello standardizzato di enterocistoplastica su ratto utilizzando una patch ileale pedicolata, vascolarizzata e detuvolizzata con una deviazione urinaria temporaneamente esternalizzata tramite un tubo di cannula per ottenere un aumento riproducibile della vescica.

Abstract

L'aumento della vescica utilizzando segmenti intestinali rimane una procedura ricostruttiva fondamentale per i pazienti con vesciche a bassa capacità o poco flessibili quando le terapie conservative falliscono. Nonostante la sua rilevanza clinica, i progressi sperimentali e gli studi approfonditi sono limitati dalla mancanza di protocolli standardizzati e riproducibili che modellino in modo affidabile i principi chirurgici in un contesto preclinico controllato. Qui presentiamo un protocollo di enterocistoplastica passo dopo passo per ratti che utilizza una toppa ileale vascolarizzata e detubolizzata come lembo pedicolato per integrare la vescica nativa. La procedura include laparotomia della linea mediana, esposizione controllata e stabilizzazione della vescica con suture di mantenimento, deviazione urinaria tramite un tubo canulare esternizzato Foley, isolamento di un breve segmento ileale con pedicolo mesenterico intatto, detubolizzazione e anastomosi senza tensione con la parete vescicale. Si pone l'accento sul mantenimento della perfusione mesenterica, prevenendo la torsione dei pedicoli, assicurando suture stagne e assicurando la permeabilità del catetere, elementi fondamentali per il successo procedurale e la riproducibilità. La validazione intraoperatoria rappresentativa tramite imaging iperspettrale (HSI) su otto ratti non sopravvissuti ha dimostrato ossigenazione e perfusione del segmento intestinale preservate dopo passaggi operativi chiave, supportando la vitalità tissutale al termine di questa procedura. Pertanto, questo protocollo fornisce un approccio sperimentale standardizzato per l'implementazione chirurgica riproducibile dell'enterocistoplastica del ratto. Le potenziali applicazioni a valle del modello includono l'indagine di alterazioni metaboliche ed elettrolitiche, la suscettibilità alle infezioni, la produzione di muco e l'induzione di displasia o malignità, e restano da affrontare in future indagini di sopravvivenza.

Introduzione

Una funzione fisiologica della vescica urinaria è fondamentale per mantenere un'alta qualità della vita, poiché un efficace stoccaggio e evacuazione dell'urina sono fondamentali per la continenza, il benessere sociale e la salute generale. I disturbi che influenzano la funzione della vescica possono causare una morbilità significativa, tra cui incontinenza urinaria, infezioni ricorrenti, insufficienza renale e un impatto negativo profondo sulla vita quotidiana.

Sia le patologie congenite che quelle acquisite della vescica possono causare un significativo comprometimento funzionale, spesso richiedendo interventi chirurgici quando i trattamenti conservativi e farmacologici si rivelano insufficienti. Anomalie congenite come valvole uretrali^{posteriori 1}, esstrofia vescicale e cloacale ed epispadia ^2,3 sono frequentemente associate a vesciche a bassa capacità e poco flessibili, aumentando così il rischio di deterioramento delle vie urinarie superiori. Analogamente, condizioni neurologiche, tra cui mielodisplasia⁴, sclerosi^{multipla 5} e lesioni midollari^{spinali 6}, spesso portano a disfunzioni neurogeniche della vescica, compromettendo sia i meccanismi di stoccaggio che di svuotamento. Inoltre, eziologie infettive come la tubercolosi⁷ e la schistosomiasi⁸ possono indurre fibrosi della parete vescicale, riducendo la compliance e predisponendo a complicazioni secondarie. Nei casi refrattari, l'aumento della vescica rappresenta una strategia efficace per migliorare la capacità di stoccaggio, ridurre la pressione endovesicale e preservare la funzione renale, migliorando infine la qualità della vita e mitigando le complicazioni a lungo termine.

Secondo le linee guida dell'American Urological Association (AUA) sulla vescica iperattiva, l'aumento della vescica (enterocistoplastica) è indicato per i pazienti con capacità vescicale ridotta, scarsa compliance o iperattività del detrusore rifrattaria alla gestione^{conservativa 9}. Originariamente descritta da Tizzoni e Foggi nel 1888 utilizzando un modello^{canino 10} e successivamente adattata all'uso umano da von Mikulicz nel 1899-11, l'enterocistoplastica rimane l'approccio chirurgico standard per ridurre le pressioni di accumulo urinario e mitigare i rischi di danni renali e incontinenza associati a varie disfunzioni vescicale, inclusi vescica neurogenica, esstrofia vescicale, valvole uretrali ^{posteriori 12. 13}.

La tecnica convenzionale di enterocistoplastica prevede il bivalvamento della vescica nel piano coronale o sagittale fino al trigone, seguito dall'incorporazione di un segmento^{intestinale 12} detuvolizzato. L'ileo è il segmento intestinale più comunemente utilizzato, tipicamente prelevato a 25-40 cm prossimale alla valvola^{ileocecale 12}. Quando l'ileo non è adatto, il colon sigmoide funge da alternativa^{preferita 12}.

Sebbene questa procedura offra una durata a lungo termine e alti tassi di soddisfazione del paziente^, l'introduzione di tessuto gastrointestinale nelle vie urinarie presenta notevoli svantaggi, tra cui disturbi metabolici, formazione di calcoli vescicali e un rischio elevato di^neoplasia 15,16,17.

Date queste potenziali complicazioni, è fondamentale la necessità di studi controllati per esplorare i meccanismi sottostanti, perfezionare le tecniche chirurgiche e valutare materiali alternativi per l'augmentazione. Un modello di roditori fornisce un ambiente strutturato e riproducibile per indagare questi aspetti, permettendo ai ricercatori di analizzare le adattamenti metabolici dopo l'augmentazione, inclusi l'equilibrio acido-base e i disturbi elettrolitici. Inoltre, consente di esaminare nel tempo il rimodellamento del tessuto vescicale, fornendo informazioni sulla fibrosi, la rigenerazione uroteliale e l'integrazione dei segmenti aumentati. Inoltre, dato il rischio aumentato di neoplasie associato all'enterocistocostasia, un modello di roditore offre l'opportunità di studiare i cambiamenti istopatologici nel tempo e di identificare i primi marcatori della carcinogenesi. È importante sottolineare che un tale modello facilita anche la ricerca sulle applicazioni di biomateriali e ingegneria tissutale, aprendo potenzialmente la strada a materiali alternativi di aumento con rischi cancerogeni e immunogeni^{più bassi 12}.

Sebbene siano stati riportati modelli sperimentali di aumento della vescica in roditori e altre specie, manca un protocollo standardizzato e direttamente comparabile passo dopo passo per l'enterocitoplastica ileale nei ratti tramite laparotomia della linea mediana. Studi precedenti su ratti hanno stabilito la cistoplastica di aumento classico come modello sperimentale e hanno descritto varianti come l'enteroplastica sieromuscolare e l'enterocitoplastica assistita da^laser 18,19,20. Lavori successivi hanno affrontato cambiamenti istopatologici e batteriologici a lungo termine, sviluppo tumorale, fisiologia del trasporto ed esiti funzionali, mentre ulteriori modifiche ricostruttive come il trapianto parziale di vescica e la sostituzione fotodinamica della mucosa intestinale con urotelio^{sono state inoltre esplorate} 21,22,23,24,25,26,27 . Nel complesso, questi studi mostrano che esistono modelli di aumento dei ratti, ma sono eterogenei nell'ambito e si concentrano principalmente sulla fattibilità, le sequelle biologiche, la fisiologia o specifiche modifiche^{ricostruttive} 18,19,20,21,22,23,24,25,26,27 . Pertanto, l'obiettivo di questo lavoro è presentare una guida procedurale dettagliata per l'esecuzione di enterocystoplastica standardizzata tramite laparotomia della linea mediana nei ratti. Il protocollo è stato stabilito in un contesto non di sopravvivenza. Le applicazioni che richiedono osservazione a lungo termine sono plausibili, ma potrebbero riconoscere l'adattamento di questo protocollo a uno studio di sopravvivenza con recupero post-operatorio e follow-up longitudinale. Questi possono includere la valutazione degli esiti funzionali, i meccanismi di fallimento postoperatorio, la rigenerazione tissutale nel tempo o l'integrazione tramite ingegneria tissutale.

Il modello attuale è stato progettato per riprodurre i principi tecnici chiave dell'enterocitoplastica clinica in un contesto controllato di ratto, pur rimanendo fattibile per un'implementazione sperimentale standardizzata. È stata scelta una patch ileale detubolizzata perché la detubolizzazione riduce la contrattilità intrinseca dell'intestino e riflette meglio il principio ricostruttivo comunemente utilizzato nell'aumento clinico. L'uso di un segmento pedicolare e vascolarizzato permette la conservazione della perfusione mesenterica e consente una valutazione diretta della vitalità tissutale durante e dopo la preparazione dell'innesto. È stata incorporata una deviazione urinaria esternalizzata tramite tubo di Foley per la cannula per garantire un drenaggio controllato della vescica durante la procedura e per facilitare la valutazione intraoperatoria standardizzata del segmento ricostruito.

Protocollo

Tutte le procedure sugli animali descritte in questo documento sono state eseguite all'interno di strutture accreditate e hanno ottenuto l'approvazione dal comitato istituzionale per la cura e l'uso degli animali (IACUC) del Consiglio Regionale del Baden-Württemberg a Karlsruhe, Germania (35-9185.81/G-62/23). Gli animali sperimentali sono stati gestiti secondo i protocolli istituzionali e in conformità con la legislazione tedesca che regola il benessere animale, oltre a rispettare le linee guida stabilite dal Consiglio della Comunità Europea (2010/63/UE) e le linee guida ARRIVE. Dopo un periodo di acclimatazione di una settimana di acclimatazione sono stati utilizzati maschi di ratti Sprague-Dawley (n = 8), di età compresa tra 8 e 12 settimane e con un peso di 400 g.

1. Anestesia e analgesia

1. Indurre l'anestesia mettendo l'animale in una camera di induzione e utilizzando isoflurano al 4 vol% diluito al 100% di ossigeno a una portata di 5 L/min.
2. Per anestesia dissociativa, analgesia e sedazione, somministrare un'iniezione sottocutanea di 100 mg/kg di ketamina (soluzione al 10%; pari a 0,35 mL per 400 g di peso corporeo) e 4 mg/kg di xilazina (diluizione 1:10 della soluzione al 2%; pari a 0,75 mL per 400 g)^28,29,30,31 in caso di perdita del riflesso di raddrizzamento. Somministrare tutti gli agenti anestetici e analgesici su base di mg/kg di peso corporeo.
   NOTA: Qualsiasi volume di iniezione dichiarato è un esempio approssimativo per ratti con un peso corporeo di 400 g e deve essere calcolato individualmente per ogni animale.
3. Confermare la profondità dell'analgesico assenza di una risposta decisa al pizzicore del dito del piede usando la pinza e applicare unguente corneale per prevenire la disidratazione corneale.
4. Ottenere analgesia aggiuntiva tramite un'iniezione sottocutanea di 5 mg/kg di carprofene (diluizione 1:10 della soluzione al 5%; pari a 0,35 mL per 400 g).
5. Mantenere la narcosi con isoflurano supplementare tramite una mascherina neonatale come necessario durante l'intervento.
6. Esegui la gestione della temperatura intraoperatoria posizionando l'animale su una borsa riscaldante impostata a 40°C. Inoltre, posizionare una sonda per la temperatura rettale, ma non è obbligatorio.
7. Fornire supporto liquido perioperatorio e post-operatorio tramite iniezione sottocutanea di soluzione salina isotonica a 37 °C di 25 mL/kg all'ora (pari a 10 mL per 400 g), suddivisa in iniezioni ogni 20 minuti. Questo dovrebbe includere un'iniezione finale dopo la chiusura addominale, calcolata per la narcosi residua prevista di solito 30 minuti.

2. Preparazione del sito operativo e degli strumenti

1. Prepara il tavolo da strofinamento con strumenti e materiali, tra cui:
   Pinze di preparazione atraumatica
   Morsetti smussati per l'overholt
   Forbici per la preparazione
   Sutura monofilamento 6-0 a doppio braccio non riassorbibile
   Sutura 4-0 a braccio singolo in polifilamento rapido riassorbibile
   Un catetere calibro 20 come catetere di Foley improvvisato
   Cotton wool umidificati
   Tampone di garza
   Soluzione isotonica di cloruro di sodio
2. Montare l'animale sull'apparato di esposizione chirurgica ai roditori come descritto nelle pubblicazioni^{precedenti 30,31}. Radere l'area di accesso addominale e sterilizzarla eseguendo alternanza triple lavaggi con etanolo al 70% e tamponi antisettici a base di povidone-iodio o clorexidina, lavorando in cerchi concentrici dal sito dell'incisione verso l'esterno. Ripeti tre volte.
3. Copri l'animale con tende sterili e lascia esposto solo il campo chirurgico.

3. Accesso chirurgico tramite laparotomia mediana

1. Eseguire una laparotomia addominale mediana di circa 5 cm con forbici fini e incidere longitudinalmente la linea alba nella linea mediana per accedere alla cavità peritoneale.
2. Usa ganci di preparazione e impacchi umidi per ritrarre la parete addominale ed esporre la cavità peritoneale.

4. Identificazione e preparazione dell'intestino tenue e della vescica urinaria (Figura 1)

1. Identificare l'intestino tenue e mobilitare delicatamente un anello utilizzando pinze di preparazione atraumatica e cotton fioc umidificati (Figura 1A.1).
2. Approssimare l'anello dell'intestino tenue alla vescica per identificare una posizione adeguata
3. segmento dell'intestino tenue di circa 12 mm di lunghezza per l'aumento (Figura 1A.2). Questo dovrebbe essere il primo ansello intestinale meccanicamente adatto di almeno 2 cm prossimale alla giunzione ileocecale.
4. Mobilita la vescica urinaria sezionando il tessuto connessivo circostante usando forbici di preparazione (Figura 1B).
5. Posizionare le suture a sosta nelle posizioni 3, 6, 9 e 12 sulla parete della vescica utilizzando suture monofilamento 4-0 a braccio singolo non riassorbibili (Figura 1C.1–1C.5).
6. Afferrare la cupola vescicale, con una forza atraumatica e creare un difetto trasversale di circa 4 mm tra le suture di stiro usando forbici dissezionanti (Figura 1D.1–1D.2).
7. Sostituisci le 4 suture di sostegno per coinvolgere il bordo tagliato: tira via ogni sutura sequencialmente. Una sutura alla volta, guida l'ago attorno al margine dell'incisione, mordi dal lato luminale direttamente sul bordo, poi esci attraverso lo strato sieromuscolare adiacente per ansole, ritrarre ed esporre il margine (Figura 1E.1–1E.6).

5. Posizionamento e fissazione del tubo di cannula Foley per la deviazione urinaria esterna (Figura 1)

1. Inserire la cannula endovenosa (G20) attraverso il lumen della vescica e avanzarla dal lato intraluminale attraverso la parete addominale verso l'esterno (Figura 1F.1–1F.3).
2. Rimuovere la cannula metallica dal tubo mentre si stabilizza il tubo della cannula con una pinza come catetere di Foley improvvisato (Figura 1F.4–1F.5).
3. Per fissare il tubo di Foley della cannula alla pelle, far passare una sutura monofilament 4-0 non riassorbibile attraverso il lumen del tubo e ancorarla con un margine di sicurezza adeguato dall'apertura esterna per minimizzare il rischio di successiva dislocazione (Figura 1G.1–1G.6).
4. Risciacquare il tubo di Foley della cannula con soluzione salina per confermare la permanenza, utilizzando il tubo di una seconda cannula endovenosa una taglia più grande (ad esempio G18) rispetto alla cannula iniziale (Figura 1G.1–1G.9).
5. Sutura il tubo della cannula in modo Foley per via intravessica alla parete della vescica utilizzando una sutura in polifilamento 4-0 riassorbibile rapidamente, mantenendo un margine di sicurezza dal mozzo del tubo della cannula per ridurre il rischio di dislocamento accidentale (Figura 1H.1–1H.4).
6. Afferra il mozzo del tubo della cannula con le pinze e staccalo dal tubo usando delle forbici (Figura 1H.5–1H.7).
7. Inserire il tubo di Foley della cannula nella vescica (Figura 1H.8–1H.9).

Figura 1: Preparazione dell'intestino tenue e della vescica con posizionamento di una cannula esternalizzata per deviazione delle urine Foley. (A) Identificazione e approssimazione dell'intestino tenue e della vescica (A.1–A.2). (B) Mobilitazione della vescica tramite dissezione del peritoneo (B.1–B.4). (C) Posizionamento dei punti di sutura a stiro nella cupola vescicale (C.1–C.5). (D) Dissezione della parete vescicale, (cistotomia) (D.1–D.2). (E) Sostituzione dei punti di stiro (E.1–E.6). (F) Collocamento della cannula per la deviazione urinaria esterna tramite la cistotomia (F.1–F.5). (G) Fissazione del segmento esterno del tubo della cannula sulla parete addominale (G.1–G.9). (H) Fissazione e posizionamento finale intravesicale della punta del tubo della cannula (H.1–H.9). (I) Illustrazione schematica che riassume la preparazione descritta e la collocazione del tubo della cannula come Foley. La linea tratteggiata spessa rappresenta l'intestino tenue. La sottile linea tratteggiata rappresenta la vescica. I quadrati neri rappresentano la sezione immagine ingrandita nella foto successiva. Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.

6. Isolamento del segmento dell'intestino tenue (Figura 2)

1. Posizionare l'anello dell'intestino tenue su un tampone sterile di garza, valutarne la mobilità verso la vescica urinaria e selezionare un segmento appropriato di circa 12 mm di lunghezza (Figura 2A.1–2A.4).
2. Trasettare il segmento intestinale selezionato dall'intestino residuo preservando l'apporto sanguigno mesenterico e mantenere la corretta orientazione per prevenire la successiva torsione del pedicholo vascolare (Figura 2B.1–1B.4).
3. Esprimi delicatamente i residui di contenuto luminale da entrambe le estremità intestinali trascinate utilizzando un cotton fioc (Figura 2C.1–2C.6).
4. Riflettere entrambi gli arti adiacenti dell'anello dell'intestino tenue verso l'alto in modo che solo il segmento selezionato rimanga sul tampone di garza (Figura 2D–2E).

Figura 2: Identificazione e isolamento di un segmento dell'intestino tenue per l'aumento della vescica. (A) Mobilitazione e identificazione di un segmento dell'intestino tenue adatto per l'aumento della vescica (A.1–A.4). (B) Transezione del segmento dell'intestino tenue selezionato dal buco intestinale rimanente (B.1–B.4). (C) Evacuazione dei contenuti luminali residui (C.1–C.4). (D) Separazione e posizionamento delle estremità orale e aborale dell'anello rimanente dell'intestino tenue. (E) Segmento isolato dell'intestino tenue preparato per un successivo aumentamento. (F) Illustrazione schematica che riassume la selezione e l'isolamento dei segmenti. La linea tratteggiata spessa rappresenta il segmento isolato dell'intestino tenue. Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.

7. Preparazione del segmento intestinale e dell'aumento della vescica (Figura 3)

1. Aprire il segmento intestinale isolato lungo il bordo antimesenterico con forbici, creando così una zona detubolizzata di circa 12 mm × 8 mm (Figura 3A.1–3A.3).
2. Eliminare i nuovi bordi d'angolo formati dell'innesto (Figura 3B.1–3B.3).
3. Procedere con l'anastomosi del segmento dell'intestino tenue utilizzando una sutura monofilamento 6-0 a doppio braccio. Alla posizione delle 12, far passare l'ago attraverso la parete della vescica dal lato extraluminale a quello intraluminale (Figura 3C.1–3C.2).
4. Fai passare l'ago attraverso l'angolo inferiore destro del segmento dell'intestino tenue dal lato intraluminale a quello extraluminale. Assicurarsi che la sutura a doppio braccio sia tirata fino approssimativamente al suo punto medio, poiché questo definisce il punto di ancoraggio superiore (Figura 3C.3–3C.4).
5. Stringi la sutura per avvicinare l'innesto intestinale alla vescica, ottenendo una rotazione del segmento di circa 45° in senso antiorario. Fai il nodo sul lato extraluminale (Figura 3D.1–3D.2) e passa il secondo ago intorno al mesenterio del segmento intestinale per consentire la sutura circonferenziale dell'innesto da entrambi i lati (Figura 3E.1).
6. Iniziare l'anastomosi circonferenziale del cerotto di aumento della vescica: sutura sequenziale del segmento intestinale nel difetto della vescica usando un morso esterno-interno sul bordo della vescica, seguito da un morso interno-esterno attraverso il segmento intestinale, quindi procedere con il punto successivo.
7. Rilascia sequenzialmente le suture di sstay (Figura 3E.1–3E.15). Usa morsi leggermente più grandi per la zona dell'intestino tenue rispetto alla vescica; tuttavia, si intende che la zona di lunghezza da coprire sia sostanzialmente maggiore, così che rimanga la lunghezza dell'intestino tenue non suturata.
8. Dopo aver completato la chiusura circonferenziale del difetto vescicale, legare un'estremità della sutura. Utilizzando la sutura rimanente, chiudi la porzione residua libera del segmento intestinale in modo conico ("simile a un cappuccio appuntito") e lega la sutura (Figura 3F.1–3F.6).
9. Riportare la vescica nella sua posizione anatomica e riposizionare l'intestino, assicurandosi che l'intestino non sia contorto (Figura 3G.1–3G.2).

Figura 3: Costruzione della zona dell'intestino tenue e dell'aumento circonferenziale della vescica, anastomosi (A) Dissezione e preparazione del segmento dell'intestino tenue (preparazione dell'innesto) (A.1–A.3). (B) Escissione dei bordi degli angoli dell'innesto (B.1–B.3). (C) Inizio dell'anastomosi posizionando il punto di ancoraggio tra l'innesto e l'apertura della vescica (C.1–C.4). (D) Fissazione del punto di ancoraggio per allineare i margini dell'innesto e della cistotomia (D.1–D.2). (E) Anastomosi circonferenziale della zona di aumento della vescica alla parete vescicale. (E.1–E.15). (F) Chiusura del tessuto residuo del segmento dell'intestino tenue in una configurazione conica, a cappuccio appuntitto (F.1–F.6). (G) Riposizionamento degli organi nella loro posizione anatomica (G.1–G.2). (H) Illustrazione schematica che riassume la preparazione dell'innesto e l'anastomosi di aumento della vescica. La linea tratteggiata spessa rappresenta il segmento dell'intestino tenue. La sottile linea tratteggiata rappresenta l'apertura della parete della vescica. La freccia bianca raffigura l'ago. Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.

8. Anastomosi dell'intestino tenue da un capo all'altro (Figura 4)

1. Usa la sutura monofilamento 6-0 a doppio braccio non riassorbibile, tagliata a metà per l'anastomosi. Fai passare l'ago attraverso il bordo antimesenterico di entrambe le estremità intestinali. Non stringere ancora il nodo, ma utilizzare una tecnica del paracadute posizionando una pinza sul segmento di sutura tra le estremità intestinali per preservare la visualizzazione (Figura 4A.3–4A.6).
2. Posizionare una sutura attraverso il bordo mesenterico di entrambe le estremità intestinali e clampare in modo simile (Figura 4A.7–4A.10).
3. Posizionare due punti di sutura attraverso la parete anteriore di entrambe le estremità dell'intestino tenue per facilitare la chiusura successiva e fissare le estremità con pinze (Figura 4B.1–4B.4).
4. Riflettere entrambe le estremità intestinali verso l'alto per esporre la parete posteriore dell'intestino tenue. Analogamente alla parete anteriore, si posizionano due punti attraverso la parete posteriore e si fissano le estremità delle suture con pinze (Figura 4C.1–4C.4).
5. Una volta posizionate tutte le suture, legare sequencialmente tutte e sei le suture (Figura 4D.1–4D.6).
6. Chiudere il difetto mesenterico con 2–3 suture 4-0 di polifilamento rapido e riassorbibile interrotto per prevenire un'ernia successiva (Figura 4F.1–4F.8).

Figura 4: Anastomosi dell'intestino tenue da capo a capo e chiusura dei difetti mesenterici. (A) Posizionamento delle suture di allineamento ai bordi antimesenterico e mesenterico (A.1–A.10). (B) Posizionamento di due suture approssimative della parete anteriore (B.1–B.4). (C) Esposizione della parete posteriore e posizionamento di due suture approssimative della parete posteriore (C.1–C.4). (D) Legatura sequenziale di tutte e sei le suture per completare l'anastomosi (D.1–D.6). (E) Anastomosi ingrandita da un capo all'altro (E.1–E.2). (F) Chiusura del difetto mesenterico con suture interrotte per prevenire un'ernia interna (F.1–F.8). (G) Illustrazione schematica dell'anastomosi dell'intestino tenue da capo a capo. Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.

9. Passaggi terminali e considerazioni

1. Chiudere la parete addominale in modo multistrato in condizioni sterili, in conformità con i protocolli precedentemente^pubblicati 29,30,31.
2. Per procedure non di sopravvivenza o interruzione programmata dopo il controllo, si sopporta l'eutanasia degli animali sotto anestesia profonda tramite cardiectomia acuta, lussazione cervicale o decapitazione ghigliottina.
3. Se necessario, si estrae la vescica per una successiva valutazione anatomica (ad esempio, valutazione del sito di aumento della vescica e anastomosi intestino-vescica), analisi biomolecolari o imaging istopatologico.
4. A tal fine, rimuovere la vescica aumentata in blocco tramite una attenta dissezione a passi sotto visualizzazione diretta, con un rilascio delicato delle aderenze circostanti, identificazione della vescica nativa, di una zona intestinale aumentata e dei bordi anastomotici, seguita dalla transezione dell'uscita distale della vescica e degli attacchi mesenterici o intestinali adiacenti secondo necessità, evitando compressione o distorsione del campione per preservare l'architettura tissutale per analisi successive.

Risultati

Per confermare la vitalità tissutale dopo questo protocollo, durante la procedura sono state valutate ossigenazioni e perfusioni in otto ratti (Tabella 1). Prima dell'enterocistoplastica, veniva eseguita l'imaging iperspettrale (HSI) dell'intestino tenue per visualizzare la saturazione di ossigeno tissutale (StO₂) e la perfusione (NIR) (Figura 5A.1). Come controllo negativo, l'ipoperfusione massima è stata indotta tramite clampaggio dell'aorta (

Discussione

Questo lavoro fornisce un protocollo chirurgico riproducibile per l'enterocistoplastica nei ratti utilizzando laparotomia mediana, canulazione extracorporea e incorporazione di un segmento ileale detuvolizzato. La tecnica segue i principi descritti da Tizzoni e Foggi per l'aumento della vescica e li adatta a un modello di roditore combinando anestesia precisa, preparazione asettica, canulazione esternalizzata per la deviazione delle urine e prelievo di una zona vascolarizzata dell'intest...

Materiali

Elenco dei materiali utilizzati in questo articolo

Nome	Azienda	Numero di catalogo	Commenti
Atraumatic preparation forceps	Aesculap	FB395R	DE BAKEY ATRAUMATA atraumatic forceps, straight
Blunt overholt clamps	Aesculap	BJ012R	BABY-MIXTER preparation and ligature clamp, bent, 180 mm
Cannula tube foley for flusing and diversion	Mdk Mart	23-CA-CD-UL-CD	Cannula G18 (only the tube is used to flush the diversion cannula)
Carprofen	cp pharma	115	Carprofen 0,5% (5% with 50 mg/mL diluted 1:10) (Carprosol)
Cotton whool swabs	Amazon	ASIN: B0FPDB8ZGS	Non-sterile cotton whool swabs (autoclave for survival experiments)
Fast resorbable polyfilament 4-0 sutures	COVIDIEN	SV-494	Single-armed polyfilament surgical suture from resorbable polyglactin with one P-13 needle
Fixation rods	legefirm	‎500343896	Tuning forks used as y-shaped metal fixation rods
Foley catheter	B. Braun	4242010-02	20 Gauge 50 mm Introcan Safety 2 Catheter as diversion cannula
Gauze swabs	Medrull	ASIN: B09164D1JG	Sterile gauze swabs
Heating pad	Royal Gardineer	IP67	Royal Gardineer Heating Pad Size S, 20 Watt
Hyperspectral imaging camera system	Diaspective Vision	TIVITA Tissue Halogen	HSI system for validation
Isoflurane	Piramal Critical Care	PZN / EAN 09714675 / 4150097146757	100% isoflurane 250 mL
Isoflurane vaporizer	UNO ROESTVASTSTAAL BV	180000002	Isoflurane vaporizer
Isotonic sodium chloride solution	B. Braun	ASIN: B007PZJOQ4	0,9% sodium chloride solution
Ketamine	cp pharma	1202	Ketamine 10% (100 mg/mL)
Metal cannula	BD (Beckton, Dickinson)	301300	BD Microlance 3 cannula 20 Gauge as preparation hooks
Neontal face mask	asia connection	ME03016-0	Neontal face mask size #0 for neonate
Non-resorbable monofilament 4-0 sutures	COVIDIEN	SP-670	Single-armed monofilament surgical suture from non-resorbable poly-propylene with one C-16 needle
Non-resorbable monofilament 6-0 sutures	COVIDIEN	VP-733-X	Double-armed monofilament surgical suture from non-resorbable poly-propylene with two CV-22 needles
Ophthalmic ointment	Bayer Vital GmbH	1578681	5% dexpanthenol
Plastic perfusor tube	M. Schilling GmbH	S702NC150	Connecting tube COEX 150 cm
Preparation scissors	Aesculap	BC177R	JAMESON preparation scissors, bent, fine model, blunt/blunt, 150 mm (6")
Rat induction chamber	wpiinc	EZ-1785	Induction chamber for narcosis
Steel plate	Maschinenbau Feld GmbH	C010206	Galvanized sheet plate, 40 x 50 cm, thickness 4.0 mm
Xylazine	cp pharma	1206	Xylazine 0,2% (2% with 20 mg/mL diluted 1:10) (Xylavet)