Viene descritto un modello di ferita cutanea di ratto che consente la valutazione di vari agenti terapeutici in condizioni fisiologiche o patologiche attraverso le diverse fasi del processo di guarigione. Inoltre, è dettagliato un protocollo per eseguire la planimetria manuale al fine di monitorare la velocità di contrazione della ferita durante la riparazione dei tessuti.
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Articolo metodologico
Un modello chirurgico di ferite cutanee per ratti: un approccio per studi di guarigione delle ferite e valutazione dei biomateriali
In questo articolo
Sommario
Abstract
La guarigione delle ferite cutanee è un processo biologico complesso che coinvolge fasi coordinate di infiammazione, proliferazione e rimodellamento. Data la necessità di comprendere meglio i meccanismi sottostanti della guarigione delle ferite, i modelli animali escisionali sono ampiamente utilizzati per approfondire la conoscenza di questo processo e facilitare lo sviluppo di nuovi approcci terapeutici. In tali modelli, l'induzione delle ferite cutanee tramite biopsie punch è spesso impiegata poiché produce lesioni standardizzate. Tuttavia, questa tecnica limita la lesione a una forma circolare, che potrebbe non essere adatta ad alcuni scopi sperimentali. In questo contesto, viene presentato un semplice protocollo chirurgico riproducibile per indurre ferite cutanee a spessore completo nei ratti, utilizzando un modello quadrato standardizzato sul fianco. Questa metodologia consente la creazione di lesioni di dimensioni e geometrie variabili, offrendo maggiore flessibilità sperimentale adattata agli obiettivi specifici di ogni studio e consentendo il monitoraggio del processo di guarigione in condizioni fisiologiche o patologiche. Inoltre, viene descritto un metodo per monitorare la frequenza di contrazione della ferita tramite planimetria manuale. Sebbene l'esecuzione di questo protocollo richieda attenzione ai dettagli e competenza tecnica, non sono richieste competenze chirurgiche avanzate.
Introduzione
La guarigione della ferita cutanea è un processo biologico complesso e orchestrato che comprende molteplici eventi coordinati volti a ripristinare l'integrità dei tessuti. Questo fenomeno progredisce attraverso fasi distinte ma sovrapposte, che includono emostasi e infiammazione, proliferazione erimodellazione 1. La fase infiammatoria inizia pochi minuti dopo la formazione della ferita, raggiunge il picco tra le 24 e le 48 ore dopo l'infortunio e coinvolge il reclutamento delle cellule immunitarie e il rilascio di mediatori infiammatori. La fase proliferativa è caratterizzata da riepitelizzazione e formazione di tessuto di granulazione, che inizia da 4 a 5 giorni dopo l'infortunio e può durare settimane. Infine, la ferita entra nella fase di rimodellamento, che inizia alla terza settimana dopo l'infortunio e può prolungare per mesi o anni, caratterizzata da riorganizzazionetissutale 2. Quando la guarigione non procede normalmente, può causare una ferita cronica, che rappresenta un peso significativo sia per il paziente che per il sistemasanitario, sottolineando la necessità di sviluppare nuovi approcci terapeutici.
La creazione di una ferita escisionale tramite la rimozione chirurgica di tutti gli strati cutanei (epidermide, dermide e tessuto sottocutaneo) dall'animale consente di indagare l'infiammazione, la formazione di tessuto di granulazione, la ri-epitelializzazione, l'angiogenesi e il processo dirimodellazione 4. Negli ultimi decenni, l'adozione di modelli di guarigione delle ferite ha permesso numerose scoperte, ampliando la conoscenza e la comprensione degli eventi molecolari e cellulari che facilitano questoprocesso 5. I modelli in vivo rimangono gli strumenti più predittivi per studiare la riparazione delle ferite umane, poiché rappresentano in modo più accurato l'intero microambiente di guarigione grazie alla presenza di molteplici tipi cellulari, segnali ambientali e interazioniparacrine 6. In questo contesto, ratti e topi sono ampiamente utilizzati grazie alla loro facilità di maneggiamento e manutenzione4.
In questi modelli, le biopsie a punch sono frequentemente utilizzate per indurre ferite chirurgiche perché prevedono escissione standardizzate. Di conseguenza, la maggior parte dei modelli sperimentali descritti in letteratura si basa sull'accreditamento delle lesionicircolari 7–12. Sebbene questo approccio sia ampiamente accettato, l'uso di geometrie alternative può diversificare gli approcci metodologici disponibili per gli studi sulla guarigione delle ferite. A tal proposito, creare ferite con un bisturi permette la generazione di lesioni di dimensioni variabili e in forme definite al di fuori del pattern circolare standard usato nelle biopsie punch 13,14,15,16,17,18. Inoltre, studi comparativi su modelli animali hanno dimostrato che le incisioni del bisturi causano meno danni iniziali ai tessuti rispetto ad altretecniche 19.
Questo protocollo descrive una metodologia chirurgica alternativa per indurre ferite cutanee a spessore completo escisionale nei ratti, utilizzando un modello di lesione quadrata sul fianco. L'approccio presentato facilita la standardizzazione dell'area della lesione e il monitoraggio del processo di riparazione tissutale. Inoltre, è applicabile a studi che mirano a valutare gli effetti di diverse strategie terapeutiche e biomateriali durante le diverse fasi della guarigione cutanea in condizioni fisiologiche o patologiche.
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Protocollo
Tutte le procedure sperimentali sono state approvate dal Comitato Etico sull'Uso degli Animali (CEUA) dell'Universidade Estadual de Santa Cruz (UESC). I ratti wistar (Rattus norvegicus) sono stati ottenuti dal Laboratorio di Allevamento, Manutenzione e Sperimentazione Animale (LaBIO)/Struttura Animale presso UESC, secondo il protocollo CEUA/UESC n. 010/25. Tutte le procedure sugli animali sono state condotte in conformità con la Guida NIH per la Cura e l'Uso degli Animali da Laboratorio e rispettavano le linee guida istituzionali per il benessere animale e l'uso etico. Il progetto complessivo del protocollo sperimentale è mostrato nella Figura 1, e i materiali e le attrezzature utilizzati in questo protocollo sono dettagliati nella Tabella dei Materiali disponibile come materiale supplementare.
Figura 1: Disegno sperimentale del protocollo di induzione della ferita cutanea nei modelli di ratto. (A) Dopo la sedazione animale, radere la regione sperimentale; (B) indurre anestesia in una camera con isoflurano e, in caso di perdita dei riflessi, mantenere un piano anestetico adeguato tramite una maschera facciale; (C) eseguire l'antisepsi dell'area rasata, delimitare le dimensioni della lesione con un calibro e creare la ferita chirurgica usando un bisturi sterile; (D) proteggere la lesione con una medicazione trasparente a film ed eseguire planimetria manuale usando la carta adesiva di supporto; (E) somministrare analgesia post-operatoria con cloridrato di tramadolo ogni 12 ore per 3 giorni; (F) applicare il trattamento sperimentale 24 ore dopo l'induzione della ferita; (G) eseguire l'eutanasia nel momento sperimentale precedentemente stabilito e procedere con la raccolta di campioni e il tracciamento planimetrico per analisi successive. Questa figura è stata creata dagli autori con BioRender. Galvão, M. (2026) https://BioRender.com/jsiygmf. La licenza di pubblicazione è allegata. Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.
1. Animali e gestione
- Utilizzare maschi adulti di ratti Wistar di età compresa tra 2 e 3 mesi.
- Il giorno prima dell'intervento chirurgico, assicurati che le gabbie degli animali siano pulite e sanificate, e etichettale secondo i gruppi sperimentali.
- Il giorno dell'intervento, pesa ogni animale con una bilancia digitale e registra i valori.
- Distribuire casualmente gli animali nelle gabbie precedentemente sanificate e etichettate, rispettando la capacità abitativa per garantire il benessere animale.
- Utilizzando un pennarello permanente a punta fine, identifica ogni animale sulla coda in base al gruppo sperimentale e al numero, garantendo la tracciabilità durante tutto l'esperimento.
NOTA: Anche le femmine possono essere utilizzate in questo protocollo, a seconda della disponibilità degli animali presso la struttura istituzionale e degli obiettivi specifici dello studio. Si raccomanda l'identificazione alfanumerica degli animali, con la lettera che indica il gruppo sperimentale e il numero che indica l'animale. ad esempio, A1 si riferisce al gruppo A, animale 1.
2. Procedura pre-chirurgica
- Sedazione
- Preparare in anticipo: cotone, etanolo al 70%, una siringa ipodermica da 1 mL con ago per ogni animale, solfato di morfina (10 mg/mL) e preparare la camera di CO₂.
- Esegui l'antisepsi sulla regione addominale dell'animale usando il 70% di etanolo e cotone. Come farmaco preanestetico, somministrare morfina solfato a una dose di 5 mg/kg (10 mg/mL) intraperitonealmente nel quadrante inferiore destro dell'addome.
- Dieci minuti dopo la somministrazione del farmaco pre-anestetico, si posiziona l'animale nella camera CO₂.
ATTENZIONE: Solfato di morfina, aghi, sistemi di esposizione CO₂ e etanolo al 70% devono essere maneggiati esclusivamente da personale addestrato che utilizza dispositivi di protezione individuale (DPI) appropriati, inclusi guanti, camice da laboratorio e occhiali protettivi. Aghi e siringhe devono essere scartati in contenitori approvati per articoli taglienti, mentre i rifiuti chimici e biologici devono essere smaltiti in conformità con le normative istituzionali sulla biosicurezza e i rifiuti pericolosi.
NOTA: Durante il periodo di attesa di 10 minuti, eseguire la procedura anestetica nella camera CO₂ e preparare l'area della ferita.
- Procedura anestetica
- Preparati in anticipo: anestetico per inalazione di isoflurano 4 V% (percentuale di volume), camera CO₂ e 1 coperta termica.
- Indurre anestesia con isoflurano a una concentrazione del 4 V% in una camera CO₂.
- Dopo la perdita dei riflessi dell'animale, trasferire l'animale dalla camera CO₂ alla maschera facciale.
- Mantieni l'anestesia animale con isoflurano al 2 V% o alla concentrazione necessaria per mantenerlo in un piano anestetico chirurgico adeguato, con un flusso di gas fresco di 50 mL/min.
- Durante tutta la procedura, mantenere la temperatura corporea dell'animale utilizzando una coperta termica.
NOTA: Un piano anestetico chirurgico adeguato è considerato raggiunto quando l'animale mostra l'assenza di risposte riflesse, inclusa l'assenza di reazione da astinenza alla stimolazione meccanica interdigitale, insieme a regolari movimenti respiratori e assenza di movimenti volontari del corpo durante tutta la procedura.
ATTENZIONE: L'isoflurano è un anestetico volatile che comporta un rischio di esposizione all'inalazione. Pertanto, è fortemente raccomandata la somministrazione tramite un sistema anestesiario con adeguata ventilazione di scarico. Inoltre, gli operatori devono indossare DPI, inclusi toghe, guanti, maschere e cappellini. È necessario un monitoraggio continuo del piano anestetico e della temperatura corporea durante tutta la procedura. I materiali anestetici residui e i materiali usa e getta contaminati devono essere scartati in conformità con le normative istituzionali sui rifiuti chimici e biologici.
- Preparazione del sito della ferita
- Preparate in anticipo: spugne di garza, lama in acciaio inossidabile, etanolo al 70% e 10% povidone-iodio o clorexidina acquosa allo 0,2%.
- Applica una garza e sapone sulla zona sinistra del fianco dell'animale.
- Sul tavolo operatorio, posizionare l'animale nel decubito laterale destro.
- Radere il fianco sinistro usando una lama in acciaio inossidabile o una rasatura elettrica.
- Eseguire l'antisepsis pre-chirurgica dell'area rasata con una garza e etanolo al 70% (tre volte), seguita da una garza e 10% di povidone-iodio o 0,2% di clorexidina acquosa (tre volte).
ATTENZIONE: I taglienti devono essere maneggiati con attenzione e smalti in contenitori rigidi appropriati dopo l'uso. Inoltre, le sostanze chimiche descritte devono essere gestite utilizzando dispositivi di protezione personale raccomandati ed evitando il contatto con occhi e mucose. Le lame usate devono essere scartate in contenitori approvati per oggetti taglienti, mentre garze contaminate, residui antisettici e materiali biologici devono essere smaltiti in conformità con le normative istituzionali sulla biosicurezza e sui rifiuti pericolosi.
3. Induzione della ferita cutanea
- Preparate in anticipo: 1 calibro, 1 pennarello permanente a punta fine, garza e strumenti chirurgici sterili (lama del bisturi n. 23, forbici Mayo e pinze anatomiche)
- Utilizzando il calibro e il pennarello permanente, delinea quattro punti equidistanti sulla pelle, delineando un quadrato di 1 x 1 cm.
- Crea la ferita chirurgica rimuovendo completamente la pelle all'interno dell'area delimitata utilizzando una lama sterile No. 23 scalpell, forbici Mayo e forcie anatomiche sterili, esponendo il tessuto sottocutaneo e la muscolatura sottostante.
- Ottieni l'emostasi sul sito usando garze sterili, applicando una pressione delicata direttamente sulla ferita fino a quando il sanguinamento non cessa.
ATTENZIONE: Il sangue e i tessuti devono essere considerati potenzialmente rifiuti biologici infettivi. Dopo la procedura, assicurarsi un corretto smaltimento in conformità con gli standard di biosicurezza istituzionali.
NOTA: Assicurarsi che le tecniche asettiche appropriate vengano applicate durante tutta la procedura di induzione della ferita. Obbligatorie per il personale sono l'equipaggiamento di protezione individuale (DPI), inclusi una rete per capelli, guanti, mascherina e camice da laboratorio, oltre all'uso di strumenti chirurgici sterili.
4. Planimetria manuale dell'area della ferita
- Preparati in anticipo: pellicola trasparente, foglio di carta bianca (8,5 × 11 pollici), pennarello permanente a punta fine e nastro adesivo trasparente.
- Taglia rettangoli della medicazione trasparente con dimensioni di 5 x 3,5 cm e copri l'intera ferita.
- Su un foglio bianco, identifica il gruppo (ad esempio, Gruppo A), l'animale (ad esempio, A1, A2, A3, A4) e il giorno della raccolta della planimetria delle ferite. Assegnare D0 alla planimetria ottenuta il giorno dell'induzione della ferita e DX alle planimetrie raccolte nel giorno corrispondente dell'eutanasia (ad esempio, D3, D7, D14, D21).
- Usa la medicazione trasparente per registrare l'area della ferita e trasferirla sulla carta letterale. Per farlo, posizionare la pellicola sopra la ferita e, utilizzando un pennarello permanente a punta fine, eseguire la planimetria manuale tracciando l'intero contorno della ferita.
- Utilizzando nastro adesivo trasparente, attacca la planimetria ottenuta a una carta letterale in base alla sua rispettiva identificazione (gruppo/animale/giorno). Le planimetrie saranno utilizzate per monitorare l'area della ferita e determinare la velocità di contrazione durante tutto l'esperimento.
NOTA: Si raccomanda l'uso di medicazioni per prevenire risse tra animali, leccare eccessivamente l'area ferita e cannibalismo, che potrebbe aggravare le ferite o interferire con la guarigione. D0 corrisponde al giorno dell'induzione della ferita (linea di base). I punti orari D3, D7, D14 e D21 indicano i giorni post-induzione (3°, 7°, 14° e 21°) in cui vengono eseguiti l'eutanasia e la raccolta di planimetria animale, permettendo il monitoraggio delle fasi di guarigione durante i periodi infiammatorio, proliferativo e di rimodellamento.
5. Cure postoperatorie immediate
- Prepara in anticipo il tramadolo cloridrato e metti da parte una siringa sterile da 1 mL con un ago per ogni animale, garantendo condizioni asettiche rigorose. Prepara anche bende in crepe e nastro medico per la protezione delle ferite.
- Iniziare l'analgesia con 5 mg/kg di tramadolo cloridrato (50 mg/mL) per via sottocutanea ogni 12 ore e mantenere per 3 giorni.
- Avvolgi la zona della ferita chirurgica con una benda a crepe e fissala con nastro medico per proteggere la zona della ferita.
- Metti il ratto in una gabbia individuale e monitoralo per garantire il recupero da anestesia e intervento.
- Dopo il recupero, riporta l'animale nella rispettiva gabbia.
6. Trattamento
- Dopo 24 ore di induzione della ferita, iniziare i trattamenti sperimentali desiderati, cambiando le medicazioni ogni giorno.
NOTA: La durata del trattamento dipenderà da ciascun protocollo sperimentale specifico.
7. Eutanasia
- Eseguire l'eutanasia sul campione designato di ciascun gruppo secondo il protocollo approvato dal comitato etico animale.
- Dopo la conferma della morte, eseguire la planimetria manuale della ferita come descritto nel passo 4.
NOTA: In questo studio, l'eutanasia è stata indotta tramite decapitazione utilizzando un dispositivo di ghigliottina adatto ai roditori, eseguita da personale formato in rigorosa conformità con le linee guida etiche e di benessere animale istituzionali. La morte è stata confermata dall'assenza di movimenti respiratori, di battito cardiaco e di risposte riflesse dopo la procedura.
8. Misurazione dell'area della lesione
- È necessario un software di analisi delle immagini per valutare l'area lesionista. Inoltre, sono necessari anche la planimetria manuale della ferita e un righello millimetrico per la misurazione e il monitoraggio della ferita.
- Scarica il software di analisi delle immagini scelto e crea un account, se necessario, per accedere alla piattaforma.
- Prima di iniziare l'analisi, selezionare due punti fissi (ad esempio, A e B) sull'immagine della planimetria e, usando il righello millimetrico, misurare la distanza tra questi punti e registrare separatamente il valore ottenuto (Figura 2, passo A).
- Fotografa le planimetrie precedentemente delimitate con i punti sopra menzionati. Salva i file con la rispettiva identificazione del gruppo sperimentale (Figura 2, passo B).
- Apri la piattaforma di analisi delle immagini e avvia una valutazione dell'area della ferita.
- Con l'immagine aperta nel software, usa il cursore o lo schermo touch dello smartphone per segnare nuovi punti, sovrapponendoli a quelli già creati, identificandoli come regioni A e B (Figura 2, passo B).
- Il programma stabilirà automaticamente una linea tra i punti A e B e richiederà la misurazione, in millimetri o centimetri, ottenuta con il righello. Inserisci questa misura nel software e poi clicca su "misura".
- Il programma rileverà automaticamente l'area della ferita e fornirà dati su lunghezza, larghezza, perimetro, area e profondità della ferita. In planimetria, le informazioni sulla "profondità" non saranno disponibili (Figura 2, passo C).
- Salva le immagini con le analisi generate ed esportale nella posizione desiderata.
NOTA: La valutazione dell'area della ferita descritta in questo protocollo è stata effettuata utilizzando il software commerciale di analisi delle immagini indicato nella Tabella dei Materiali. Tuttavia, piattaforme equivalenti di analisi delle immagini in grado di misurare ferite e planimetria digitale possono essere utilizzate in base alle preferenze dell'utente e alla disponibilità istituzionale. Se il software non rileva automaticamente l'immagine planimetrica, o se il contorno differisce da ciò che viene osservato visivamente nella planimetria, si raccomanda di rinforzare il contorno per facilitare il riconoscimento dell'area da parte del software. Questo può essere ottenuto utilizzando un colore a contrasto (ad esempio, rosso) e applicando texture alla regione esterna su un'area approssimativa di 4cm2. Le fotografie dei ricalci della planimetria possono essere caricate direttamente dalla galleria del dispositivo o catturate tramite fotocamera per un'analisi software successiva.
Figura 2: Misurazione dell'area della lesione usando ImitoWound. (A) Nella planimetria manuale, segnare due punti (A e B) e misurare la distanza (x) tra di essi usando un righello in millimetro; (B) caricare l'immagine della lesione nel software e delimitare gli stessi punti precedentemente definiti (A e B), sovrapponendoli agli originali; inserisci la misura precedentemente raccolta (x) per la calibrazione della scala; (C) invitare il software a procedere con la misurazione dell'area della lesione; attendi mentre il valore dell'area viene calcolato automaticamente e fornito dal sistema. Questa figura è stata creata dagli autori con BioRender. Lessa da Silva, M. (2026) https://BioRender.com/dzko62t. La licenza di pubblicazione è allegata. Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.
9. Determinazione della velocità di contrazione della ferita
- Dopo aver determinato l'area della ferita nei momenti valutati, usa i dati per calcolare la velocità di contrazionedella ferita 20 usando la seguente equazione:
FF (%) = [(A0 - Ax) ÷ A0 ] × 100 (1)
Dove A₀ = area della ferita al giorno 0; Ax = area della ferita il giorno dell'eutanasia; FF = frazione di chiusura della ferita
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Risultati
In questo esperimento, la sulfadiazina d'argento è stata utilizzata come trattamento di riferimento. Il prodotto è stato applicato topicamente sul letto della ferita 24 ore dopo l'induzione della lesione. La scelta della sulfadiazina d'argento si basava sul suo ben consolidato uso clinico come agente antimicrobico e nella gestione delle ferite cutanee. I dati sono presentati come intervallo mediano e interquartile, con n = 5 animali per ogni punto sperimentale. La Fi...
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Discussione
Sebbene le conoscenze sulla guarigione delle ferite umane siano notevolmente avanzate, le difficoltà e le limitazioni intrinseche rendono l'uso di modelli sperimentali indispensabile per la ricerca in questocampo 4. In questo contesto, il presente protocollo mirava a descrivere un modello di ferita escissionale a spessore completo indotto con un bisturi sul fianco dei ratti come metodologia alternativa alle tecniche convenzionali. La regione dorsale associata all'...
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Dichiarazioni
Gli autori dichiarano di non avere interessi in conflitto.
Ringraziamenti
Ringraziamo con gratitudine la Fundação de Amparo à Pesquisa do Estado da Bahia (FAPESB) e la Coordinazione de Aperfeiçoamento de Pessoal de Nível Superior (CAPES) per il supporto alla borsa di studio; la Pró-Reitoria de Pesquisa e Pós-Graduação (PROPP/UESC), il programma post-laurea in Biologia e Biotecnologia dei Microrganismi (PPGBBM/UESC), per il sostegno finanziario. Ringraziamo inoltre l'Ospedale di Medicina Veterinaria (HVET/UESC) per aver messo a disposizione la sala operatoria e le attrezzature.
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Materiali
| Nome | Azienda | Numero di catalogo | Commenti |
|---|---|---|---|
| Alcool (etanolo 70%) | Dinâmica | P.01.0024.006.06.81 | Antisepsi |
| Forbice anatomica | Sigma-Aldrich | F3892 | Acciaio inossidabile |
| Benda | Qualsiasi | Non applicabile | Protezione della ferita |
| Calibratore | Mitutoyo | 530-104 | Delimitazione della ferita |
| Soluzione antisettica acquosa di clorexidina 0,2% | Riohex | Non applicabile | Antisepsi |
| Camera CO2 | Bonther | D149F1LYSZ | Induzione anestetica |
| Benda creppa | Cremer | 818765 | 15 cm x 1,25 m |
| Guanti in lattice monouso | Descarpak | e0530101 | Non sterili |
| Tampone di garza | Cremer | 819342 | 7,5 x 7,5 cm |
| Siringa ipodermica | Dercarpack | e0324201 | 1 mL con ago |
| ImageJ | Image J | https://imagej.net/ij/ | Misura planimetrica |
| ImitoWound | ImitoWound | https://imito.io/pt/imitowound | Misura planimetrica |
| Asciugamano di carta piegato | Scott Smart | 48260 | Pulizia generale |
| Isoflurano | Cristália | 7.89668E+12 | Anestetico inalatorio |
| Guanti in lattice per procedura | Guanti in lattice per procedura Guanti in lattice per procedura | Dispositivi di protezione individuale | |
| Sapone liquido | Qualsiasi | Non applicabile | Pulizia dell'area della ferita |
| Forbici Mayo, dritte, affilate/affilate | Fine Science Tools | 14001-12 | Acciaio inossidabile |
| Righello millimetrico | Qualsiasi | Non applicabile | |
| Solfato di morfina | Sigma-Aldrich | M8777 | Soluzione iniettabile 1 mg/mL |
| Foglio di carta | Qualsiasi | Non applicabile | |
| Marcatore permanente | Qualsiasi | Non applicabile | Marcatura della pelle |
| Povidone-iodo | Rioquimica | ZK48BN72E | Antisettico |
| Lama di bisturi n. 23 | Descarpak | 740801 | Acciaio inossidabile |
| Manico di bisturi n. 4 | Sigma-Aldrich | Non applicabile | Acciaio inossidabile |
| Lama di rasoio in acciaio inossidabile | Wilkinson | N/A | Rimozione dei peli |
| Guanto chirurgico sterile | Descarpak | e0212101 | Sterili |
| Maschera chirurgica | Qualsiasi | Non applicabile | Non sterili |
| Cloridrato di tramadolo | UniãoQuímica | 7.89601E+12 | Solução injetável 50 mg/mL |
| Bendita trasparente | Vital derme | 1503 | 15 cm x 10 m |
| Nastro adesivo trasparente in polipropilene | Nastro adesivo trasparente in polipropilene Nastro adesivo trasparente in polipropilene | Protezione della ferita | |
| Coperta termica veterinaria con copertura in PVC | Prevtech | MSO2VT001 | Mantenimento della temperatura corporea |
| Nastro adesivo impermeabile | Cremer | 819113 | 10 cm x 4,5 m |
Riferimenti
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