Tecnica percutanea guidata da immagini per la misurazione diretta della pressione pleurica in un modello suino

Sommario

Questo protocollo descrive una tecnica percutanea mini-invasiva per l'inserimento di cateteri pleurici anteriori e posteriori nei suini, che consente la misurazione diretta della pressione pleurica regionale senza toracotomia.

Abstract

La misurazione della pressione pleurica consente una valutazione fisiologica avanzata, inclusa la suddivisione della meccanica del sistema respiratorio in componenti polmonare e della parete toracica, il calcolo della pressione transpolmonare e la quantificazione dei gradienti regionali di pressione pleurica. Queste informazioni sono essenziali per ottimizzare la ventilazione meccanica, valutare l'impatto di alterazioni della fisiologia della parete toracica e promuovere la ricerca traslazionale nelle lesioni polmonari. Tuttavia, le tecniche attualmente disponibili per la misurazione diretta della pressione pleurica richiedono spesso l'impianto chirurgico a cielo aperto di trasduttori di pressione pleurica mediante toracotomia, procedura che risulta lunga, ad alto rischio e potenzialmente in grado di compromettere la meccanica della parete toracica. Per superare questi limiti, abbiamo sviluppato una tecnica mini-invasiva, percutanea e guidata da immagini per il posizionamento di un catetere pleurico. La procedura è stata eseguita su suini anestetizzati e sottoposti a ventilazione meccanica. Guidati dall'ecografia, un ago di Tuohy è stato avanzato nello spazio pleurico e un piccolo pneumotorace artificiale (50–100 mL di ossigeno) è stato creato per separare i foglietti pleurici. Sopra un filo guida, è stato posizionato un introduttore per guaina da 9 Fr, che ha permesso l'avanzamento di un catetere con punta a palloncino nella pleura anteriore. Successivamente, l'animale è stato posizionato in semiprono e un secondo catetere è stato inserito dorsalmente dopo aver aumentato lo stesso pneumotorace con ulteriori 50–100 mL di ossigeno. Il corretto posizionamento è stato confermato mediante tomografia computerizzata (TC) e tracciati fisiologici. Dopo l'evacuazione dello pneumotorace e la riepansione polmonare, l'immagine ha verificato la posizione finale. Il posizionamento riuscito dei cateteri anteriore e posteriore è stato ottenuto in 16 su 20 animali (80%), dimostrando la fattibilità procedurale di questo approccio. I tentativi non riusciti sono stati dovuti a pneumotorace non intenzionale durante l'accesso pleurico anteriore o a un errato posizionamento del catetere anteriore al di fuori della regione ventrale target. Questo metodo fornisce un approccio meno invasivo e riproducibile per il monitoraggio diretto della pressione pleurica regionale nei modelli animali di grandi dimensioni. Evitando l'accesso chirurgico, questa tecnica percutanea guidata da immagini si presta particolarmente bene a protocolli sperimentali volti a indagare la meccanica respiratoria, la fisiologia polmonare e della parete toracica e la ventilazione meccanica nella ricerca traslazionale.

Introduzione

La pressione pleurica è stata ampiamente utilizzata negli studi sperimentali come indicatore chiave della meccanica della parete toracica, contribuendo a descrivere il comportamento frazionato del sistema respiratorio e la sua interazione con il polmone durante la ventilazione meccanica¹. Questa variabile è essenziale per il calcolo della pressione transpolmonare, che rappresenta il principale determinante dello stress polmonare². In caso di danno polmonare, la pressione pleurica può inoltre aiutare a descrivere la meccanica di fine espirazione e fornire informazioni sul gradiente di pressione sovrapposto, un fenomeno associato al carico agente sulle regioni polmonari depresse^3,4. Questa distribuzione regionale di pressione genera differenze ventro-dorsali nella pressione pleurica e transpolmonare, che durante la ventilazione meccanica controllata sono determinate principalmente dal carico gravitazionale e dalla gravità del danno polmonare, mentre durante la respirazione spontanea o assistita possono essere ulteriormente amplificate dall'attività regionale dei muscoli inspiratori⁵.

Il monitoraggio diretto della pressione pleurica non viene eseguito nella pratica clinica perché la procedura è troppo invasiva per essere considerata sicura. Per questo motivo, la pressione esofagea (Pes) è comunemente utilizzata come la migliore surrogata della pressione pleurica⁶. Tuttavia, la Pes è influenzata da diversi fattori che possono comprometterne l'accuratezza, tra cui la posizione del catetere, la trasmissione della pressione valutata tramite il rapporto di Baydur e la modalità di ventilazione⁷. Il palloncino esofageo si trova all'interno di una struttura compliant, e il suo segnale è modulato sia dalla parete esofagea che dagli organi mediastinici adiacenti. Anche piccoli spostamenti nella profondità o allineamento del catetere possono alterare la pressione misurata o l'entità delle sue fluttuazioni tidali⁸. Inoltre, la Pes riflette principalmente la pressione pleurica media-dorsale, risultando quindi meno rappresentativa delle regioni ventrali e dell'ambiente pleurico complessivo in caso di danno polmonare eterogeneo⁹.

Per questi motivi, la misurazione diretta della pressione pleurica rimane l'approccio di riferimento in fisiologia sperimentale e traslazionale¹⁰. Diversi dispositivi sono stati utilizzati per la misurazione diretta della pressione pleurica. Sensori pleurici di tipo wafer sono frequentemente impiegati in modelli sperimentali^11,12, e in alcuni studi sono stati introdotti nello spazio pleurico cateteri con palloncino esofageo per registrare direttamente la pressione pleurica^13,14. Nonostante la disponibilità di diversi strumenti per la misurazione diretta della pressione pleurica, la loro inserzione ha tradizionalmente richiesto un accesso mediante toracotomia aperta o toracoscopia. Questi approcci sono invasivi, richiedono competenze chirurgiche avanzate, prolungano i tempi di preparazione della procedura e alterano la meccanica normale della parete toracica, modificando in modo significativo le condizioni fisiologiche sotto studio.

In questo articolo metodologico, presentiamo una nuova tecnica percutanea per posizionare cateteri con palloncino esofageo nello spazio pleurico del suino, al fine di monitorare direttamente la pressione pleurica regionale. Questo approccio è mini-invasivo e non richiede toracotomia né formazione chirurgica avanzata. L'accesso pleurico anteriore viene eseguito mediante una comune tecnica di puntura guidata da ultrasuoni, mentre l'imaging mediante tomografia computerizzata (TC) viene utilizzato per confermare il posizionamento del filo guida e del catetere intrapleurici e per assistere nella pianificazione dell'accesso pleurico posteriore. Il metodo consente il posizionamento di cateteri in diverse regioni della cavità pleurica, permettendo una valutazione regionale della meccanica respiratoria frazionata. La tecnica mira a ridurre la complessità e il rischio della procedura, mantenendo al contempo registrazioni di alta qualità della pressione pleurica per la ricerca fisiologica e traslazionale.

Protocollo

Dopo l'approvazione del Comitato per la Cura e l'Utilizzo degli Animali da Laboratorio (2020I000073) presso il Massachusetts General Hospital di Boston, MA, gli esperimenti sono stati condotti da marzo a novembre 2025 su 20 suini Yorkshire sani del peso di 30–40 kg.

PRECAUZIONE: Questo protocollo crea intenzionalmente un pneumotorace e utilizza ossigeno al 100%. Eseguire la procedura sotto monitoraggio fisiologico continuo da parte di personale esperto in anestesia su animali di grandi dimensioni e accesso pleurico, ed eliminare tutte le possibili fonti di accensione durante l'insufflazione di ossigeno.

1. Preparazione dell'animale

1. Sedare l'animale con tiletamina–zolazepam (4,4 mg/kg) per via intramuscolare, xilazina (2,2 mg/kg) e atropina (0,04 mg/kg).
2. Stabilire un accesso endovenoso e somministrare fentanil (2 µg/kg) e propofol (2 mg/kg) per via endovenosa per consentire un'intubazione endotracheale sicura.
3. Intubare l'animale e confermare il corretto posizionamento delle vie aeree verificando l'espansione bilaterale del torace, la presenza di suoni respiratori bilaterali e un'onda costante di CO₂ al fine del respiro.
4. Iniziare la ventilazione a volume controllato (VCV) con una frazione di ossigeno inspirato (FiO₂) pari a 0,4, volume corrente di 10 mL/kg, pressione positiva al termine dell'espirazione (PEEP) di 5 cmH₂O e frequenza respiratoria di 15–20 atti/min. Regolare la frequenza respiratoria per mantenere la CO₂ al fine del respiro compresa tra 35 e 45 mmHg.
5. Mantenere un'anestesia e un'analgesia continue per tutta la durata della procedura con propofol endovenoso (10 mg∙kg^-1∙h^-1) e fentanil (5 µg∙kg^-1∙h^-1). Prima della somministrazione del blocco neuromuscolare, confermare un'adeguata profondità anestetica valutando il rilassamento della mandibola, l'assenza di riflesso palpebrale, l'assenza di risposta di ritrazione alla compressione interdigitale o del mantello, e l'assenza di risposte emodinamiche alla stimolazione. Dopo il blocco neuromuscolare, monitorare l'adeguatezza dell'anestesia mediante variabili fisiologiche, tra cui frequenza cardiaca, pressione arteriosa e assenza di risposte autonomiche alla stimolazione procedurale. Applicare un unguento oftalmico dopo l'induzione dell'anestesia per prevenire l'essiccamento della cornea.
6. Monitorare continuamente la frequenza cardiaca, la pressione arteriosa, la saturazione di ossigeno, la CO₂ al fine del respiro e le pressioni delle vie aeree. Mantenere la frequenza cardiaca tra 70 e 140 battiti/min, la pressione arteriosa media superiore a 60 mmHg, la saturazione di ossigeno superiore al 92%, la CO₂ al fine del respiro compresa tra 35 e 45 mmHg e la pressione massima delle vie aeree inferiore a 35 cmH₂O ogni volta che possibile.
7. Somministrare un agente bloccante neuromuscolare (pancuronio 0,1 mg∙kg^-1∙h^-1) e confermare l'assenza di attività respiratoria spontanea prima di iniziare l'accesso pleurico.

2. Preparazione dell'attrezzatura

1. Preparare l'equipaggiamento sterile necessario per l'accesso pleurico guidato da ultrasuoni e il posizionamento del catetere, come indicato nella Tabella dei Materiali.
2. Rasare, pulire e preparare con campo sterile le superfici toraciche anteriore e posteriore in condizioni asettiche.

3. Accesso pleurico percutaneo anteriore

1. Posizionare l'animale in posizione supina con una leggera rotazione verso il lato opposto al sito previsto per l'inserzione del catetere pleurico anteriore.
2. Identificare la linea sternale e la cupola diaframmatica mediante ecografia.
3. Identificare la cupola diaframmatica mediante ecografia, quindi spostarsi di circa 5 cm in senso laterale e 5 cm in senso craniale dalla linea mediana al livello del diaframma per selezionare il sito di puntura anteriore.
4. Visualizzare lo spazio pleurico anteriore con la sonda ecografica.
5. Inserire l'ago di Tuohy con guida ecografica al margine superiore della costa inferiore dello spazio intercostale selezionato, con la curvatura orientata verso l'alto.
6. Avanzare l'ago verso la pleura parietale sotto guida ecografica in tempo reale utilizzando un approccio in piano.
7. Applicare una leggera pressione positiva alla siringa mentre si avanza di ulteriori 1–2 mm durante una manovra di apnea in fine espirazione, fino a quando una repentina perdita di resistenza indichi l'ingresso nello spazio pleurico.
8. Iniettare circa 50–100 mL di ossigeno al 100% per creare un piccolo pneumotorace artificiale anteriore. Regolare il volume finale di ossigeno in base ai risultati della tomografia computerizzata riguardo all'espansione del pneumotorace e alla separazione pleurica.
9. Inserire il filo guida a molla attraverso l'ago ed estrarre l'ago.
10. Eseguire una scansione TC per confermare il corretto posizionamento del filo guida all'interno dello spazio pleurico, che risulta ampliato e chiaramente delineato dal pneumotorace artificiale.
11. Dopo la conferma TC, effettuare una piccola incisione cutanea nel sito di ingresso del filo.
12. Avanzare un introduttore da 9 Fr sopra il filo guida utilizzando la tecnica di Seldinger.
13. Rimuovere il filo guida e inserire il catetere con palloncino esofageo nella cavità pleurica anteriore attraverso l'introduttore.
14. Insufflare il palloncino con il volume di riempimento ottimale, determinato da una curva pressione-volume (PV) in vivo¹⁵, per garantire un corretto espansione del palloncino e una trasmissione affidabile della pressione.
15. Collegare il catetere con palloncino a un trasduttore di pressione differenziale esterno mediante un sistema di trasmissione della pressione riempito d'aria.
16. Effettuare la messa a zero del trasduttore di pressione rispetto alla pressione atmosferica prima di collegare il catetere, per assicurare misurazioni di pressione accurate.
17. Collegare il trasduttore di pressione a un sistema di acquisizione dati e acquisire i segnali di pressione mediante un software di acquisizione dati.
18. Acquisire tutti i segnali di pressione con una frequenza di campionamento di 1.000 Hz senza ulteriore filtraggio digitale. Iniziare la registrazione una volta osservato un tracciato di pressione stabile.

4. Accesso pleurico percutaneo posteriore

1. Riposizionare l'animale in posizione semiprona per favorire la migrazione dorsale dell'aria intrapleurica.
2. Iniettare ulteriori 50–100 mL di ossigeno al 100% attraverso il catetere anteriore per ampliare il pneumotorace dorsale e facilitare l'accesso posteriore.
3. Effettuare una scansione TC per confermare la migrazione dorsale del pneumotorace artificiale e identificare l'area ottimale per la puntura posteriore.
4. Segnare sul tessuto cutaneo il sito di puntura posteriore a metà strada tra i processi spinosi e la linea ascellare posteriore.
5. Inserire l'ago di Tuohy perpendicolarmente al margine superiore della costa inferiore dello spazio intercostale selezionato, collegando una siringa vuota per aspirazione continua.
6. Avanzare l'ago durante una manovra di apnea in fine espirazione attraverso i piani muscolari, aspirando continuamente fino all'ottenimento di aria, confermando così l'ingresso nel pneumotorace dorsale.
7. Inserire il guida-filo a molla ed estrarre l'ago.
8. Effettuare una scansione TC per confermare il corretto posizionamento del filo guida all'interno dello spazio pleurico, che risulta ampliato e chiaramente delineato dal pneumotorace artificiale.
9. Dopo la conferma TC, effettuare una piccola incisione cutanea nel punto di ingresso del filo.
10. Avanzare il dilatatore da 9 Fr sul filo guida utilizzando la tecnica di Seldinger.
11. Rimuovere il filo guida e inserire il secondo palloncino esofageo nella cavità pleurica dorsale attraverso il dilatatore.
12. Insufflare il palloncino con il volume di riempimento ottimale, determinato da una curva pressione-volume (PV) in vivo, per garantire un'espansione corretta del palloncino e una trasmissione affidabile della pressione.
13. Collegare il catetere al trasduttore di pressione differenziale e verificare sul monitor la morfologia corretta dell'onda pleurica.

5. Posizionamento finale e monitoraggio

1. Verificare che i parametri del ventilatore (volume corrente, flusso inspiratorio e pressione delle vie aeree) e i valori emodinamici rimangano stabili durante e dopo il posizionamento del catetere.
2. Drenare il pneumotorace attraverso gli introduttori posteriore e anteriore aspirando delicatamente l'aria intrapleurica con una siringa da 50 mL fino a quando non si oppone resistenza al drenaggio. Evitare di creare una pressione negativa eccessiva all'interno dello spazio pleurico.
3. Fissare entrambi i cateteri con palloncino esofageo alla cute con nastro adesivo, quindi rimuovere con attenzione entrambi gli introduttori da 9 Fr per prevenire lo spostamento del catetere.
4. Effettuare una TAC per valutare la presenza di pneumotorace residuo. Se è presente un pneumotorace residuo, posizionare l'animale in decubito prono e ridurre la FiO₂ a 0,25, se tollerato fisiologicamente, per favorire il riassorbimento dell'ossigeno.
5. Confermare l'assenza di perdite a livello delle vie aeree o pleuriche confrontando i volumi correnti inspirati ed espirati ed eseguendo una pausa inspiratoria. Verificare una pressione di plateau stabile e il ritorno del flusso a zero.
6. Rivalutare le forme d'onda della pressione pleurica anteriore e posteriore dopo la rimozione degli introduttori. Confermare che la morfologia attesa della forma d'onda rimanga stabile; se questa cambia, non iniziare la registrazione finché non si sia rivalutata la posizione del catetere e la stabilità della forma d'onda.
7. Iniziare la registrazione simultanea della pressione pleurica anteriore e posteriore solo dopo aver confermato l'evacuazione o il riassorbimento del pneumotorace, la stabilità della ventilazione e dell'ematodinamica, l'assenza di una perdita in corso e la stabilità delle forme d'onda della pressione pleurica.
8. Regolare la ventilazione mantenendo il volume corrente a 10 mL/kg e riducendo la PEEP da 5 a 3 cmH₂O. I valori della pressione pleurica di fine espirazione sono stati ottenuti durante una manovra stabile di pausa di fine espirazione come mostrato in Figure 1.
9. Al termine di ogni protocollo sperimentale, mentre gli animali erano mantenuti sotto anestesia generale, l'eutanasia è stata eseguita mediante somministrazione endovenosa di KCl (soluzione al 7%, 2 mL/kg).

Risultati

Il posizionamento del catetere pleurico mediante tecnica percutanea è stato tentato in 20 suini (Tabella 1). In 17 animali, sono stati inseriti complessivamente 34 cateteri pleurici (17 anteriori e 17 posteriori). Di questi, 33 cateteri (97%) hanno raggiunto la regione pleurica prevista, mentre un catetere anteriore è entrato nella cavità pleurica ma non ha raggiunto la posizione ventrale desiderata. Il corretto posizionamento regionale sia dei cateteri anteriori che di quelli posteriori è stato quindi o...

Discussione

Questo protocollo percutaneo fornisce un metodo pratico e riproducibile per ottenere misurazioni regionali della pressione pleurica senza la necessità di accesso tramite toracotomia o toracoscopia. Diversi aspetti della procedura sono particolarmente importanti per garantire un posizionamento corretto del catetere e registrazioni della pressione di alta fedeltà.

Un elemento fondamentale della tecnica è la puntura anteriore eseguita sotto guida diretta dell'ecografia toracica. L'ecografia viene...

Materiali

Elenco dei materiali utilizzati in questo articolo

Nome	Azienda	Numero di catalogo	Commenti
Nastro adesivo	3M Tegaderm	1624W	Fissaggio del catetere prima dell'introduttore
Rasoiatore per animali	3M Clipper	9661L	Rimozione dei peli toracici
Atropina (iniettabile)	Sparhawk Laboratories inc.	NDC:58005-354	Premedicazione intramuscolare
Scanner di tomografia computerizzata	NeuroLogica	Omnitom Elite PCD; 1-NL5100-060	Valutazione della posizione del filo guida/catetere e di pneumotorace;
Software per l'acquisizione dei dati	ADInstruments	LabChart Pro 8.1.31	Software di acquisizione a 1.000 Hz senza filtraggio digitale
Sistema di acquisizione dati	ADInstruments	ML865	Per l'acquisizione della pressione pleurica
Trasduttore di pressione differenziale	Harvard Apparatus / Hugo Sachs	73-3882	Trasduttore di pressione per la registrazione della pressione pleurica
Asciugamano monouso	Cardinal Health	CAT 28700-004	Preparazione del campo sterile (Passaggio 2.1)
ECG & monitor di ossimetria del polso	Mindray	BeneView T5	Monitoraggio dei parametri vitali
Tubo endotracheale, 7,0 mm	Teleflex Medical	RIF 5-10314	Intubazione endotracheale
Catetere con palloncino esofageo	Cooper Surgical	REF 47-9005	Utilizzato come catetere per la pressione intrapleurica (Passo 2.1)
Fentanil (iniettabile)	Hikma	NDC 0641-6030-01	Analgesia endovenosa
Tamponi di garza (sterili)	Medline	REF NON21430LF	Preparazione del sito (Passaggio 2.1)
Guidewire 0,025" × 33 cm	Teleflex Medical	REF AW-04025	Per la tecnica di Seldinger (Passaggio 2.1)
Pompa per infusione	Smiths Medical	Medfusion 4000	Somministrazione continua di anestetico
Guaina introduttiva, 9 Fr	Cordis	REF 402-609X	Per l'inserimento del catetere intrapleurico (Passaggio 2.1)
Ventilatore meccanico	Maquet – Getinge		Servo-I, ventilazione a volume controllato
Unguento oftalmico	Lodi Veterinary Care	NDC 17033-211-38	Protezione della cornea dopo l'induzione dell'anestesia
Ossigeno 100% (grado medico)	Airgas	N/A	Per pneumotorace controllato
Pancuronio (iniettabile)	Selleck Chemicals	S2497	Blocco neuromuscolare
Povidone–Soluzione di iodio	BICCA	CAT 3955-16	Antisepsi cutanea
Propofolo (iniettabile)	NorthStar	NDC 16714-977-01	Induzione e mantenimento
Circuito respiratorio (circuito del ventilatore)	Medline	REF NON026370	Circuito standard
Bisturi n. 11	Bard-Parker	REF 372611	Per l'incisione cutanea (Passaggio 2.1)
Telo sterile	Medline	RIF MDT2168286	Preparazione del campo sterile
Guanti sterili (in lattice)	Biogel	RIF 31280	Guanti protettivi sterili
Camice sterile	Halyard	RIF 95121	Camice chirurgico sterile
Siringhe da 10 mL	Medline	REF SYR110010	Per aspirazione/iniezione (Passaggio 2.1)
Siringhe da 50 mL	BD	REF 309680	Per l'aspirazione dell'aria pleurica (Passaggio 2.1)
Tiletamina–zolazepam (iniettabile)	Virbac	NADA 71805-06	Telazol; sedazione intramuscolare
Ago di Tuohy, ecogeno 18G × 100 mm	Pajunk	REF 521185-31C	Per la puntura pleurica (Passo 2.1)
Sonda per ultrasuoni (Butterfly iQ+)	Butterfly Network	950-20002-00	Utilizzato con l'app Butterfly iQ per iPad (passaggio 2.1)
Software/applicazione di ultrasuoni	Butterfly Network	Butterfly iQ 2.46; iPad 11 iPadOS 26	App Butterfly iQ per iPad
Xilazina (iniettabile)	Cronus Pharma	LLC