I reagenti e l'attrezzatura utilizzati sono elencati nella Tabella dei Materiali.
Coltura cellulare
Sono state utilizzate le linee cellulari di adenocarcinoma polmonare umano (LUAD) A549 e H358 e la linea cellulare epiteliale bronchiale immortalizzata Beas-2b. Le linee A549 (KRAS G12S) e H358 (KRAS G12C; priva di STK11) sono state selezionate come modelli LUAD comunemente impiegati con differenti background mutanti per KRAS, mentre Beas-2b è stata inclusa come controllo epiteliale bronchiale non maligno. Le cellule A549 e H358 sono state mantenute in mezzo RPMI-1640, mentre le cellule Beas-2b sono state mantenute in mezzo DMEM; ciascun mezzo conteneva il 10% di siero fetale bovino e l'1% di penicillina-streptomicina. Le colture cellulari sono state incubate a 37 °C in un'atmosfera umidificata contenente il 5% di CO₂. Poiché le linee cellulari tumorali e la linea epiteliale di controllo sono state mantenute in mezzi di coltura differenti, i confronti tra i livelli basali di espressione sono stati interpretati con cautela.
Trasduzione lentivirale e selezione di cellule stabili
I vettori lentivirali portanti il precursore di hsa-miR-486-3p (LV-miR-486-3p) o una sequenza di controllo negativo randomizzata (LV-NC) sono stati utilizzati in un disegno sperimentale di tipo gain-of-function stabile. Le cellule A549 e H358 sono state seminate in piastre da 6 pozzetti a una densità di 5 × 104 cellule/pozzetto e coltivate per una notte. Il giorno successivo, le cellule sono state esposte al lentivirus a una multiplicità di infezione (MOI) di 10 in presenza di 8 µg/mL di polibrenina. Dopo 24 h, l'inoculo virale è stato sostituito con mezzo completo fresco. Le cellule trasdotte sono state selezionate con 2 µg/mL di puromicina per 7 giorni. Al termine della selezione, le cellule sopravvissute sono state lasciate riprendere e amplificate per i successivi saggi molecolari e funzionali. Non è stato incluso un braccio con inibitore di miR-486-3p poiché lo studio è stato progettato specificamente per valutare gli effetti dell'overespressione forzata stabile.
NOTA: L'MOI, il tempo di esposizione alla polibrena e le condizioni di selezione con puromicina devono essere mantenuti identici tra i gruppi LV-NC e LV-miR-486-3p per minimizzare le differenze legate al trattamento nella vitalità cellulare.
RT-qPCR
La RT-qPCR è stata eseguita per determinare i livelli di espressione di miR-486-3p e per confermare l'efficienza della sovraespressione lentivirale nelle cellule A549 e H358. L'RNA totale è stato isolato utilizzando il reagente TRIzol seguendo le istruzioni del produttore. La concentrazione e la purezza dell'RNA sono state valutate mediante spettrofotometria, considerando accettabile un rapporto A260/A280 compreso tra 1,8 e 2,1. Per l'analisi dell'mRNA, 1 µg di RNA totale è stato retrotrascritto in cDNA utilizzando un kit commerciale per la sintesi di cDNA secondo il protocollo del produttore. Per l'analisi dei microRNA, la sintesi di cDNA è stata effettuata utilizzando un primer specifico per miRNA con struttura a stem-loop per la retrotrascrizione. La PCR quantitativa è stata eseguita in un volume totale di reazione di 20 µL contenente 10 µL di SYBR Green Master Mix 2×, 0,4 µM di ciascun primer e 2 µL di campione di cDNA. Il protocollo di amplificazione ha previsto un passaggio iniziale di denaturazione a 95 °C per 5 min, seguito da 40 cicli di denaturazione a 95 °C per 10 s e di annealing/estensione a 60 °C per 30 s. Successivamente è stata effettuata un'analisi della curva di denaturazione per verificare la specificità dell'amplificazione. L'RNA nucleare piccolo U6 è stato utilizzato come controllo interno per la quantificazione dei miRNA, mentre GAPDH è stato impiegato come gene di riferimento per la normalizzazione dell'mRNA. I livelli di espressione relativi sono stati determinati utilizzando il metodo 2−ΔΔCq.
Le sequenze dei primer per miRNA erano le seguenti: primer per la retrotrascrizione a stem-loop, 5′-GTCGTATCGACTGCAGGGTCCGAGGTATTCGCAGTCGATACGAC
ATCCTG-3′; primer forward per miR-486-3p, 5′-CGCGGGGCAGCTCAGTA-3′; primer reverse universale, 5′-ACTGCAGGGTCCGAGGTATT-3′; primer forward per U6, 5′-CTCGCTTCGGCAGCACA-3′; e primer reverse per U6, 5′-AACGCTTCACGAATTTGCGT-3′. Le sequenze dei primer per WNT5B, DVL1, CTNNB1, BCL2 e GAPDH, insieme alle lunghezze degli ampliconi e alle efficienze di amplificazione, sono riportate nella Tabella 1. L'espressione dell'mRNA è stata normalizzata rispetto a GAPDH, mentre l'espressione di miR-486-3p è stata normalizzata rispetto a U6. Ogni esperimento includeva tre replicati biologici indipendenti, con tre replicati tecnici per ciascun replicato biologico.
Immunoblotting
Al termine della selezione con puromicina della durata di 7 giorni e di un periodo di recupero, le cellule sono state lisate in buffer RIPA contenente inibitori delle proteasi. Le concentrazioni proteiche sono state determinate mediante saggio proteico BCA. Quantità uguali di proteina (20 µg per corsia) sono state separate su gel di elettroforesi SDS-PAGE al 10% e trasferite su membrane in PVDF mediante trasferimento umido a 300 mA per 120 min. Le membrane sono state bloccate con latte scremato al 5% preparato in soluzione salina tamponata al Tris contenente Tween-20 allo 0,1% (TBST) per 1 h a temperatura ambiente. Le membrane sono state incubate tutta la notte a 4 °C con anticorpi primari contro WNT5B (1:1.000), DVL1 (1:1.000), β-catenina (1:1.000), BCL-2 (0,5 µg/mL) o β-actina (1:5.000). I produttori e i numeri di catalogo di tutti gli anticorpi sono riportati nella Tabella dei Materiali. Dopo tre lavaggi di 10 min ciascuno con TBST, le membrane sono state incubate con un anticorpo secondario capra anti-coniglio IgG coniugato con HRP, diluito 1:5.000, per 1 h a temperatura ambiente. Successivamente, le membrane sono state lavate tre volte con TBST e le bande proteiche sono state visualizzate mediante un substrato chemiluminescente e acquisite con un sistema di documentazione e imaging per gel. Le intensità delle bande sono state quantificate utilizzando ImageJ. L'abbondanza di ciascuna proteina bersaglio è stata normalizzata rispetto al segnale corrispondente di β-actina ottenuto dallo stesso campione biologico. Per l'analisi densitometrica sono stati utilizzati esclusivamente tempi di esposizione compresi nell'intervallo lineare e non saturato di rilevamento. Sono stati eseguiti tre esperimenti biologici indipendenti.
Test con il kit per il conteggio delle cellule-8
Le cellule A549 e H358 transdotte stabilmente con LV-NC o LV-miR-486-3p sono state seminate in piastre a 96 pozzetti a una densità di 1,5 × 104 cellule/pozzetto in 100 µL di mezzo completo. Dopo il fissaggio notturno, il mezzo è stato sostituito e l'assorbanza al tempo 0 h è stata misurata immediatamente dopo l'aggiunta del reagente del Cell Counting Kit-8. Ai tempi 0 h, 24 h, 48 h, 72 h e 96 h, sono stati aggiunti 10 µL di reagente per pozzetto e incubati per 1 h a 37 °C prima della lettura dell'assorbanza a 450 nm. Per l'analisi cinetica rivista, ogni gruppo è stato normalizzato al proprio valore al tempo 0 h prima della rappresentazione grafica. Sono stati eseguiti tre esperimenti biologici indipendenti e i pozzetti tecnici all'interno di ciascun esperimento sono stati mediati prima dell'analisi statistica.
Saggio di formazione di colonie
Le cellule A549 e H358 stabilmente selezionate sono state preparate come sospensioni cellulari singole a 5 × 102 cellule/mL. Un millilitro di sospensione cellulare è stato seminato in ogni pozzetto di una piastra a 6 pozzetti, seguito da 3 mL di mezzo completo. Le cellule sono state coltivate per 14 giorni, con sostituzione del mezzo ogni 5 giorni. Le colonie sono state lavate con PBS, fissate con paraformaldeide al 4% per 20 minuti, colorate con violetto cristallo per 20 minuti, lavate e fatte asciugare all'aria. Sono state contate le colonie contenenti almeno 50 cellule utilizzando ImageJ. Sono stati eseguiti tre esperimenti biologici indipendenti.
NOTA: È richiesta una sospensione uniforme di singole cellule e il minimo disturbo possibile della piastra durante l'instaurazione delle colonie, per evitare un'aggregazione artificiale delle cellule.
Saggio di migrazione cellulare
Le cellule A549 e H358 stabilmente trasdotte sono state seminate in piastre da 6 pozzetti e coltivate fino alla formazione di un monostrato confluenziale. Un graffio lineare è stato realizzato con una punta sterile da 10 µL, le cellule staccate sono state rimosse e gli stessi campi segnalati sono stati acquisiti a 0 h, 24 h, 48 h e 72 h. L'area della ferita è stata misurata utilizzando ImageJ e la chiusura della ferita è stata calcolata come (area a 0 h − area al tempo indicato) / area a 0 h × 100%. Sono stati effettuati tre esperimenti biologici indipendenti. Non è stato utilizzato alcun inibitore farmacologico della proliferazione; pertanto, questo saggio è stato interpretato come una misura della chiusura della ferita piuttosto che di una lettura specifica per la migrazione.
NOTA: I graffi devono essere prodotti con larghezza e pressione costanti, e i campi identici devono essere seguiti per tutta la durata del tempo.
Saggio di invasione cellulare
I saggi di invasione Transwell sono stati eseguiti utilizzando inserti con membrana in policarbonato da 24 pozzetti con un diametro dei pori di 8 µm. La superficie superiore di ciascun inserto è stata rivestita con 100 µL di matrice di membrana basale Matrigel diluita 1:8 in DMEM senza siero, ottenendo una concentrazione proteica finale approssimativa di 1 mg/mL, e incubata a 37 °C per 4 h. Le cellule A549 e H358 sono state sospese in mezzo RPMI-1640 senza siero a densità rispettivamente di 8 × 105 cellule/mL e 4 × 105 cellule/mL. Un'aliquote da 200 µL della sospensione cellulare è stata aggiunta alla camera superiore, corrispondente a 1,6 × 105 cellule A549 o 8 × 104 cellule H358 per inserto. La camera inferiore è stata riempita con 500 µL di mezzo RPMI-1640 contenente il 20% di siero fetale bovino come chemiotattico. Dopo un'incubazione a 37 °C in un'atmosfera umidificata contenente il 5% di CO₂ per 48 h, le cellule non invasive rimaste sulla superficie superiore della membrana sono state delicatamente rimosse con un bastoncino di cotone. Le cellule che avevano invaso la membrana sono state fissate con paraformaldeide al 4% per 20 min e colorate con violetto cristallo allo 0,1% per 20 min a temperatura ambiente. Per ogni inserto sono stati selezionati cinque campi microscopici in modo casuale, i quali sono stati acquisiti mediante imaging, e il numero di cellule invase è stato quantificato utilizzando ImageJ. Il valore medio del conteggio cellulare ottenuto dai cinque campi è stato considerato un singolo valore per ciascun inserto, e l'inserto, piuttosto che un singolo campo microscopico, è stato considerato l'unità sperimentale. Sono stati eseguiti tre esperimenti biologici indipendenti.
NOTA: Rimuovere delicatamente e in modo uniforme le cellule non invasive per evitare di danneggiare la membrana o staccare le cellule che hanno migrato sulla sua superficie inferiore.
Analisi statistica
I dati sono presentati come media ± SD e n indica esperimenti biologici indipendenti, salvo diversa indicazione. Le repliche tecniche o i diversi campi microscopici provenienti dalla stessa unità sperimentale sono stati mediati prima dei test inferenziali. Per il confronto tra le tre linee cellulari, è stata utilizzata l’analisi della varianza ad un fattore seguita da confronti multipli a coppie con correzione di Tukey. Per i tracciati temporali di CCK-8 e di chiusura della ferita, è stata impiegata l’analisi della varianza a due fattori con misure ripetute per valutare gli effetti del trattamento, del tempo e dell’interazione trattamento-per-tempo, seguita da confronti con correzione di Šídák ai singoli punti temporali. I confronti tra due gruppi sono stati analizzati mediante test t di Student non appaiato a due code. test t. Le analisi statistiche e la visualizzazione dei dati sono state eseguite utilizzando un software di analisi statistica e grafica. Esatto pi valori sono riportati nei pannelli delle figure o nelle tabelle dei dati originali. La significatività statistica è stata definita come p < 0.05; *p < 0.05, **p < 0.01, ***p < 0,001 e ****p < 0.0001.