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Articolo metodologico

Analisi micro-CT quantitativa del parenchima polmonare e del rimodellamento delle vie aeree in un modello Ferret di fibrosi polmonare

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DOI:

10.3791/71220

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31 luglio 2026

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Pediatrics and Human Development, College of Human Medicine, Michigan State University, 2Division of Pulmonary and Critical Care Medicine, Corewell Health, 3Department of Electrical and Computer Engineering, University of Iowa, 4Department of Radiology, College of Human Medicine, Michigan State University, 5Department of Medicine, College of Human Medicine, Michigan State University, 6Department of Radiology, University of Iowa

* These authors contributed equally

In questo articolo

Sommario

Qui presentiamo un protocollo per l'uso della micro-CT per valutare quantitativamente le caratteristiche della fibrosi polmonare indotta dalla bleomicina in un modello a furet. Questo modello del furetto dimostra un forte potenziale traslazionale per comprendere la fibrosi polmonare e testare nuove terapie.

Abstract

La fibrosi polmonare (PF) è una malattia polmonare cronica e progressiva caratterizzata da lesioni alveolari ripetute che portano a ispessimento parenchimante, cicatrici e compromettimenti respiratori. I modelli attuali di roditori, in particolare quelli che utilizzano la bleomicina (BLEO), hanno una rilevanza traslazionale limitata per la fibrosi polmonare idiopatica umana (IPF) a causa di differenze anatomiche come l'assenza di bronchioli respiratori. Per affrontare questa limitazione, abbiamo sviluppato un modello di fibrosi polmonare su grandi animali nei furetti, che possiedono bronchioli respiratori simili a quelli umani. I furetti selvatici di tre mesi hanno ricevuto l'instillazione intratracheale di BLEO. I polmoni sono stati prelevati 8 settimane dopo il trattamento per la tomografia microcomputerizzata (micro-TC) e la valutazione istologica. A causa della limitata risoluzione spaziale della CT multirivelatore (MDCT) nella visualizzazione delle piccole vie aeree del furetto, i polmoni esondati sono stati fotografiati ex vivo utilizzando uno scanner micro-CT a pressioni controllate delle vie aeree (0 cmH2O e 25 cmH2O) per simulare condizioni espiratorie e inspiratorie.

L'imaging micro-TC ha rivelato differenze strutturali distinte tra i polmoni dei furetti normali e trattati con BLEO. I polmoni normali hanno mostrato una bassa attenuazione e una conservazione dell'architettura, mentre i polmoni trattati con BLIO hanno mostrato un'attenuazione marcatamente aumentata, compatibile con la fibrosi. Erano evidenti caratteristiche tipiche della malattia polmonare fibrotica umana, tra cui la formazione dei nidoli con spazi cistici, l'ispessimento dei setti interlobolari e le opacità del vetro macinato, indicative di cambiamenti fibrotici o infiammatori precoci. Utilizzando un'analisi micro-CT quantitativa, è stato osservato che le vie aeree nei polmoni dei furetti trattati con BLUO mostravano una riduzione significativa dell'espansione radiale, dello stiramento longitudinale e della variazione di volume a entrambe le pressioni applicate. Inoltre, l'analisi con abbinamento generazionale ha rivelato un significativo ispessimento delle pareti delle vie aeree nelle regioni con fibrosi visivamente evidente. La valutazione istologica, inclusa la colorazione tricroma di Masson, ha confermato una deposizione estesa di collagene e fibrosi.

Questo studio dimostra che i furetti trattati con BLUO sviluppano caratteristiche radiologiche, meccaniche e istopatologiche simili alla fibrosi polmonare umana. Inoltre, la micro-CT consente una valutazione ad alta risoluzione della distribuzione fibrotica, della dinamica delle vie aeree e dei cambiamenti di volume polmonare. Questi risultati evidenziano il potenziale del furetto come modello traslazionale per studiare la patogenesi della fascite plantare e valutare nuove strategie terapeutiche.

Introduzione

La fibrosi polmonare (PF) è una malattia polmonare interstiziale cronica e progressiva in cui una lesione alveolare ripetuta provoca ispessimento parenchimatoso, fibrosi e disfunzione respiratoriaprogressiva 1. La fibrosi polmonare può essere indotta da varie esposizioni, tra cui farmaci, tossine ambientali, infezioni, disturbi autoimmuni sottostanti, oppure può essereidiopatica 1. Sebbene siano stati sviluppati farmaci per rallentare la progressione della malattia, in particolare per i pazienti con fibrosi polmonare idiopatica (IPF), la fibrosi polmonare rimane incurabile, con un tasso di sopravvivenza di 3–5 anni dopo ladiagnosi 1,2. Nella maggior parte dei casi, l'unico trattamento definitivo è un trapianto polmonare; Pertanto, è urgente sviluppare nuove opzioni terapeutiche più efficaci.

La bleomicina è un farmaco comunemente usato nell'uomo per il trattamento delle tumori maligne; tuttavia, il suo utilizzo è limitato dalla tossicità polmonare, che può rapidamente evolvere verso fibrosipolmonare 3. Dopo la scoperta di questo effetto collaterale, la bleomicina è stata utilizzata nella ricerca per sviluppare modelli animali di fibrosi polmonare. I topi sono stati comunemente utilizzati a questoscopo 4,5,6 con vari metodi di somministrazione di Bleomicina, inclusi l'instillazione endovenosa e intratracheale 7,8. Sebbene la fibrosi si sviluppi in questi modelli, nessuno di essi comprende tutte le caratteristiche cardinali della fibrosi polmonare osservata negli esseriumani. I modelli di fibrosi polmonare nei roditori non riflettono caratteristiche chiave della malattia avanzata, inclusa la formazione di cisti a nido d'ape e la bronchiolizzazione degli alveolidistali 9. Inoltre, studi hanno dimostrato che il danno polmonare indotto dalla bleomicina inizia a risolversi spontaneamente nei roditori circa 28 giorni dopo il trattamentocon la bleomicina 10. Inoltre, nessuno degli agenti dimostrati di inibire la fibrosi in questi modelli ha avuto un effetto equivalente negli esseri umani, limitando le nostre opzioniterapeutiche 11.

I furetti domestici (Mustela putorius furo) sono sempre più utilizzati nella ricerca biomedica respiratoria a causa delle loro somiglianze anatomiche con il sistema respiratorioumano 12. Inoltre, sono suscettibili a patogeni respiratori simili che infettano l'uomo, tra cui il virus respiratorio sinciziale (RSV) e l'influenza, mostrando le loro somiglianzefisiologiche 12. I modelli di bleomicina di furetto mostrano bronchiolizzazione, la formazione di focolai fibrotici e la presenza di cellule aberranti simili a basaloidi (KRT7+/KRT17+/KRT5–/TP63+)9. Una singola dose di bleomicina ha indotto fibrosi polmonare sostenuta nei furetti, con fisiologia restrittiva e anomalie polmonari fibrose persistenti per almeno 22settimane 13. Questo risultato differisce sostanzialmente dal modello ampiamente utilizzato sulla bleomicina topinosa, dove la fibrosi è generalmente auto-limitante e inizia a risolversi dopo circa 28 giorni, con una regressione sostanziale che si verifica entro 6–8 settimane, suggerendo che il modello del furetto potrebbe riprodurre meglio la natura cronica e progressiva della fibrosi polmonare umana. Inoltre, i furetti sono stati recentemente utilizzati nella ricerca sulla fibrosi cistica, una malattia sistemica che colpisce più comunemente il sistema respiratorio, a causa della loro somiglianza con gli esseriumani 14. Pertanto, questi animali possono servire come modelli migliori per la PF rispetto ai precedenti modelli di roditori.

Questo studio attuale mirava a sviluppare un modello animale di fibrosi polmonare che assomigli maggiormente alla condizione umana. Abbiamo somministrato bleomicina intratracheale a furetti domestici. Dopo 8 settimane, questi furetti hanno mostrato cambiamenti radiografici e istologici simili a quelli osservati negli esseri umani con fibrosi polmonare.

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Protocollo

Tutte le procedure sugli animali sono state condotte in conformità con le linee guida e i regolamenti del Comitato Istituzionale per la Cura e l'Uso degli Animali (IACUC) della Michigan State University (Approvazione del protocollo degli animali n. PROTO202300066). I protocolli di cura degli animali e sperimentali sono stati approvati dalla Michigan State University e eseguiti in conformità con gli standard istituzionali per l'uso etico degli animali nella ricerca.

1. Instillazione broncoscopica di bleomicina nei furetti

  1. Acquisire furetti maschi che hanno un'età compresa tra i 3 e i 4 mesi. Il peso medio di un furetto maschio a questa età dovrebbe essere di circa 0,9–1,6 kg. Ospita gli animali a 21 °C con umidità del 40%–50%.
  2. Somministrare gas isoflurano al furetto al 3%–5% utilizzando una macchina anestesicatrice di precisione con vaporizzatore.
  3. Mantieni l'anestesia coprendo il naso del furetto con un cono nasale e continua a somministrare gas isoflurano a una concentrazione del 3%–5%.
  4. Quando il furetto è adeguatamente sedato e giacito, si avvia la broncoscopia utilizzando un broncoscopio di diametro esterno di 2,7 mm.
  5. Inietta una miscela di bleomicina (2 U/kg di peso corporeo) e soluzione salina tramite il canale di lavoro nella trachea distale per consentire una dispersione diffusa della bleomicina. Assicurarsi che il volume totale instillato non superi 1 mL. Riporta i furetti nelle rispettive unità abitative e monitora per 8 settimane.
    NOTA: L'installazione non dovrebbe richiedere più di due minuti per essere completata.
  6. Somministrare isoflurano utilizzando una macchina anestesicatrice a gas vaporizzatore di precisione. Copri il naso del furetto con un cono nasale e somministra isoflurano dall'1%–5% finché il furetto non è riposato. Continuare con l'esposizione ai gas finché non può essere confermata la morte clinica apparente. Somministrare una soluzione di eutanasia endovenosa a una dose di 90 mg/kg e monitorare i parametri vitali fino alla conferma del decesso.
  7. Prelevare i polmoni 8 settimane dopo il trattamento per la microtomografia computerizzata (micro-TC) e la valutazione istologica.

2. Micro-TC ad alta risoluzione dei polmoni dei furetti

  1. Prepara il tessuto polmonare espulso per l'imaging rimuovendo tessuto e sangue estranei tramite l'incisione della vena cava inferiore per permettere il drenaggio del sangue. Esegui la TAC immediatamente dopo aver preparato i polmoni.
  2. Ottenere immagini micro-CT tomografiche utilizzando un sistema micro-CT con le seguenti impostazioni di acquisizione dell'immagine: 90 keV, 88 μA, impostazione di potenza con un filtro collimatore a raggi X da 60 μm in rame e alluminio da 500 μm, utilizzando un campo visivo (FOV) di 72 mm a risoluzione isotropa di 144 μm.
  3. Acquisire un totale di 5 immagini a tempi standard di gantry di 18 s utilizzando un protocollo di cucitura automatico per sovrapporsi, cucire e rifiutare fette duplicate per creare un'immagine finale cucita per l'analisi delle condotte delle vie aeree; questo porterà a un FOV cilindrico di 68 mm di diametro x 186 mm di profondità totale dell'immagine cucita (piano Z) a risoluzione voxel di 144 μm, permettendo la cattura completa dell'intero blocco polmonare ex vivo del furetto.
    1. Ripeti questo protocollo di imaging per ogni gruppo di polmoni di furetto ex vivo sia a 0 cmH2O che a 25 cmH2O pressioni polmonari.
    2. Utilizzare un sistema di monitoraggio della pressione collegato direttamente al polmone per controllare e mantenere con precisione la pressione delle vie aeree durante l'acquisizione di imagin.
    3. Collegare il misuratore di pressione a una fonte di flusso d'aria regolata per consentire una regolazione continua della pressione intrapolmonare.
    4. Prima dell'immagini, imposta il sistema al livello di pressione desiderato (0 cmH₂O o 25 cmH₂O) e gonfia il polmone utilizzando un flusso d'aria costante.
    5. Durante l'immagini, usa il misuratore di pressione per fornire un feedback in tempo reale sulla pressione delle vie aeree e compensare eventuali piccole fluttuazioni di pressione usando la fonte di flusso d'aria.

3. Elaborazione e segmentazione delle immagini

  1. Carica i volumi di immagini micro-CT ricostruiti in formato DICOM, che vengono convertiti in un formato di iniziativa tecnologica informatica neuroimaging (NIfTI), nella pipeline di segmentazione delle vie aeree.
  2. Definire la regione di interesse (ROI) nell'immagine micro-CT ritagliando manualmente le fette assiali all'estremità superiore per escludere il tubo e altri inserti tracheali (vedi Figura 1A).
  3. Esegui la segmentazione delle vie aeree utilizzando l'algoritmo automatizzato Freeze-and-Grow15,16 descritto nei seguenti passaggi principali.
    1. Posizionare un seme all'interno della trachea sulla parte più alta dell'immagine assiale all'interno del ROI; creare un array di immagini vuoto con dimensioni di input per rappresentare il volume iniziale delle vie aeree fiduciose (CAV) con tutti i voxel assegnati a '0'; e aggiungere il voxel seme al CAV impostandone il valore a '1'.
    2. Impostare una soglia di intensità micro-CT conservativa iniziale t = -1000 HU per la segmentazione del lumen delle vie aeree.
    3. Creare un array di immagini vuoto con dimensioni immagini di input per rappresentare il volume proibito (FV) con tutti i voxel inizializzati a '0'.
    4. Ripetere la segmentazione iterativa fino a quando la convergenza della segmentazione dei lumen delle vie aeree è definita da uno dei due flag: 1) l'intero intervallo di soglia (-1000 a -600 HU) viene controllato, oppure 2) tutti i voxel '0' adiacenti a '1' nell'immagine CAV sono segnati come '1' nell'immagine FV.
      1. Calcola l'albero centrale 17 del CAV e identifica i terminali terminali18.
      2. Applicare una soglia binaria sull'immagine micro-CT al valore attuale di t e calcolareil nuovo volume 18 collegato al lumen con CAV come semi sulla regione soglia (valore voxel ≤ t), escludendo FV.
      3. Per ogni endpoint CAV, si calcola i voxel associati all'interno del nuovo volume di lumen, escludendo i CAV che sono più vicini a quell'endpoint rispetto a qualsiasi altro endpoint CAV.
      4. Rilevare l'estremità CAV con un grande volume di voxel associati (>150 voxel, equivalenti a 0,5 mm3) come potenziali siti di perdita nel nuovo volume di lumen.
      5. Confermare una possibile perdita di lumen utilizzando i criteri automatizzati definiti in Nadeem et al.15.
      6. Rimuovere eventuali perdite nel volume di lumen eliminando il volume del sottoalbero distale alle radici di perdita, e aggiungere voxel intorno alle radici di fuga per aumentare la FV usando gli algoritmi descrittiin precedenza 15.
      7. Assegnare il volume di lumen rimosso dalla perdita per aggiornare il CAV utilizzando gli algoritmi descrittiin precedenza 15.
      8. Incrementa la soglia t di '1'.
      9. Vai al passo 3.3.4.
  4. Eseguire il calcolo di un albero centrale delle vie aeree spesso un voxel utilizzando un algoritmo automatizzato precedentementevalidato 17 descritto nei seguenti passaggi principali.
    1. Inserisci l'albero segmentato delle vie aeree come un'immagine binaria NIfTI.
    2. Calcolare l'albero iniziale della linea centrale delle vie aeree utilizzando un percorso a costo minimo medialmentepreferito 17 descritto nei seguenti passaggi principali.
      1. Creare un array di immagini scheletriche vuote con dimensioni dell'immagine di input con tutti i voxel assegnati a '0'; Aggiungi il seed automatico del passo 3.3.1 come voxel scheletro iniziale con valore '1'.
      2. Crea un array di immagini vuote con la dimensione dell'immagine di input con tutti i voxel assegnati a '0' per rappresentare l'immagine del volume delle vie aeree segnata.
      3. Identifica il voxel nel volume delle vie aeree non segnalate più lontano dallo scheletro attuale e calcola il percorso a costo minimo medialmente preferito che collega questo punto allo scheletro attuale usando l'algoritmo precedentementedescritto 17.
      4. Aggiungi il percorso risultante come nuovo ramo scheletrico all'array di immagini dello scheletro e aggiorna il volume segnato dalle vie aeree applicando una dilatazione locale adattativa alla scala lungo il ramo, come descrittoin precedenza 17.
      5. Ripeti i passaggi 3.4.2.3–3.4.2.2.4 finché il volume delle vie aeree segnato non è riempito.
    3. Potare rami topologici spuri preservando le vere linee centrali delle vie aeree utilizzando una strategia locale di selezione basata sulla scala sulla lunghezza del ramo, come descrittoin precedenza 17.
    4. Eliminare i puntisemplici 19 nella linea centrale delle vie aeree che non sono estremità di ramo (cioè quelli adiacenti a più di un voxel centrale) per garantire la coerenza topologica e mantenere una linea centrale spessa come un singolo voxel.
  5. Eseguire segmentazione del parenchima polmonare in microimmagini dei polmoni di furetto a 0cmH 2O.
    1. Delineare manualmente il parenchima polmonare su ogni quinto taglio dell'immagine coronale utilizzando algoritmi computazionali e interfacce grafiche incorporate all'interno diITK-SNAP 20.
      NOTA: Il contrasto di intensità micro-CT tra il parenchima polmonare e il fondo circostante allo stato di inflazione25 cmH 2Oè stato insufficiente, impedendo una segmentazione affidabile del volume polmonare.
    2. Applicare l'interpolazione dell'immagine per generare una segmentazione del parenchima polmonare nelle fette intermedie dell'immagine.
    3. Eseguire una revisione secondaria del controllo qualità per garantire la continuità strutturale della segmentazione parenchimante lungo la direzione assiale e sagittale.
    4. Escludere il lumen delle vie aeree e le regioni della parete dal parenchima polmonare utilizzando una dilatazione locale basata su scala del volume del lumen, e poi sottrai il volume dilatato dal parenchima polmonare.
  6. Quantificare le misure meccaniche delle vieaeree 21.
    1. Quantificare l'espansione radiale correlata alla respirazione delle singole vie aeree misurando le variazioni nell'area trasversale del lumen delle vie aeree (CSA) spazialmente corrispondente tra i volumi inspiratori (inflazione25cmH 2 O) ed espiratori (gonfiamento 0 cmH2O). Calcolare l'espansione radiale in un ramo delle vie aeree b, denotata conΔ aria-R(b), come:
      figure-protocol-1(1)
      dove CSAins(b) e CSAexp(b) indicano il lumen delle vie aeree CSA ai volumi polmonari inspiratori ed espiratori. La CSA in b viene calcolata utilizzando un tracciamento radiale della linea e metodi localmente adattivi di half-max sulla metà centrale del ramo b 22.
    2. Quantificare lo stretching longitudinale correlato alla respirazione delle singole vie aeree come segue:
      figure-protocol-2(2)
      dove Lins(b) e Lexp(b) indicano lunghezze di percorso geodetiche del ramo delle vie aeree b rispettivamente ai volumi polmonari inspiratori ed espiratorii. La lunghezza del percorso geodetico di un ramo viene calcolata tracciando il percorso centrale dalla carina fino all'estremità distale delramo 21.
  7. Quantificare le misure basate sull'intensità del parenchima polmonare.
    1. Visualizza spazialmente la distribuzione dell'intensità micro-CT del parenchima polmonare nei furetti sani e fibrotici generando una "rendizione volumetrica 3D a guardare" del volume del parenchima polmonare nel contesto dell'albero delle vie aeree. Ottieni l'effetto look-through utilizzando la mappatura di trasparenza definita dall'intensità micro-CT e la codifica colore. Applica la stessa mappatura di trasparenza e la codifica a colori delle scale sia ai polmoni sani che a quelli fibrotici dei furetti. I seguenti passaggi vengono applicati per generare la resa volumetrica 3D con look-through.
      1. Usa il 3D Slicer23 per aprire l'immagine tridimensionale (3D) del NIfTI della segmentazione delle vie aeree a 0cmH2 O di inflazione come "Segmentazione".
      2. Genera una rappresentazione 3D delle vie aeree utilizzando il modulo Segmentazioni . Seleziona il volume delle vie aeree come ingresso e, nella scheda Rappresentazioni , clicca su Crea sotto l'opzione Superficie chiusa .
      3. Importa l'immagine di intensità micro-CT con parenchima polmonare separato in 3D Slicer come Volume. In questa immagine, i valori originali di intensità micro-CT sono conservati per i voxel polmonari, mentre tutti i voxel non polmonari sono assegnati a -2000 HU.
      4. Configura la mappatura di colore e trasparenza per le intensità del parenchimante polmonare utilizzando il modulo Volume Rendering . Valori di intensità della mappa da -1500 HU, -600 HU, 0 HU e 1500 HU fino a nero, verde, giallo e rosso, con opacità rispettivamente di 0, 0,15, 0,3 e 1.
    2. Utilizzare l'algoritmo sviluppato in questo studio per stimare la frazione di tessuto malato all'interno del parenchima polmonare analizzando la distribuzione di intensità osservata tramite micro-TC. Il metodo presuppone che i valori di intensità delle regioni parenchimali sane seguano una distribuzione gaussiana. Al contrario, le regioni fibrotiche, con intensità caratteristicamente più elevate, distorcono la gaussianità del lato destro dell'istogramma osservato. Porta a termine questo compito nei passaggi seguenti.
      1. Calcolare l'istogramma per un'immagine isolata del parenchima polmonare nel passo 3.7.1.3 con 50 bins nell'intervallo di intensità da -1500 HU a 500 HU.
      2. Calcola la media della distribuzione gaussiana target come modalità dell'istogramma e deriva il parametro di deviazione standard usando i valori di intensità a sinistra della modalità sull'istogramma.
      3. Quantificare il volume del tessuto fibrotico come l'area in eccesso sul lato destro dell'istogramma osservato che si trova sopra la curva di distribuzione gaussiana attesa definita dai parametri media e deviazione standard ottenuti nel passo 3.7.2.2.
      4. Calcolare la frazione del tessuto malato come il rapporto tra il volume del tessuto fibrotico e il conteggio totale degli istogrammi che rappresenta il volume della regione parenchimatica.

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Risultati

Dei cinque furetti, i polmoni espulsi di un furetto sano e di un furetto fibrotico sono stati fotografati utilizzando uno scanner micro-TC a pressioni controllate delle vie aeree di 0cmH 2O e 25 cmH2O per simulare rispettivamente gonfiamenti polmonari espiratorio e inspiratorio.

La Figura 1 illustra i risultati intermedi della pipeline di elaborazione dell'immagine per l'immagine micro-CT (

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Discussione

Questo studio descrive un protocollo che combina l'amministrazione intratracheale di bleomicina nei furetti con la micro-tomografia computerizzata ex vivo ad alta risoluzione (micro-CT) per caratterizzare le caratteristiche strutturali e meccaniche della fibrosi polmonare. La micro-TC può rilevare vie aeree piccole fino a 0,2 mm e misurare volumi, spessore delle vie aeree, densità e morfologia. L'aumento della densità tissutale, la perdita di volume e l'eterogeneità regionale co...

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Dichiarazioni

MATK ha ricevuto un onorario come consulente da InflaRx per partecipare al Consiglio Consultivo IMV/ECMO per pazienti COVID-19 ricoverati nel 5/2024. Queste quote sono state donate alla Corewell Health Foundation.

Ringraziamenti

Gli autori dichiarano che è stato ricevuto un sostegno finanziario per la ricerca, la paternità e/o la pubblicazione di questo articolo. Il finanziamento per questo studio è stato in parte fornito dalla sovvenzione del R01 HL153165-01A1 (a X.P.L.) e dal Fondo di Ricerca Pediatrica dell'Helen DeVos Children's Hospital.

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Materiali

```html
Elenco dei materiali utilizzati in questo articolo
NomeAziendaNumero di catalogoCommenti
1 mL Luer locking syringeBD309628
10 mL Luer locking syringeBD303134
24 G ´ 3/4" Exel safelet catheterEXELINT INTERNATIONAL CO.26751
3 mL Luer locking syringeBD309657
30 mL Luer locking syringeBD302832
5 mL Luer locking  syringeBD309647
BD Precision glide needle 18 G ´ 1 1/1" BD305196
BD Precision glide needle 20 G ´ 1"BD305175
BD Precision glide needle 23 G ´ 1" BD305145
Dulbecco's phosphate-buffered saline (DPBS -/-) Gibco14190250
Endotracheal intubation tubes with cuff oxygen catheterCaphstion2.0MM
ET Tube, Uncuffed, 2.0Teleflex5-10404
Ethicon Permahand silk suture, Size 2-0, No Needle, 18", 36/Box, A185HFisher Scientific50-209-2809
Invitrogen RNAlater stabilization solutionFisher ScientificAM7021
IsofluraneCovetrus11695-6777-2
Lubricant PM ointment AACE Pharmaceuticals71406-124-35Pomata per gli occhi
MADgic 700 atomizerTeleflexMAD700
Manometer, Professional air pressure meterLeatonT168
Rodent ventilator model 683Harvard Apparatus, Inc. 55-3438
Sterile saline, 0.9%CellProDS0329
Veterinary pulse oximeteruPM60VUVMI
```

Riferimenti

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