È richiesta un abbonamento a JoVE per visualizzare questo contenuto. Accedi o inizia la tua prova gratuita.

Articolo metodologico

Un metodo di taglio all'interno della camera per la quantificazione in tempo reale dei volatili da ferita fogliare e dello scambio gassoso

96 visualizzazioni

⸱

11 settembre 2026

 ,  ,  , 
1Institute of Agricultural and Environmental Sciences, Estonian University of Life Sciences, 2Estonian Academy of Sciences

In questo articolo

Sommario

Questo protocollo fornisce un approccio standardizzato di taglio all'interno della camera per risolvere l'inizio, il tempo di picco e la cinetica delle emissioni volatili indotte da ferite, insieme a misurazioni simultanee dello scambio gassoso.

Abstract

I composti organici volatili (VOC) rilasciati dalle foglie delle piante svolgono ruoli fondamentali nella segnalazione da stress, nelle interazioni pianta-atmosfera e nella difesa vegetale. Tra questi, i composti organici volatili indotti da ferite (wVOC) vengono emessi entro pochi secondi da danni meccanici, attacchi di erbivori o perturbazioni ambientali. La dinamica delle loro emissioni dipende fortemente dal momento, dalla gravità e dal metodo di lesione del tessuto. Tuttavia, una quantificazione accurata rimane difficile a causa di artefatti meccanici, condizioni di esposizione variabili e ritardi tra la lesione e la misurazione. Questo studio presenta un protocollo standardizzato di escissione fogliare all'interno di una camera per il monitoraggio in tempo reale dei wVOC e degli scambi gassosi. Un taglierino di precisione è stato integrato in una camera portatile per lo scambio gassoso, consentendo tagli netti e controllati all'interno di una camera sigillata, in condizioni stabili di luce, umidità, CO2 e temperatura. Uno spettrometro di massa con trasferimento di protoni e tempo di volo (PTR-TOF-MS) ha misurato continuamente le emissioni volatili all'uscita della camera, riducendo al minimo ritardi e distorsioni del segnale. Questa configurazione permette di risolvere con elevata fedeltà temporale l'inizio dell'emissione, il momento del picco, la velocità massima di aumento e il rilascio totale. L'applicazione del metodo a Quercus rubra, Acer platanoides e Gossypium hirsutum ha dimostrato la capacità di distinguere diversi profili di emissione indotta da ferite in tipi fogliari differenti. Eliminando i ritardi associati ai metodi convenzionali di campionamento, questo approccio risolve l'intera traiettoria cinetica delle emissioni indotte da ferite, superando i principali limiti dei metodi precedenti. Fornisce un quadro solido per lo studio delle risposte rapide allo stress in fisiologia vegetale, biochimica ecologica e interazioni pianta-atmosfera.

Introduzione

Le piante rispondono a lesioni rilasciando un segnale chimico rapido, ma la registrazione accurata di tale segnale rimane tecnicamente complessa. Entro pochi secondi dall'attacco di erbivori, da danni provocati dal vento o da perturbazioni meccaniche, le piante emettono un breve picco di composti organici volatili (VOC) che attivano difese interne e predispongono le piante vicine1,2,3,4. Questi VOC indotti da ferite (wVOC) comprendono i composti volatili dell'erbaccia (GLVs), metanolo, alcoli e aldeidi a catena corta, terpenoidi e derivati degli ossilipini. Essi si originano o dalla sintesi de novo nelle cellule del mesofillo o dalla rottura di strutture di accumulo come dotti resiniferi e tricomi. In quanto segnali immediati di stress, i wVOC coordinano le difese fisiologiche, mediano la comunicazione tra piante e interagiscono con la chimica atmosferica1,5,6,7.

Poiché l'erbivoria naturale combina danni meccanici con elicitori salivari e microbici, negli studi sperimentali si utilizza la ferita simulata per isolare le risposte al solo danno fisico8. Tuttavia, la natura transitoria dei wVOCs li rende intrinsecamente difficili da catturare. I metodi convenzionali, come il campionamento in fase di testa statica abbinato a cromatografia gassosa-spettrometria di massa (GC-MS), spesso non registrano l'emissione iniziale e alterano il profilo cinetico9,10. I ritardi di equilibrazione, le temperature elevate di incubazione e le linee di campionamento prolungate aumentano il tempo di permanenza e distorcono il segnale registrato, in particolare per composti reattivi come i sesquiterpeni9,11,12. Complessivamente, questi artefatti riducono l'ampiezza del segnale e oscurano la dinamica temporale delle emissioni volatili indotte da ferita, complicando così l'interpretazione delle risposte delle piante allo stress.

Molti studi interrompono anche la misurazione per ferire le foglie all'esterno della camera. Questa interruzione destabilizza il flusso di gas, altera i tempi della ferita e riduce il controllo sulla precisione dell'incisione13,14,15. Di conseguenza, i primi minuti dopo la lesione vengono spesso persi o distorti13, proprio quando i tassi di emissione raggiungono il picco e si manifestano i caratteristici profili cinetici3,6,16,17. Alcuni approcci hanno spostato l'escissione della foglia all'interno di camere a grande volume utilizzando lame in teflon o perforatori meccanici12,18,19. Tuttavia, queste configurazioni spesso causavano instabilità nella tenuta, lunghezze di taglio non uniformi e incisioni irregolari a causa dello spostamento del taglierino o delle differenze nella resistenza delle foglie. Il grande volume della camera inoltre ritardava il ricambio dell'aria e allargava il segnale volatile16. Nel complesso, questi limiti sperimentali impediscono una caratterizzazione accurata della dinamica temporale delle emissioni indotte da ferita in condizioni fisiologiche stabili.

Per superare queste sfide, lo studio presenta un protocollo di ferita in tempo reale all'interno della camera che integra un cutter di grado chirurgico in un sistema di scambio gassoso abbinato a uno spettrometro di massa con trasferimento di protoni e tempo di volo (PTR-TOF-MS). Il protocollo consente di ferire le foglie e rilevare i composti volatili in modo sincrono in condizioni ambientali controllate, misurando contemporaneamente i flussi di volatili e lo scambio gassoso con elevata risoluzione temporale. Eseguendo l'escissione fogliare all'interno della camera di misura, il protocollo riduce al minimo i ritardi di campionamento associati agli approcci convenzionali, preserva la dinamica temporale dei composti volatili indotti dalla ferita e rapidamente emessi, e illustra una procedura di taglio standardizzata su foglie con diverse proprietà meccaniche. Questa risoluzione temporale permette una caratterizzazione diretta dell'insorgenza, del momento di picco e della cinetica specifica per specie delle emissioni di volatili indotte dalla ferita.

Il protocollo è stato valutato utilizzando tre specie con caratteristiche anatomiche e fisiologiche contrastanti (Quercus rubra, Acer platanoides e Gossypium hirsutum) per dimostrarne l'applicabilità su diversi tipi di foglie. Applicando condizioni di misurazione identiche su tutte le specie, si dimostra che il protocollo è in grado di risolvere la dinamica dei composti organici volatili (VOC) indotti da ferite su un'ampia gamma di profili di emissione, minimizzando al contempo la variabilità sperimentale. L'approccio è ampiamente applicabile a studi che richiedono misurazioni ad alta risoluzione temporale dei VOC indotti da ferite in condizioni ambientali controllate. Nel complesso, queste caratteristiche forniscono un quadro standardizzato per lo studio delle risposte rapide allo stress nelle piante e facilitano l'applicazione del protocollo su diverse specie e sistemi sperimentali.

Accesso limitato. Accedi o avvia una prova gratuita per visualizzare questo contenuto.

Protocollo

Tutte le piante sono state coltivate in condizioni di ambiente controllato all'interno di camere di crescita. I reagenti e l'equipaggiamento utilizzati sono elencati nella Tabella dei materiali.

1. Costruzione e installazione del tagliatore di foglie all'interno della camera

  1. Realizzare un taglierino rotante progettato per adattarsi alle dimensioni interne (4 cm × 2 cm) della testa di misura standard.
  2. Applicare una lametta a una barretta in acciaio inossidabile (diametro 1 mm) utilizzando saldatura argentata per garantire stabilità meccanica.
    ATTENZIONE: Le lamette sono estremamente taglienti. Indossare guanti resistenti ai tagli durante la manipolazione. Dopo l'uso, smaltire le lamette secondo le procedure di sicurezza del laboratorio istituzionale per oggetti taglienti. Eseguire la saldatura argentata in un ambiente adeguatamente ventilato e indossare protezioni per gli occhi.
  3. Inserire la barretta portalametta in un ago per siringa in acciaio inossidabile (diametro esterno 1,6 mm) per consentire una libera rotazione assiale.
  4. Sigillare entrambe le estremità dell'ago con un tappo in politetrafluoroetilene (PTFE) a basse emissioni per mantenere condizioni ermetiche preservando al contempo la rotazione.
  5. Montare una manopola manuale di rotazione all'estremità prossimale della barretta per consentire una rotazione controllata del taglierino interno.
  6. Applicare due supporti flessibili realizzati in lamina di ottone elastico (spessore 0,2 mm) sulla superficie esterna dell'ago per fissare il taglierino alla metà inferiore della camera.
  7. Creare un'incisione triangolare nella guarnizione della camera inferiore per consentire l'inserimento della lametta senza contatto con la superficie della foglia.
  8. Sigillare il punto di inserimento utilizzando un mastice sigillante a basse emissioni per prevenire perdite di gas.
    NOTA: Prima di procedere, verificare che l'installazione del taglierino non abbia compromesso la tenuta della camera. Accertarsi che la camera si chiuda completamente, che il termocoppia rimanga a contatto con la superficie della foglia e che il sistema di scambio gassoso indichi un flusso d'aria stabile senza evidenza di perdite. Procedere solo dopo aver confermato condizioni di camera stabili. Selezionare la lunghezza della lametta in modo da produrre un'incisione di circa 10 mm. Il meccanismo di taglio integrato e la sua posizione all'interno della camera per foglie sono mostrati in Figura 1B.

Impostazione del campionamento per cromatografia gassosa-spettrometria di massa (GC-MS) per analisi chimica; porta PTR-TOF-MS.
Figura 1: Sistema modificato di scambio gassoso con un taglierino per foglie integrato all'interno della camera e linee di campionamento per composti volatili. (A) Panoramica del sistema di scambio gassoso modificato, che mostra la porta di campionamento PTR-TOF-MS e la linea di campionamento GC–MS posizionata vicino all'uscita della camera per la raccolta di composti volatili. (B) Vista ravvicinata della camera aperta che mostra il meccanismo di taglio integrato e la zona in cui viene posizionata la foglia durante la ferita. Il taglierino è integrato ermeticamente nella camera, consentendo la ferita della foglia senza aprire l'involucro durante la misurazione. Questa configurazione permette il monitoraggio in tempo reale delle emissioni di composti volatili e dello scambio gassoso in condizioni ambientali controllate. Cliccare qui per visualizzare una versione ingrandita di questa figura.

2. Configurazione dei percorsi di campionamento dei composti volatili

  1. Installare un raccordo a T in teflon (1/16″ o 1/8″ di diametro interno) adiacente all'uscita della camera (Figura 1A) per ridurre al minimo la lunghezza del tubo tra la camera e l'analizzatore di composti volatili.
  2. Collegare l'uscita al sistema di raccolta dei VOC utilizzando un tubo inerte (ad esempio, FEP o PTFE; diametro interno di 1,6 mm). Installare il raccordo a T immediatamente adiacente all'uscita della camera per mantenere il tubo tra la camera e l'analizzatore di composti volatili il più corto possibile, riducendo così al minimo il volume interno, il tempo di permanenza e le perdite per adsorbimento.
  3. Mantenere il flusso d'aria nella camera a 750 µmol s-1.
    NOTA: Un tubo inerte corto riduce l'adsorbimento e il tempo di permanenza per i composti reattivi.

3. Preparazione del materiale vegetale

  1. Coltivare Quercus rubra, Acer platanoides e Gossypium hirsutum in una camera a ambiente controllato a 25 °C di giorno / 20 °C di notte, umidità relativa del 60%, intensità luminosa di 1000 µmol m-2 s-1 e fotoperiodo di 16 h/8 h per 4 mesi.
  2. Mantenere le piante in condizioni di concentrazione atmosferica ambientale di CO2 (~430 ppm) per tutta la durata dell'esperimento.
  3. Annaffiare tutte le piante ogni due giorni fino a quando il terreno raggiunge la capacità di campo.
  4. Selezionare foglie completamente espanse e non senescenti per esperimenti a stadio di sviluppo comparabile.

4. Esperimenti di ferita delle foglie e raccolta di VOC

  1. Chiudere la foglia e impostare le condizioni ambientali
    1. Chiudere una foglia completamente espansa e ancora attaccata alla pianta nella cuvetta dotata di taglierina interna.
    2. Impostare la temperatura del blocco a 25 °C, l'umidità relativa dell'aria al 60%, l'intensità della luce attinica a 1000 µmol m-2 s-1 (90% rossa, 10% blu) e il flusso d'aria a 750 µmol s-1.
    3. Lasciare che la foglia si adatti alle condizioni ambientali selezionate finché non si raggiungono valori stazionari di assimilazione netta di CO2, conduttanza stomatica e segnali VOC di base, generalmente entro 20–30 minuti dalla chiusura della foglia.
  2. Eseguire il monitoraggio di scambi gassosi, fluorescenza e VOC
    1. Iniziare le misurazioni simultanee di scambi gassosi e VOC con risoluzione di 1 Hz.
    2. Al termine delle misurazioni degli scambi gassosi, registrare il rendimento di fluorescenza allo stato stazionario (Fs) e quindi applicare un impulso saturante (8000 µmol m-2 s-1, 0.6 s) tramite il fluorimetro della camera (3055-FL) per determinare il rendimento massimo di fluorescenza (Fm′) in foglie adattate alla luce.
    3. Spegnere la luce attinica e adattare la foglia al buio per 20 minuti.
    4. Registrare la respirazione notturna della foglia.
    5. Misurare la fluorescenza iniziale (F₀) utilizzando una debole luce modulata di misura (0.03 µmol m-2 s-1), seguita da un impulso saturante per ottenere la fluorescenza massima in foglie adattate al buio (Fm).
    6. Riaccendere la luce attinica.
    7. Continuare le misurazioni di VOC e scambi gassosi nelle stesse condizioni ambientali finché il valore di riferimento pre-trauma non risulti stabile.
      ​NOTA: Prima del trauma, verificare che le condizioni ambientali selezionate rimangano stabili e che l'assimilazione netta di CO₂, la traspirazione e i segnali VOC di base abbiano raggiunto valori stazionari. Procedere solo dopo che queste condizioni siano state mantenute costanti con le impostazioni di misurazione selezionate.
  3. Trauma alla foglia e raccolta di VOC
    1. Inserire il primo cartuccia VOC nella linea di uscita e collegarla a una pompa portatile per campionamento d'aria a flusso costante. Far passare l'aria della camera attraverso la cartuccia a un flusso costante di 200 mL min-1. Utilizzare una cartuccia adsorbente in acciaio inossidabile con letto multiplo (lunghezza 10,5 cm, diametro interno 3 mm) adatta alla cattura di composti volatili da C3 a C17, riempita con Carbotrap C 20/40 mesh (0,2 g), Carbopack B 40/60 mesh (0,1 g) e Carbotrap X 20/40 mesh (0,1 g), disposti in ordine crescente di forza adsorbente nella direzione del campionamento.
      ​NOTA: Prima del campionamento, condizionare le cartucce facendo passare elio ad alta purezza attraverso la cartuccia a 200 mL min-1 per 3 ore a 250 °C. La raccolta su cartuccia consente analisi offline mediante GC-MS per l'identificazione dei composti, quando richiesto dagli obiettivi sperimentali. Sebbene la raccolta su cartuccia faccia parte del flusso di lavoro descritto qui, i risultati rappresentativi presentati in questo studio derivano da misurazioni continue mediante PTR-TOF-MS. Scegliere l'adsorbente in base all'intervallo di volatilità e alla polarità dei VOC target, nonché alle condizioni di campionamento.
    2. Raccogliere i VOC pre-trauma per 15 minuti a 200 mL min-1.
    3. Sostituire la cartuccia e raccogliere i VOC per 2 minuti.
    4. Ruotare la taglierina interna di 360° per asportare la foglia senza aprire la camera e riportare la lama alla posizione iniziale.
      NOTA: Posizionare la foglia all'interno della camera in modo che l'incisione avvenga sulla lamina racchiusa, mantenendo una sigillatura completa della camera. Ogni volta che le dimensioni e la morfologia della foglia lo consentono, evitare di tagliare la nervatura principale e mantenere la posizione dell'incisione il più possibile costante tra i campioni. Poiché il danno alle nervature principali può aumentare notevolmente le emissioni di composti volatili indotte dal trauma, una posizione costante del trauma migliora la riproducibilità sperimentale5.
      ATTENZIONE: Assicurarsi che la camera sia completamente sigillata prima di effettuare il taglio.
    5. Continuare la raccolta di VOC con la stessa cartuccia per 13 minuti.
    6. Inserire una terza cartuccia e raccogliere i VOC per 15 minuti.
    7. Eseguire il PTR-TOF-MS in modo continuo durante tutti i periodi per la rilevazione in tempo reale.
      NOTA: Prima e dopo ogni misurazione su pianta, raccogliere un campione di fondo della camera vuota nelle stesse condizioni ambientali. Utilizzare queste misurazioni di fondo per la correzione del livello di base dei dati di emissione VOC durante l'analisi.

5. Rilevamento dei composti volatili e funzionamento dello strumento

  1. Impostare la temperatura dell'ingresso e del tubo di deriva del PTR-TOF-MS a 80 °C, il flusso in ingresso a 100 mL min-1, il flusso di vapore acqueo a 4,0 mL min-1, la corrente ionica a 4,0 mA, la pressione nella camera di deriva a 2,1 mbar, il rapporto densità di campo del tubo di deriva a 115 Td e la pressione del modulo TOF-MS a 1,2 × 10-7 mbar.
  2. Registrare i segnali volatili con una risoluzione temporale di 1 Hz e un intervallo di campionamento di 400 ps.
  3. Calibrare il PTR-TOF-MS prima di ogni esperimento utilizzando una miscela standard certificata di gas contenente VOC rappresentativi delle principali classi di composti volatili vegetali. Elaborare i dati di calibrazione e calcolare le concentrazioni dei VOC mediante il software PTR-MS Viewer seguendo le procedure descritte13,16.

6. Analisi offline con GC-MS dei campioni da cartuccia

NOTA: La seguente procedura descrive l'analisi offline dei campioni di cartuccia raccolti durante il flusso di lavoro sopra indicato. L'analisi GC-MS fornisce un'identificazione complementare dei composti, mentre i risultati rappresentativi presentati in questo studio si basano su misurazioni continue con PTR-TOF-MS.

  1. Desorbire termicamente le cartucce utilizzando un'unità automatizzata di desorbimento termico accoppiata a un sistema GC-MS, seguendo la procedura descritta da Kännaste et al.20.
  2. Identificare i composti mediante confronto con standard autentici e con la libreria spettrale di massa NIST. Eseguire la rivelazione spettrometrica di massa utilizzando ionizzazione a impatto elettronico (70 eV) e confermare le identità dei composti confrontando sia i tempi di ritenzione sia gli spettri di massa con standard autentici, quando disponibili.
    NOTA: Il campionamento con cartucce segue il protocollo modificato di Kännaste et al.20 per la cattura di composti volatili C3–C17.

7. Analisi dei dati

  1. Sottrarre il fondo della camera vuota da tutti i tracciati di emissione prima dell'analisi. Definire la linea di base pre-lesione per ogni massa monitorata come il segnale medio registrato durante un intervallo fisso immediatamente precedente al taglio.
  2. Utilizzare l'istante del taglio come punto di riferimento comune per tutte le masse monitorate. Determinare l'inizio dell'emissione come il primo aumento rilevabile del segnale VOC corretto rispetto alla linea di base dopo il taglio della foglia.
    NOTA: L'inizio dell'emissione è stato definito come il primo aumento consecutivo al di sopra della linea di base pre-lesione che prosegue nella fase ascendente dell'impulso emissivo, escludendo così fluttuazioni isolate attribuibili al rumore strumentale.
  3. Calcolare il tempo per raggiungere il picco come l'intervallo tra l'istante del taglio e il segnale massimo di emissione. Calcolare la pendenza massima dell'impulso emissivo a partire dalla derivata prima del segnale corretto rispetto alla linea di base, utilizzando la media delle pendenze in avanti e all'indietro tra punti dati adiacenti13. Definire l'ampiezza del picco come il valore massimo di emissione osservato durante l'impulso.

Accesso limitato. Accedi o avvia una prova gratuita per visualizzare questo contenuto.

Risultati

Per valutare se la posizione di campionamento dei composti volatili influisce sulla rilevazione del segnale, abbiamo confrontato due configurazioni utilizzando iniezioni controllate di gas nella camera fogliare. In una configurazione, i composti volatili venivano campionati direttamente all'uscita della camera di scambio gassoso modificata (Figura 1). Al contrario, nell'altra configurazione, l'aria passava attraverso i tubi dell'analizzatore di scambio gassoso prima di raggiungere il rivelat...

Accesso limitato. Accedi o avvia una prova gratuita per visualizzare questo contenuto.

Discussione

Il protocollo qui presentato consente un'analisi ad alta risoluzione temporale delle emissioni di composti volatili indotte da ferite in condizioni sperimentali controllate. Integrando direttamente l'evento di taglio nella camera fogliare e monitorando continuamente i segnali volatili (Figura 1), il sistema cattura la risposta emissiva senza le distorsioni introdotte da campionamenti ritardati, aperture della camera o manipolazioni della foglia al di fuori dell'apparato di misura. Questi dis...

Accesso limitato. Accedi o avvia una prova gratuita per visualizzare questo contenuto.

Dichiarazioni

Gli autori dichiarano di non avere conflitti di interessi.

Ringraziamenti

Ringraziamo per il finanziamento ricevuto dal Consiglio Estone per la Ricerca (PRG2207) e dal Ministero dell'Istruzione e della Ricerca dell'Estonia (Centro di Eccellenza Agro-CropFuture, „Agroecologia e nuove colture nei climi futuri“, TK200U1).

Accesso limitato. Accedi o avvia una prova gratuita per visualizzare questo contenuto.

Materiali

Elenco dei materiali utilizzati in questo articolo
NomeAziendaNumero di catalogoCommenti
Sistema GC-MS con desorbente termico TD-20ShimadzuGCMS-QP2010 Plus; TD-20Sistema GC-MS con desorbente termico TD-20. www.shimadzu.com
Sistema di scambio gassoso GFS-3000Walz GmbHGFS-3000Misurazioni dello scambio gassoso fogliare. www.walz.com
Elio ad alta purezza (99,999%)Fornitore localeN/AUtilizzato per il condizionamento del cartuccia adsorbente e per la desorbizione termica in GC-MS. www.airliquide.com (o fornitore equivalente).
Standard di calibrazione per l'isopreneSigma-Aldrich Chemie GmbHPersonalizzatoStandard di calibrazione personalizzato per l'isoprene (3,43 ppm). www.sigmaaldrich.com
Pasta sigillante a basse emissioniFornitore localeN/AUtilizzata per sigillare il punto di inserimento del taglierino nella camera.
Cartuccia adsorbente in acciaio inossidabile con letto multiploSupelcoPersonalizzataLunghezza 10,5 cm × diametro interno 3 mm; riempita con Carbotrap C (0,2 g, 20–40 mesh), Carbopack B (0,1 g, 40–60 mesh) e Carbotrap X (0,1 g, 20–40 mesh). Utilizzata per l'identificazione facoltativa offline dei composti organici volatili mediante GC-MS. www.sigmaaldrich.com
Pompa portatile per campionamento dell'aria a flusso costanteSKC Inc.210-1003MTXPompa portatile per campionamento dell'aria a flusso costante.
Spettrometro di massa PTR-TOF 8000Ionicon Analytik GmbHPTR-TOF 8000Rilevamento di composti organici volatili. www.ionicon.com
Filo per saldatura in argentoFornitore localeN/AUtilizzato per fissare una lama di rasoio a un'asta in acciaio inossidabile.
Lamina flessibile in ottone (spessore 0,2 mm)Fornitore localeN/ASopporti flessibili utilizzati per fissare il taglierino.
Asta in acciaio inossidabile (diametro 1 mm)Fornitore localeN/AAsta di supporto per il taglierino.
Ago per siringa in acciaio inossidabile (diametro esterno 1,6 mm)Fornitore localeN/AAlloggiamento per una lama tagliente rotante.
Tappi in teflonFornitore localeN/AUtilizzati per sigillare l'alloggiamento del taglierino consentendone la rotazione.
Connettore a T in teflonFornitore localeN/AInstallato vicino all'uscita della camera per ridurre la lunghezza dei tubi.
Tubi in teflon (FEP o PTFE)Fornitore localeN/ALinea di campionamento dei composti organici volatili tra la camera e i rivelatori.
Miscela gassosa di calibrazione per VOCIonimed GmbHPersonalizzata1 ppm di ciascun composto in N2; utilizzata per la calibrazione del PTR-TOF-MS. www.ionimed.com

Riferimenti

  1. Bergman ME, Huang XQ, Baudino S, Caissard JC, Dudareva N. Plant volatile organic compounds: emission and perception in a changing world. Curr Opin Plant Biol. 2025;85:102706.
  2. Luo R, Lun X, Gao R, Wang L, Yang Y, Su X, et al. A review of biogenic volatile organic compounds from plants: research progress and future prospects. Toxics. 2025;13(5):1-35.
  3. Molleman F, Mandal M, Sokół-Łętowska A, Walczak U, Volf M, Mallick S, et al. Simulated herbivory affects the volatile emissions of oak saplings, while neighbourhood affects flavan-3-ols content of their leaves. J Chem Ecol. 2024;50(5-6):250-261.
  4. Huang PC, Berg-Falloure KM, Gao X, Meeley R, Kolomiets MV. Pentyl leaf volatiles promote insect and pathogen resistance via enhancing ketol-mediated defense responses. Plant Physiol. 2025;197(2):1-18.
  5. Portillo-Estrada M, Niinemets Ü. Massive release of volatile organic compounds due to leaf midrib wounding in Populus tremula. Plant Ecol. 2018;219(9):1021-1028.
  6. Engelberth M, Engelberth J. Leaf developmental stages strongly modulate indole emissions in response to simulated insect herbivory. Plants (Basel). 2025;14:3761.
  7. Matsui K. How and why plants came to smell green: the origins, biosynthesis, and roles of green leaf volatiles. J Exp Bot. 2025;76:1-14.
  8. Waterman JM, Cazzonelli CI, Hartley SE, Johnson SN. Simulated herbivory: the key to disentangling plant defence responses. Trends Ecol Evol. 2019;34(5):447-458.
  9. Tholl D, Boland W, Hansel A, Loreto F, Röse USR, Schnitzler JP. Practical approaches to plant volatile analysis. Plant J. 2006;45(4):540-560.
  10. Ormeño E, Goldstein A, Niinemets Ü. Extracting and trapping biogenic volatile organic compounds stored in plant species. TrAC Trends Anal Chem. 2011;30(7):978-989.
  11. Chang YY, Huang YM, Chang HT. Using headspace gas chromatography-mass spectrometry to investigate the volatile terpenoids released from the Liquidambar formosana leaf and its essential oil. Forests. 2024;15(9):1-12.
  12. Niinemets Ü, Kuhn U, Harley PC, Staudt M, Arneth A, Cescatti A, et al. Estimations of isoprenoid emission capacity from enclosure studies: measurements, data processing, quality and standardized measurement protocols. Biogeosciences. 2011;8(8):2209-2246.
  13. Portillo-Estrada M, Kazantsev T, Talts E, Tosens T, Niinemets Ü. Emission timetable and quantitative patterns of wound-induced volatiles across different leaf damage treatments in aspen (Populus tremula). J Chem Ecol. 2015;41(12):1105-1117.
  14. Waterman JM, Cofer TM, Von Laue OM, Mateo P, Wang L, Erb M. Leaf size determines damage- and herbivore-induced volatile emissions in maize. Plant Cell Environ. 2025;48(5):3766-3777.
  15. Yuan Y, Mao Y, Yuan H, Guo M, Zhou G, Niinemets Ü, et al. Impacts of mechanical injury on volatile emission rate and composition in 45 subtropical woody broad-leaved storage and non-storage emitters. Plants (Basel). 2025;14(5):1-40.
  16. Rasulov B, Talts E, Niinemets Ü. A novel approach for real-time monitoring of leaf wounding responses demonstrates unprecedentedly fast and high emissions of volatiles from cut leaves. Plant Sci. 2019;283:256-265.
  17. Portillo-Estrada M, Okereke CN, Jiang Y, Talts E, Kaurilind E, Niinemets Ü. Wounding-induced VOC emissions in five tropical agricultural species. Molecules. 2021;26(9):1-20.
  18. Mithöfer A, Wanner G, Boland W. Effects of feeding Spodoptera littoralis on lima bean leaves. II. Continuous mechanical wounding resembling insect feeding is sufficient to elicit herbivory-related volatile emission. Plant Physiol. 2005;137(3):1160-1168.
  19. Brilli F, Ruuskanen TM, Schnitzhofer R, Müller M, Breitenlechner M, Bittner V, et al. Detection of plant volatiles after leaf wounding and darkening by proton transfer reaction time-of-flight mass spectrometry (PTR-TOF). PLoS One. 2011;6(5):e20419.
  20. Kännaste A, Copolovici L, Niinemets Ü. Gas chromatography-mass spectrometry method for determination of biogenic volatile organic compounds emitted by plants. In: Rodríguez-Concepción M, editor. Plant Isoprenoids Methods and Protocols. New York (NY): Humana Press; 2014. p. 161-169.
  21. Schaub A, Blande JD, Graus M, Oksanen E, Holopainen JK. Real-time monitoring of herbivore-induced volatile emissions in the field. Physiol Plant. 2010;138(2):123-133.
  22. Fall R, Karl T, Hansel A, Jordan A, Lindinger W. Volatile organic compounds emitted after leaf wounding: on-line analysis by proton-transfer-reaction mass spectrometry. J Geophys Res Atmos. 1999;104(D13):15963-15974.
  23. Kaur D, Schedl A, Lafleur C, Martinez Henao J, van Dam NM, Rivoal J, et al. Arabidopsis transcriptomics reveals the role of Lipoxygenase2 (AtLOX2) in wound-induced responses. Int J Mol Sci. 2024;25(11):5898.
  24. Gentner DR, Ormeño E, Fares S, Ford TB, Weber R, Park JH, et al. Emissions of terpenoids, benzenoids, and other biogenic gas-phase organic compounds from agricultural crops and their potential implications for air quality. Atmos Chem Phys. 2014;14(11):5393-5413.
  25. Harley P, Deem G, Flint S, Caldwell M. Effects of growth under elevated UV-B on photosynthesis and isoprene emission in Quercus gambelii and Mucuna pruriens. Glob Chang Biol. 1996;2(2):149-154.
  26. Lobo-do-Vale R, Schenk HJ, Kübert A, Lintunen A. Gas phase in plants: integrating physiology, ecology and environmental sciences. Tree Physiol. 2026;46(13):1-4.
  27. Niinemets Ü. Whole plant photosynthesis. In: Flexas J, Loreto F, Medrano H, editors. Terrestrial Photosynthesis in a Changing Environment A Molecular Physiological and Ecological Approach. Cambridge: Cambridge University Press; 2012. p. 399-423.

Accesso limitato. Accedi o avvia una prova gratuita per visualizzare questo contenuto.

Ristampe e permessi

Esplora altri articoli

Composti organici volatiliVOC indotti da feritemonitoraggio in tempo realesegnalazione dello stress vegetalePTR-TOF-MSdifesa delle pianteinterazioni pianta-atmosfera

Questo articolo è stato pubblicato

Video in arrivo

Contattaci
Consiglia alla biblioteca

Privacy

Termini di utilizzo

Politiche

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Tutti i diritti riservati.