Articolo metodologico

Implementazione metodologica di sistemi di irradiazione per piccoli animali per studi preclinici guidati da immagini

DOI:

10.3791/71605

⸱

21 agosto 2026

 ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Radiation Oncology, WashU Medicine

* These authors contributed equally

In questo articolo

Sommario

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Questo protocollo descrive l'implementazione metodologica di due sistemi di irradiazione per piccoli animali destinati a studi preclinici di radioterapia con guida per immagini. Vengono delineate la configurazione del sistema, i flussi di lavoro per l'imaging, le procedure di pianificazione del trattamento e le considerazioni relative all'erogazione dell'irradiazione, al fine di supportare esperimenti riproducibili e clinicamente rilevanti su piccoli animali.

Abstract

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

La ricerca radiobiologica preclinica è essenziale per approfondire la comprensione di come diverse caratteristiche di somministrazione delle radiazioni influenzino le risposte biologiche e per ottimizzare le strategie terapeutiche in diversi siti bersaglio. La precisione, la riproducibilità e la rilevanza traslazionale di questi studi dipendono dall'implementazione appropriata di piattaforme di irradiazione per piccoli animali con guida per immagini, che modellino accuratamente i flussi di lavoro della radioterapia clinica. L'articolo attuale descrive il funzionamento pratico di due sistemi di radioterapia preclinica con guida per immagini, ampiamente utilizzati per l'irradiazione ad alta precisione di piccoli animali. Sebbene entrambe le piattaforme siano progettate per erogare radiazioni conformi con guida per immagini, esse differiscono per caratteristiche ingegneristiche fondamentali, tra cui le specifiche del tubo a raggi X, la distanza sorgente-asse (SAD), la collimazione del fascio, i meccanismi di schermatura, la geometria meccanica e il software di pianificazione del trattamento. Queste differenze influenzano l'allestimento del sistema, i flussi di lavoro di irradiazione e l'erogazione del trattamento. Illustrando le considerazioni metodologiche e le procedure operative per entrambe le piattaforme, questo protocollo fornisce ai ricercatori indicazioni pratiche per progettare, attuare e riprodurre esperimenti radiobiologici preclinici rilevanti dal punto di vista traslazionale.

Introduzione

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Il cancro è tra le principali cause di morte nel mondo1. La radioterapia, la chirurgia e la chemioterapia sono i principali trattamenti per il cancro2. Si stima che circa la metà di tutti i pazienti oncologici necessiti di radioterapia come parte del proprio trattamento3. Gli studi preclinici su modelli animali, progettati generalmente per valutare la sicurezza, i meccanismi biologici e l'efficacia terapeutica di un approccio terapeutico, costituiscono la base per lo sviluppo di studi clinici e per la successiva traduzione clinica di nuove strategie terapeutiche. Gli irradiatori per piccoli animali con guida per immagini sono diventati strumenti essenziali nella radioterapia preclinica poiché permettono un'irradiazione conformale e localizzata di tumori e organi a rischio (OARs), con geometrie e flussi di lavoro progettati per avvicinarsi alla somministrazione clinica delle radiazioni e alla pianificazione del trattamento4,5,6. Secondo una recente revisione7, il numero di articoli sulla radioterapia guidata da immagini per piccoli animali è aumentato da meno di 10 all'anno nel periodo 2007–2010 a quasi 80 nel 2020. Gli articoli di fisica e biologia coprono argomenti che vanno dalla dosimetria e dalla pianificazione del trattamento alla risposta del tumore e dei tessuti normali7. L'obiettivo generale di questo protocollo è fornire un quadro fisicamente fondato per confrontare due piattaforme di irradiazione per piccoli animali ampiamente utilizzate, al fine di facilitare una selezione informata della piattaforma che supporti studi preclinici di radiazioni riproducibili e clinicamente rilevanti. Il Sistema 1 è la Small Animal Radiation Research Platform (SARRP), e il Sistema 2 è la piattaforma Precision Small-Animal Radiation Therapy (SmART+). La motivazione per l'utilizzo di questi sistemi risiede nel fatto che gli studi di radiobiologia richiedono sempre più un targeting riproducibile, una localizzazione basata sulla tomografia computerizzata (CT)8,9 e una modulazione del campo che offrano una conformità superiore del piano di trattamento, consentendo al contempo paradigmi clinicamente rilevanti come l'ipofrazionamento, l'irradiazione a volume parziale e le strategie di risparmio d'organo. Nella radioterapia, deve essere mantenuto un equilibrio delicato tra la dose somministrata al bersaglio terapeutico e quella agli OARs, il che richiede una comprensione approfondita dei meccanismi radiobiologici coinvolti10,11. Per continuare a migliorare la comprensione della risposta dei tessuti tumorali e sani alle radiazioni, un'elevata accuratezza, riproducibilità e precisione nella somministrazione della dose sono essenziali quando si utilizzano irradiatori per piccoli animali negli studi preclinici.

Sebbene entrambi i sistemi funzionino con fasci di raggi X a chilovolt fino a 225 kVp, esistono differenze fondamentali nelle loro configurazioni (vedere Figura 1) che potrebbero richiedere considerazioni specifiche per determinati esperimenti. Il Sistema 1 ha una distanza sorgente-asse (SAD) di 35 cm e utilizza un approccio di tomografia computerizzata a fascio conico centrato sullo stadio, che richiede la rotazione dell'oggetto durante la scansione. Il Sistema 2 ha una SAD più corta di 30 cm e utilizza un sistema di somministrazione basato su gantry, che richiede la rotazione del fascio attorno all'oggetto per la scansione. Finora, il Sistema 1 è stato utilizzato per irradiare topi e ratti, mentre il Sistema 2 (inclusi modelli precedenti) è stato impiegato per irradiare topi, ratti e canarini12,13,14. Un protocollo completo di imaging, pianificazione del trattamento e somministrazione della terapia richiede circa 30 minuti per soggetto su questi sistemi. Tuttavia, il flusso di lavoro può essere abbreviato a seconda del protocollo seguito. Ad esempio, alcuni protocolli potrebbero consentire l'utilizzo di un piano generico unico per tutti gli animali di un lotto, eliminando così il passaggio di pianificazione del trattamento e riducendo il tempo complessivo dell'esperimento. Comprendere come le differenze tra gli irradiatori influenzino la dose rate, la definizione del campo, lo spazio geometrico disponibile e i vincoli operativi fornisce una base per scegliere il sistema più adatto alle esigenze tecniche e sperimentali. Un riepilogo delle principali specifiche fisiche e operative del Sistema 1 e del Sistema 2 è riportato in Tabella 1.

Viene presentata una sintesi del flusso di lavoro complessivo per uno studio tipico che prevede l'irradiazione di piccoli animali (vedere Figura 2). Questo protocollo descrive l'implementazione metodologica del Sistema 1 e del Sistema 2 per studi preclinici di radioterapia guidata da immagini. Vengono illustrate la configurazione del sistema, i flussi di lavoro per l'imaging, le procedure di pianificazione del trattamento e le considerazioni relative all'erogazione dell'irradiazione, al fine di supportare esperimenti riproducibili e clinicamente rilevanti su piccoli animali.

Protocollo

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Tutti gli studi sugli animali sono stati eseguiti con l'approvazione del Comitato istituzionale per la cura e l'uso degli animali (IACUC). I reagenti e l'equipaggiamento utilizzati sono elencati nella Tabella dei materiali.

1 Sistema 1

  1. Riscaldamento (17,5–72 min)
    NOTA: Durante l'installazione e la messa in funzione, l'addetto alla sicurezza radiologica dell'istituto (RSO) deve effettuare un'ispezione radiologica per assicurarsi che la dispersione di radiazioni all'esterno dell'armadio sia inferiore ai valori soglia per la dose in un'ora e la dose in una settimana. Prima di accendere il sistema, l'utente deve seguire le istruzioni di sicurezza radiologica fornite dall'RSO dell'istituto.
    1. Partire con la chiave del Module Processor (MP1) in posizione 0 (9 in punto). Sulla macchina System 1, premere il pulsante verde di avvio. Accendere le manopole delle luci dell'armadio e dei laser. Ruotare la chiave MP1 in posizione di attesa (12 in punto).
    2. Il controller datalog MP1 potrebbe visualizzare 810 (17,5 min) o 811 (72 min), a seconda dell'ultima volta in cui l'unità è stata utilizzata. Se non viene visualizzato alcun programma di riscaldamento, selezionare Imposta e inserire 810. Premere Invio.
    3. Inserire il filtro di rame da 0,15 mm (vedere Figura 3) nello slot del filtro sulla testa del braccio. Inserire il collimatore da 0,5 mm nel supporto e stringere la vite per fissarlo.
    4. Ruotare la chiave MP1 in posizione ad alta energia (3 in punto). Selezionare il pulsante verde X-ray On per avviare il riscaldamento.
  2. Sequenza di riferimento e calibrazione del rivelatore (5 min)
    1. Aprire Software 1 (vedere Tabella 1).
    2. Una finestra pop-up chiederà di regolare lo stadio rotante. Premere Ok e attendere che lo stadio si sposti alla posizione iniziale.
    3. Su Software 1, assicurarsi che la casella “Motors Enabled” sia selezionata.
    4. Attendere che appaia il messaggio “Homing Complete”.
    5. Sotto Imaging e Robotics Control, digitare 90 nel campo richiesta del braccio e premere Sposta.
    6. Aprire la porta dell'armadio System 1. Far scorrere verso l'alto il coperchio della finestra TC e tirare in avanti l'unità TC fino al bloccaggio. Assicurarsi che tutti i lettini siano rimossi dalla piattaforma. Rimuovere facendo scorrere il collimatore e il supporto dalla testa del braccio. Inserire il filtro di alluminio da 1 mm per l'imaging.
    7. In Software 1, sotto Technique Presets, selezionare Mouse CT Imaging e premere Applica.
    8. Dalla barra degli strumenti, selezionare Detector e Detector calibration per avviare la calibrazione.
  3. Imaging TC Cone-Beam per topi (10 min, inclusa l'anestesia)
    1. Posizionare il topo in un contenitore per anestetizzarlo secondo quanto specificato nel protocollo di ricerca approvato.
    2. Aprire la porta dell'armadio. Posizionare il lettino sulla piattaforma e fissarlo stringendo la vite. Posizionare il lettino per roditori sul lettino e fissarlo con del nastro. Collegare il tubo di isoflurano alla testa del lettino e accendere il gas.
    3. Posizionare il topo sul lettino in posizione prona o supina secondo il protocollo sperimentale.
    4. In Software 1, sotto Imaging and Robotics Control, selezionare la cartella del responsabile scientifico e dello studio. Selezionare CBCT Acquisition.
    5. Assegnare un nome alla scansione. Selezionare il protocollo di ricostruzione desiderato, il numero di proiezioni 2D (predefinito 360) e la velocità del lettino (predefinita 1,5 gradi/s). Selezionare OK. Osservare la webcam sullo schermo del software per assicurarsi che non ci siano collisioni. Se si prevede una collisione imminente, premere Stop per arrestare il braccio.
  4. Trattamento (10 min)
    1. Al termine dell'imaging, chiudere la finestra di Software 2. Aprire Software 3. Sotto Experiment, selezionare la cartella del responsabile scientifico. Sotto Scan, selezionare il numero del topo e premere Load Reconstruction.
    2. Il CBCT verrà caricato in 3 pannelli. Premere Adjust Window. Con il pulsante sinistro del mouse premuto, posizionarsi sull'immagine e scorrere verso il basso e a sinistra per regolare la finestra della TC.
    3. Una volta regolate le densità, utilizzare il pulsante destro del mouse e trascinare verso il basso per ingrandire l'immagine. Premere il pulsante di scorrimento e trascinare per spostarsi. Per valutare la qualità dell'immagine, assicurarsi che non ci siano artefatti vicino al bersaglio e che il bersaglio sia distinguibile dagli OAR circostanti. Una volta soddisfatti, premere Register.
    4. Se si utilizza un piano predefinito, sotto Select Reference Plan, trovare e caricare il piano, quindi premere Create. Se si crea un nuovo piano, lasciare il campo Select Reference Plan impostato su None.
    5. Selezionare Define Contours. Sotto Segmentation Thresholds, regolare le soglie di segmentazione per aria, polmone, grasso, tessuto e osso. Sotto Edit Contours, per ciascun organo di interesse, selezionare Aggiungi e delineare l'organo utilizzando lo strumento Pennello. Regolare il diametro del pennello secondo necessità. Un organo può essere delineato fetta per fetta e poi interpolato, oppure utilizzando lo strumento pennello sferico.
    6. Selezionare Treatment Planning. Se si utilizza un piano predefinito, spostare ciascun isocentro al centro dell'organo bersaglio e regolarlo in tutte e tre le viste. Se si crea un nuovo piano, sotto Targets, premere il segno più verde per ciascun isocentro desiderato e spostare l'isocentro sul bersaglio.
    7. Per ciascun bersaglio, impostare la dose facendo doppio clic sul campo Dose. Sotto Beams, premere il segno più verde con una B per aggiungere un fascio statico o il segno più verde con una A per aggiungere un arco. Impostare il peso del fascio, il collimatore e l'angolo del braccio per ciascun fascio. Per aggiungere un fascio per un altro isocentro, selezionare tale isocentro sotto Targets in modo che risulti evidenziato in viola, quindi aggiungere il fascio.
    8. Sotto Dose, selezionare il Dose Engine desiderato (Superposition Convolution o Monte Carlo). Selezionare Compute Dose.
    9. Selezionare Verify. Selezionare Compute Isodoses e Compute DVH. Confermare che il piano e
      ​le DVH forniscano la dose desiderata ai bersagli e agli OAR (vedere Figura 4).
    10. Aprire la porta dell'armadio. Rimuovere il filtro di alluminio e inserire il filtro di rame. Inserire il collimatore nel supporto e far scorrere l'unità nuovamente nella testa del braccio. Abbassare il coperchio della finestra TC e spingerlo indietro fino al bloccaggio.
    11. Selezionare Execute e Execute Beam.
    12. Da Software 1, una finestra pop-up mostrerà la posizione del lettino e del braccio bersaglio. Assicurarsi che la rotazione del lettino sia a 0 per evitare collisioni e premere OK. Un'altra finestra mostrerà le dimensioni del collimatore e il tipo di filtro. Premere OK, e il fascio si avvierà automaticamente.
    13. Osservare la webcam su Software 1 per assicurarsi che non ci siano collisioni.
    14. Se ci sono più fasci, al termine del precedente, selezionare Execute Beam e ripetere il passaggio 1.4.11.
    15. Aprire la porta dell'armadio, rimuovere il topo attuale dal lettino e riportarlo nella gabbia.
    16. Per procedere con l'animale successivo, ripetere i passaggi 1.3 e 1.4.
  5. Post-trattamento (3 min)
    1. Al termine del trattamento dell'ultimo animale, nel pannello Imaging and Robotics Control, impostare l'angolo del braccio a 90° e impostare tutti gli altri campi di movimento a 0. Selezionare Sposta. Al termine del movimento, chiudere il software System 1. Quando richiesto di riportare la piattaforma alla posizione iniziale, selezionare Sì.
    2. Rimuovere il lettino, il collimatore e il filtro dall'armadio. Assicurarsi che il coperchio della finestra TC sia chiuso e spinto indietro nella posizione di riposo.
    3. Ruotare nuovamente la chiave MP1 in posizione 0 (9 in punto). Premere il pulsante rosso Stop su System 1.

2 Sistema 2

  1. Riscaldamento (35 min)
    1. Durante l'installazione e la messa in funzione, l'addetto alla sicurezza radiologica dell'istituto (RSO) deve effettuare un'ispezione radiologica per assicurarsi che la dispersione di radiazioni all'esterno dell'armadio sia al di sotto della soglia della dose-in-qualsiasi-ora e della dose-in-qualsiasi-settimana. Prima di accendere il sistema, l'utente deve seguire le istruzioni di sicurezza radiologica fornite dall'RSO dell'istituto.
    2. Aprire lo sportello dell'armadio ed assicurarsi che non ci sia un lettino sulla piattaforma né un collimatore fissato alla testa del braccio girevole.
    3. Sulla macchina System 2, ruotare la chiave per accendere l'alimentazione del sistema, le luci e i laser.
    4. Ruotare la chiave per l'alimentazione della console su on.
    5. Sulla testa del braccio girevole, aprire il fermo dello slot del filtro ed inserire il filtro di rame da 0,3 mm o quello di alluminio da 2 mm finché non scatta in posizione (vedere Figura 3).
    6. Aprire Software 4 e la Webcam.
    7. Selezionare Raggi X, Non trattamento e Inizia riscaldamento sia per i raggi X primari (20 min) che per quelli a micro-fuoco (15 min).
  2. Tomografia computerizzata con fascio conico per topi (10 min, inclusa l'anestesia)
    1. Posizionare il topo in un contenitore per anestetizzarlo secondo quanto specificato nel protocollo di ricerca approvato.
    2. Aprire lo sportello dell'armadio. Inserire il filtro di alluminio da 2 mm nello slot del filtro, se non è già inserito.
    3. Fissare il lettino alla piattaforma premendo il perno di sgancio rapido e allineandolo al foro al centro della piattaforma.
    4. Fissare il piano letto al lettino con del nastro adesivo. Fissare il tubo di ;isoflurano alla ;testata ;del letto ;con del nastro adesivo ;e accendere il ;gas.
    5. Posizionare il topo sul letto in posizione prona o supina, a seconda del protocollo sperimentale.
    6. Aprire Software 5. Nella categoria Consegna della radiazione, selezionare Targeting TC con protocollo manuale o di trattamento.
    7. Nella pagina di selezione animale, selezionare la cartella del responsabile scientifico e dello studio, e creare un nuovo file per l'animale. Fare clic su Avanti.
    8. Sotto Configurazione animale, fare clic su Avanti. Per il tipo di scout, fare clic su Salta.
    9. Scegliere la Selezione preimpostata in base al tipo di tessuto bersaglio e fare clic su Avanti. (predefinito 40 kV 2 mA 60 s per tessuti molli).
    10. Verificare che il filtro appropriato per la qualità del fascio pianificata sia inserito e confermare che lo stato del filtro visualizzato sia verde.
    11. Selezionare Avvia per iniziare la scansione TC. L'otturatore si aprirà e chiuderà automaticamente.
    12. Utilizzare la webcam per assicurarsi che il braccio girevole non entri in collisione con il lettino o l'animale durante la rotazione di 360°. Se una collisione sembra imminente, premere il pulsante di arresto di emergenza rosso sulla console e il braccio girevole si fermerà.
    13. Al termine della scansione TC, fare clic su Avanti. La scansione TC acquisita apparirà come 3 pannelli per le viste coronale, sagittale e assiale. Ingrandire e scorrere attraverso le sezioni acquisite su ciascun pannello per regolare se necessario.
    14. Utilizzare il mouse per trascinare il mirino fino al centro isocentrico desiderato. Selezionare Sposta piattaforma. Se necessario, selezionare Scansiona di nuovo per verificare la posizione del bersaglio. Fare clic su Avanti.
    15. Nella pagina Esporta, fare clic su Vai per esportare il file DICOM.
    16. Se si sta creando un nuovo piano di trattamento, procedere al passaggio 4. Se si utilizza un piano esistente o manuale, procedere al passaggio 5.
  3. Pianificazione avanzata del trattamento (10 min)
    1. Aprire Software 6. Selezionare la cartella contenente i file DICOM e selezionare Importa dati selezionati.
    2. Una volta caricato il DICOM, fare clic sulla scheda CT2MD.
    3. Scorrere la barra della densità finché non è visibile il tessuto del roditore.
    4. Fare clic sulla scheda Contorni. Per aggiungere contorni, selezionare Aggiungi. Assegnare un nome al contorno e specificarne il tipo nel menu a discesa Tipo.
    5. Selezionare lo strumento desiderato (pennello o linea) e selezionare Automatico. Disegnare con il pennello o delineare l'organo desiderato. Utilizzare la barra di scorrimento per spostarsi tra i fotogrammi e continuare a delineare l'organo. Delineare più fotogrammi può aumentare l'accuratezza dell'interpolazione. Una volta delineato l'ultimo fotogramma dell'organo, selezionare Interpola.
    6. Ripercorrere i fotogrammi per assicurarsi che l'interpolazione abbia delineato l'organo come previsto e correggere eventuali fotogrammi deviati.
    7. Fare clic sulla scheda Pianificazione. Fare clic su Aggiungi per aggiungere un isocentro al piano. Allineare questo isocentro al bersaglio desiderato nei piani coronale e assiale, e inserire la dose prevista (Gy) all'isocentro.
    8. Per aggiungere fasci, selezionare Aggiungi sotto Fasci. Scegliere tra statico e dinamico e regolare gli angoli come desiderato. Se necessario, scegliere un angolo del lettino. Selezionare il collimatore in base ai parametri di pianificazione.
    9. Sotto Calcolo, selezionare Avvia calcoli. Aumentare il numero di storie/area aumenterà l'accuratezza dell'algoritmo. Altri parametri Monte Carlo possono essere regolati a piacimento; tuttavia, ciò esula dall'ambito del protocollo. Al termine, lo schermo mostrerà la sezione volumetrica. Selezionare le schede per visualizzare l'istogramma del volume in dose (DVH) e le metriche del volume in dose (DVM) (vedere Figura 5).
    10. Tornare alla Pianificazione per apportare modifiche se necessario.
    11. Sotto Valutazione, verificare il tempo di erogazione del fascio, la dose all'isocentro, il DVH e il DVM.
    12. Selezionare Esporta dati. Assegnare un nome al file e selezionare Esporta in file per generare un file .ini.
  4. Trattamento (10 min)
    1. Aprire lo sportello dell'armadio, rimuovere il filtro di alluminio da 2 mm e inserire il filtro di rame da 0,3 mm e il collimatore secondo il protocollo sperimentale.
    2. Tornare al Programma System 2.
    3. Per un protocollo manuale, nella schermata del costruttore di trattamento, selezionare dimensione del punto (piccola o grande), filtro (0,3 mm Cu), potenziale desiderato (kVp), corrente (mA) e tempo di trattamento (s). Selezionare le dimensioni e la forma del collimatore (circolare, quadrata, rettangolare o motorizzata). Selezionare l'angolo del braccio girevole. Se desiderato, aggiungere un fascio opposto parallelo.
    4. Per un protocollo di trattamento, nella scheda Selezione protocollo, fare clic su Carica protocollo e selezionare il file .ini del passaggio 4. Verificare il nome del piano e i parametri selezionando la casella Mostra dettagli protocollo. Fare clic su Avanti.
    5. Selezionare Avvia trattamento e selezionare Avvia fascio. Se ci sono più fasci, una volta erogato il fascio precedente, selezionare Avvia fascio per iniziare il successivo. Osservare la webcam per assicurarsi che non ci siano collisioni.
    6. Aprire lo sportello dell'armadio, rimuovere il topo attuale dal letto e riportarlo nella gabbia.
    7. Per procedere con l'animale successivo, ripetere i passaggi 2.2–2.4.
  5. Post-trattamento (3 min)
    1. Dopo aver trattato l'ultimo animale, rimuovere il letto e il lettino dalla piattaforma. Rimuovere il filtro e il collimatore dal braccio girevole.
    2. Riportare il braccio girevole a 0° e la posizione della piattaforma a (0 mm, 0 mm, 0 mm) con Software 4. Chiudere le porte dell'armadio. Chiudere Software 5.
    3. Spegnere la chiave dell'alimentazione della console. Sulla macchina System 2, spegnere prima la chiave per le luci e i laser, quindi spegnere l'alimentazione del sistema portandola sulla posizione off.

Risultati

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Il tubo a raggi X System 1 può generare una tensione compresa tra 20 e 225 kVp con un tasso di dose di 2,6 Gy/min a una profondità di 1 cm in un fantoccio di materiale equivalente all'acqua, con un campo di 10 × 10 mm2 e una distanza sorgente-superficie (SSD) di 33 cm. Lo spessore semitrasparente (HVL) del fascio è di 0,73 mm Cu a 220 kVp e di 2,15 mm Al a 60 kVp15. Per la collimazione, il System 1 utilizza più stadi in ottone per ridurre la penombra. Due blocchi scorrevoli in ottone vengono impiegati per bloccare l'emissione mentre la corrente viene generata e stabilizzata. Vengono utilizzate bocchette di collimazione intercambiabili per l'irradiazione. I filtri sono costituiti da 0,15 mm di rame e 1 mm di alluminio.

Gli organi trattati più frequentemente includono topi e ratti, mentre i siti trattati comprendono cuore, fegato, fianco, polmone, pancreas, gamba, cervello e duodeno16,17. Le dosi precedentemente utilizzate variano da 0,2 a 60 Gy, impiegando da 1 a 6 fasci con una combinazione di tipi di fascio statico e ad arco. Viene mostrato un esempio di piano di trattamento che prescrive 2 Gy all'intero cervello di un topo (vedere Figura 4). Il piano di trattamento utilizza un singolo fascio con un angolo del ganttry di 0° e un collimatore di 10 × 10 mm2. Il midollo spinale superiore è stato delineato manualmente come OAR, e l'istogramma dose-volume (DVH) mostra che circa il 20% dell'OAR riceve una dose di 0,5 Gy.

La porta dell'armadio del Sistema 1 include una finestra equivalente al piombo per la visualizzazione. La Distanza Sorgente-Asse (SAD) del Sistema 1 è di 35 cm, e la Distanza Sorgente-Rivelatore (SDD) è di 53 cm. Durante l'acquisizione di immagini CBCT, il lettino del Sistema 1 ruota di 360°. Ciò consente di ottenere un'immagine CBCT con un'accuratezza di posizionamento di circa 0,2 mm18. Al termine del trattamento, il Sistema 1 genera un file di registro che riporta la configurazione del fascio, inclusi il numero di fasci, le posizioni del lettino e del gantre, la SSD, il peso dei fasci e il tempo di erogazione del fascio (vedere Figura 6). Registra inoltre le coordinate dell'isocentro, la dose prescritta, l'identificatore del piano di trattamento e i metadati di pianificazione rilevanti, come i nomi dei contorni e i valori di soglia di segmentazione.

Il tubo a raggi X System 2 può generare da 10 a 225 kVp con un tasso di dose di 2,7 Gy/min a una profondità di 1 cm in un fantoccio di materiale con spessore equivalente all'acqua, utilizzando un campo di 10 × 10 mm2 e una distanza sorgente-pelle (SSD) di 29 cm. L'HVL del fascio è di 0,95 mm di Cu a 225 kVp e di 2,8 mm di Al a 100 kVp. Per la collimazione, il System 2 è dotato di un collimatore modulare e di un supporto per filtri collegati al tubo a raggi X. I collimatori contengono trimmer secondari per ridurre la penombra, con coni costituiti da ottone e piombo. È presente un'escavazione di 7 cm tra il collimatore e l'asse. I filtri sono costituiti da 0,3 mm di rame e 2 mm di alluminio.

Gli argomenti più comuni trattati includono topi e ratti, e le sedi trattate comprendono testa e collo19, cuore, fianco, cervello, pancreas, rene e ghiandole salivari. I dosaggi precedenti variano da 2–60 Gy con 1–2 fasci e una combinazione di fasci statici e ad arco. Un esempio di piano di trattamento che prescrive 2 Gy all'intero cervello di un topo è mostrato (vedi Figura 5). Il piano di trattamento utilizza 2 fasci con angoli del gantry di 90° e 270° e un collimatore da 10 × 10 mm2. Il midollo spinale superiore è stato delineato manualmente come organo a rischio (OAR), e il DVH mostra che circa il 20% dell'OAR riceve 0,5 Gy.

La distanza SAD del Sistema 2 è di 30 cm e la distanza SDD è di 62 cm. Nel Sistema 2, il gantry e la finestra TC ruotano di 360° attorno al lettino. Ciò genera un'immagine CBCT con un'accuratezza di registrazione di 0,2 mm, secondo il produttore. Al termine del trattamento, il Sistema 2 genera un file di registro che riporta i parametri di erogazione, inclusi il numero di fasci, il peso dei fasci, il tempo di erogazione, l'angolo del gantry e il senso di rotazione, l'energia del fascio (kVp), la corrente del tubo (mA), le dimensioni del punto focale, la posizione del tavolo e il materiale/spessore del filtro. Include inoltre il tipo di radiazione e i metadati della pianificazione.

figure-results-1
Figura 1: Configurazioni del sistema del Sistema 1 e del Sistema 2. I pannelli (A–C) mostrano il Sistema 1 e i pannelli (D–F) mostrano il Sistema 2. (A,D) Viste esterne di ciascuna piattaforma con dimensioni annotate (altezza, larghezza e profondità). (B,E) La configurazione interna durante l'acquisizione delle immagini, compresa la rotazione del lettino (B) e la rotazione del gantry (E). Nel Sistema 1 è mostrato un topo anestetizzato (B), mentre nel Sistema 2 è mostrato un fantoccio di topo (E). (C,F) La configurazione interna durante la somministrazione del trattamento, che evidenzia l'allestimento del trattamento con l'hardware di collimazione posizionato in ciascun sistema. Cliccare qui per visualizzare una versione ingrandita di questa figura.

figure-results-2
Figura 2: Il diagramma di flusso riassume il flusso di lavoro sperimentale completo, suddiviso in attività pre-procedura, procedure dipendenti dalla macchina e valutazione post-procedura. Le frecce indicano la sequenza procedurale del flusso di lavoro. Cliccare qui per visualizzare una versione ingrandita di questa figura.

figure-results-3
Figura 3: Materiali utilizzati per l'allestimento del trattamento. I pannelli (A–C) mostrano i componenti del Sistema 1, mentre i pannelli (D–F) mostrano i componenti del Sistema 2. (A,D) Set di collimatore disponibile in diverse dimensioni e forme. (B,E) Lettino di supporto per animali utilizzato per il posizionamento durante l'imaging e il trattamento. (C,F) Filtri in Al e Cu. Cliccare qui per visualizzare una versione ingrandita di questa figura.

figure-results-4
Figura 4: Viste di valutazione del piano del Sistema 1. (A) Esempio di istogramma dose-volume (DVH) per un piano di trattamento cerebrale completo. Il bersaglio (linea verde) è l'intero cervello, mentre l'organo a rischio (OAR, linea gialla) è il midollo spinale superiore. (B) Vista assiale (trasversale) della distribuzione della dose calcolata sovrapposta al dataset di imaging. (C) Vista sagittale della distribuzione della dose calcolata. (D) Vista coronale della distribuzione della dose calcolata. Il cervello è delineato in verde e i margini del fascio sono indicati in viola (B–D). Cliccare qui per visualizzare una versione ingrandita di questa figura.

figure-results-5
Figura 5: Viste di valutazione del piano del sistema 2. (A) Istogramma dose-volume (DVH) per un piano di trattamento dell'intero cervello. Il bersaglio (linea rossa) è il cervello, e l'organo a rischio (OAR, linea bianca) è il midollo spinale superiore. (B) Vista assiale della dose nel piano verticale × laterale. (C) Vista sagittale della dose nel piano verticale × longitudinale. (D) Vista coronale della dose nel piano laterale × longitudinale. La traiettoria del fascio è mostrata in blu (B–D). Cliccare qui per visualizzare una versione ingrandita di questa figura.

figure-results-6
Figura 6: File di registro del trattamento per il Sistema 2 e il Sistema 1. (A) File di registro del Sistema 1 che riporta informazioni analoghe sul trattamento e sulla somministrazione del fascio. (B) File di registro del Sistema 2 che documenta i parametri del trattamento. Cliccare qui per visualizzare una versione ingrandita di questa figura.

Tabella 1: Sintesi delle principali specifiche fisiche e operative dei sistemi System 1 e System 2.Cliccare qui per scaricare questa tabella.

Discussione

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Il campo della radioterapia sta evolvendo rapidamente e, sebbene siano in corso numerosi studi clinici, esperimenti preclinici riproducibili e accurati sono fondamentali per comprendere i meccanismi radiobiologici che portano al risultato desiderato. Metodi di irradiazione di piccoli animali mediante sorgenti fisse e irradiazione corporea totale possono causare tossicità indesiderata20. L'avvento di irradiatori per piccoli animali guidati da immagini consente un targeting riproducibile e dosi più basse agli organi a rischio (OAR). Questo approccio simula parametri simili a quelli dei trattamenti clinici e permette di esplorare i meccanismi biologici con un rischio molto inferiore di tossicità e morte animale prima del completamento del regime terapeutico e del raggiungimento degli endpoint desiderati. L'uso di modelli di piccoli animali in studi di base e preclinici è diventato un modello di ricerca fondamentale prima della traduzione clinica. Grazie al piccolo campo visivo e alle dimensioni ridotte del rivelatore, i sistemi irradiatori per piccoli animali possono raggiungere un'accuratezza spaziale inferiore al millimetro, paragonabile o superiore a quella degli acceleratori lineari terapeutici21. Inoltre, le macchine per la radioterapia nei reparti di oncologia sono riservate ai trattamenti dei pazienti durante l'orario lavorativo, limitando il tempo disponibile per studi preclinici sugli animali. In questo contesto, gli irradiatori per piccoli animali forniscono ai ricercatori una piattaforma dedicata per condurre studi radiobiologici senza interrompere il flusso di lavoro clinico.

Sia il Sistema 1 che il Sistema 2 consentono l'irradiazione guidata da immagine di piccoli animali con elevata precisione e accuratezza sub-millimetrica22. Sebbene vi siano somiglianze nel flusso di lavoro generale dei due sistemi, differenze fondamentali tra i sistemi includono le tecniche di acquisizione utilizzate per la CBCT, la qualità del fascio e la dose assorbita.

In entrambi i sistemi, l'acquisizione delle immagini prima della pianificazione viene eseguita utilizzando un filtro in Al e senza hardware di collimazione del fascio, mentre la somministrazione del fascio terapeutico avviene utilizzando un filtro in Cu e attraverso un hardware dedicato per la modulazione del fascio. Pertanto, è necessario prestare attenzione per assicurarsi che vengano utilizzati il corretto hardware di collimazione del fascio e il filtro appropriato per ciascuna operazione. I filtri del Sistema 2 sono dotati di sensori integrati che comunicano con il software e indicano quale filtro è in posizione. Questa caratteristica è assente nel Sistema 1 e non è presente alcun interblocco per l'irradiazione nel caso in cui venga inserito il filtro errato.

Per la pianificazione del trattamento, il software del Sistema 1 è in grado di utilizzare un piano precedente come modello e calcolare i nuovi tempi di irradiazione del fascio sulla base della nuova scansione TC acquisita. Questa funzionalità non è presente nel Sistema 2, il quale richiede la creazione di un nuovo piano per ogni scansione o l'uso dei parametri di un piano precedente, rendendo necessario un compromesso tra accuratezza ed efficienza. Per entrambe le apparecchiature, uno dei passaggi con la maggiore incertezza è la delimitazione manuale, che deve essere eseguita con cautela per garantire l'accuratezza spaziale della dose nella regione desiderata. I calcoli della dose nella pianificazione del trattamento presuppongono la costanza della macchina e, per entrambi i sistemi, devono essere eseguite regolari procedure di controllo di qualità per valutare la costanza dell'erogazione. Se l'erogazione si discosta oltre la tolleranza consentita, è necessario contattare la società fornitrice per effettuare la ricalibrazione richiesta. Il controllo di qualità viene effettuato secondo le raccomandazioni del produttore e dell'istituzione .

Per ogni animale, i passaggi manuali richiesti includono la sostituzione dei filtri in alluminio e rame tra imaging e trattamento, l'aggiunta o la sostituzione del collimatore, l'allineamento dell'animale, l'irradiazione e la rimozione dell'animale. Al momento, non esistono rapporti sull'uso di strumenti automatizzati per uno qualsiasi dei due sistemi per eseguire questi passaggi precedentemente menzionati. Nel Sistema 1, il pannello CBCT deve inoltre essere aperto o chiuso e spostato tra imaging e trattamento. Come menzionato in precedenza, se il protocollo prevede un margine di accuratezza maggiore, alcuni passaggi possono essere omessi per aumentare l'efficienza. Se si utilizza un piano di trattamento precedente o generico, la pianificazione del trattamento può essere omessa. Per entrambe le macchine, un operatore è sufficiente. Tuttavia, l'efficienza del flusso di lavoro può essere aumentata con personale aggiuntivo. Ad esempio, un operatore può concentrarsi sul controllo della macchina e sulla sostituzione del filtro e del collimatore, mentre l'altro monitora l'anestesia e sostituisce gli animali.

Per entrambe le macchine, un problema potenziale è la possibilità di collisione tra il gancio e il lettino, poiché una collisione può compromettere l'allineamento dell'isocentro e richiede una nuova commissioning. Per questo motivo, entrambe le macchine sono dotate di una telecamera che deve essere monitorata ogni volta che il gancio è in movimento. Se l'utente sospetta che il gancio possa collidere con il lettino, l'operatore deve premere immediatamente il pulsante di spegnimento dei raggi X nel software di controllo. Se il sistema non risponde, o se vi è pericolo per l'operatore o per il soggetto, l'operatore deve premere il pulsante rosso di arresto di emergenza. Questo interromperà l'alimentazione di tutto il sistema. L'utente dovrà quindi resettare il pulsante e riavviare il sistema. Poiché il soggetto è stato irradiato parzialmente, l'operatore dovrà consultarsi con il ricercatore principale per determinare il percorso migliore da seguire per il soggetto.

Un altro problema potenziale è un'irradiazione errata qualora venga inserito un filtro o un collimatore sbagliato. Sebbene ciò dovrebbe essere evitato controllando l'allestimento prima dell'irradiazione di ogni soggetto, poiché il montaggio del filtro e del collimatore sono passaggi manuali che devono avvenire tra imaging e trattamento, un'irradiazione errata è comunque possibile. Il numero del soggetto deve essere annotato e segnalato al responsabile dello studio per il monitoraggio. Un ultimo problema comune è che un OAR riceva una dose troppo elevata durante la pianificazione del trattamento. Analogamente ai piani clinici, si dovrebbero apportare modifiche ai parametri del fascio, inclusa l'aggiunta di fasci supplementari con angolazioni diverse o il passaggio a un piano dinamico. Anche la posizione del soggetto sul lettino può essere regolata.

Entrambi i sistemi presentano una risoluzione di imaging CBCT comparabile e la capacità di eseguire imaging micro-CT, fluoroscopia e bioluminescenza, che non sono stati trattati nel presente protocollo. Il Sistema 1 è dotato di un collimatore variabile motorizzato, un sistema di collimazione specializzato che consente irradiazioni conformali e non coplanari, mentre il Sistema 2 dispone di un collimatore regolabile automatico che genera campi rettangolari rotabili. Per la pianificazione del trattamento, il Sistema 1 può essere utilizzato con Software 3, SmART-XPS o micro-Raystation. Il Sistema 2 è compatibile con Software 6 o micro-Raystation.

Il protocollo descritto qui è particolarmente adatto alla ricerca radiobiologica sistematica con sistemi di irradiamento per piccoli animali a flussi di dose convenzionali e campi spazialmente uniformi. Questo protocollo non tratta la terapia radiante frazionata spazialmente (SFRT) né la radioterapia a flusso di dose ultra-elevato (UHDR), poiché questi due sistemi non sono progettati per tali studi23. L'azienda produttrice del Sistema 1 ha sviluppato una piattaforma preclinica dedicata alla ricerca FLASH, con lavori in corso per la validazione del sistema in studi UHDR24. Anche l'azienda produttrice del Sistema 2 ha sviluppato un nuovo sistema a cabinet per l'erogazione convenzionale e UHDR. Alcuni autori hanno lavorato alla realizzazione di collimatori innovativi per la SFRT e alla modifica della distanza sorgente-superficie (SSD) per aumentare il flusso di dose25,26,27. Tra le possibili applicazioni future sui sistemi attuali vi sono la valutazione delle massime capacità di flusso di dose a SSD ridotte e confronti dosimetrici tra i due sistemi utilizzando lo stesso piano di trattamento. Ulteriori studi potrebbero includere la valutazione dei limiti fisici del sistema su altri modelli di piccoli animali, come i conigli.

Dichiarazioni

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Gli autori non hanno conflitti di interessi da dichiarare.

Ringraziamenti

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Questo lavoro è stato sostenuto attraverso le sovvenzioni S10OD020136-01 e S10OD036348-01. Gli autori desiderano inoltre ringraziare il Dipartimento di Radioterapia Oncologica della WashU Medicine per aver sostenuto questo lavoro.

Materiali

Elenco dei materiali utilizzati in questo articolo
NomeAziendaNumero di catalogoCommenti
MuriPlan v3.0.0Software 3XstrahlMuriPlan
MuriSlice v3.2.6Software 2XstrahlMuriSlice
PilotXRadConsole v1.30.3.5Software 4Precision X-RayPilotXRadConsole
SARRP Control Software v4.3.1Software 1XstrahlSARRP CS
Piattaforma per la ricerca sulla radioterapia negli animali di piccola tagliaSystem 1XstrahlSARRP
Sistemi di radioterapia per animali di piccola tagliaSystem 2Precision X-RaySmART+
SmART+ v1.30.3.5Software 5Precision X-RaySmART+
SmART-Pianificazione avanzata del trattamento v24.1.3.240826Software 6Precision X-RaySmART-ATP

Riferimenti

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Bray F, et al. Global cancer statistics 2022: GLOBOCAN estimates of incidence and mortality worldwide for 36 cancers in 185 countries. CA Cancer J Clin. 2024;74(3):229-263.
  2. Miller KD, et al. Cancer treatment and survivorship statistics, 2022. CA Cancer J Clin. 2022;72(5):409-436.
  3. Atun R, et al. Expanding global access to radiotherapy. Lancet Oncol. 2015;16(10):1153-1186.
  4. Verhaegen F, Granton P, Tryggestad E. Small animal radiotherapy research platforms. Phys Med Biol. 2011;56(12):R55-R83.
  5. Tillner F, Thute P, Bütof R, Krause M, Enghardt W. Preclinical research in small animals using radiotherapy technology: a bidirectional translational approach. Z Med Phys. 2014;24(4):335-351.
  6. Pidikiti R, et al. Dosimetric characterization of an image-guided stereotactic small animal irradiator. Phys Med Biol. 2011;56(8):2585-2599.
  7. Brown KH, et al. A scoping review of small animal image-guided radiotherapy research: advances, impact and future opportunities in translational radiobiology. Clin Transl Radiat Oncol. 2022;34:112-119.
  8. Wong J, et al. High-resolution, small animal radiation research platform with X-ray tomographic guidance capabilities. Int J Radiat Oncol Biol Phys. 2008;71(5):1591-1599.
  9. Verhaegen F, van Hoof S, Granton PV, Trani D. A review of treatment planning for precision image-guided photon beam preclinical animal radiation studies. Z Med Phys. 2014;24(4):323-334.
  10. Foray N, Bourguignon M, Hamada N. Individual response to ionizing radiation. Mutat Res Rev Mutat Res. 2016;770(Pt B):369-386.
  11. Hall EJ, Giaccia AJ. Radiobiology for the Radiologist. 8th ed. Philadelphia (PA): Lippincott Williams & Wilkins; 2018.
  12. Bolcaen J, et al. MRI-guided 3D conformal arc micro-irradiation of a F98 glioblastoma rat model using the Small Animal Radiation Research Platform (SARRP). J Neurooncol. 2014;120(2):257-266.
  13. Yoon SW, et al. A precision 3D conformal treatment technique in rats: application to whole-brain radiotherapy with hippocampal avoidance. Med Phys. 2017;44(11):6008-6017.
  14. Chiver I, et al. Effects of the depletion of neural progenitors by focal X-ray irradiation on song production and perception in canaries. Sci Rep. 2023;13(1).
  15. Kampfer S, Duda MA, Dobiasch S, Combs SE, Wilkens JJ. A comprehensive and efficient quality assurance program for an image-guided small animal irradiation system. Z Med Phys. 2022;32(3):261-272.
  16. Seitzman BA, et al. Functional network disorganization and cognitive decline following fractionated whole-brain radiation in mice. GeroScience. 2024;46:543-562.
  17. LeMoyne Habimana-Griffin, et al. A novel focal duodenal radiation injury model reveals dose-, time-, and spatially dependent microbiome perturbations after radiation injury. Int J Radiat Oncol Biol Phys. 2026;125(2):590-602.
  18. Matinfar M, Ford E, Iordachita I, Wong J, Kazanzides P. Image-guided small animal radiation research platform: calibration of treatment beam alignment. Phys Med Biol. 2009;54(4):891-905.
  19. Ross RB, et al. PPARα agonism enhances immune response to radiotherapy while dietary oleic acid results in counteraction. Clin Cancer Res. 2024;30(9).
  20. Ghita M, Brown KH, Kelada OJ, Graves EE, Butterworth KT. Integrating small animal irradiators with functional imaging for advanced preclinical radiotherapy research. Cancers (Basel). 2019;11(2):170.
  21. Pokhrel D, Mallory R, Bernard ME. The spatial accuracy of ring-mounted Halcyon linac versus C-arm TrueBeam linac for single-isocenter/multi-target SBRT treatment. Med Dosim. 2023;48(3):170-175.
  22. Matinfar M, Ford E, Iordachita I, Wong J, Kazanzides P. Image-guided small animal radiation research platform: calibration of treatment beam alignment. Phys Med Biol. 2009;54(4):891-905.
  23. Ghaznavi H, Rezaee M, Reynoso F, Darafsheh A. Emerging strategies in radiation therapy: promises and challenges of spatial fractionation, ultra-high dose rates, and nanoparticles. J Phys D Appl Phys. 2025;58(41):413002.
  24. Tajik Mansoury MA, Sforza D, Wong J, Iordachita I, Rezaee M. Dosimetric commissioning of small animal FLASH radiation research platform. Phys Med Biol. 2025;70(11):115015.
  25. Sharma S, et al. Advanced small animal conformal radiation therapy device. Technol Cancer Res Treat. 2016;16(1):45-56.
  26. Sayler E, Dolney D, Avery S, Koch C. Shielding considerations for the Small Animal Radiation Research Platform (SARRP). Health Phys. 2013;104(5):471-480.
  27. Hill MA, et al. The development of technology for effective respiratory-gated irradiation using an image-guided small animal irradiator. Radiat Res. 2017;188(3):247-257.

Ristampe e permessi

Richiedi il permesso di riutilizzare il testo o le figure di questo articolo JoVE

Richiedi permesso

Tag

Irradiazione di piccoli animaliradioterapia guidata da immaginiradiobiologia preclinicasistemi di radioterapiaradiazione conformesoftware di pianificazione del trattamentocollimazione del fasciodistanza sorgente asseschermatura dalle radiazioniricerca traslazionale
Video in arrivo

Articoli correlati