Un metodo di telemetria con giacca per il monitoraggio dell'adattamento cardiorespiratorio durante l'esercizio nei ratti

Sommario

Questo protocollo di telemetria non invasiva con giacca consente il monitoraggio simultaneo dell'adattamento cardiorespiratorio e locomotore durante l'esercizio fisico nei ratti. Evitando l'impianto chirurgico, questo approccio permette misurazioni fisiologiche ripetute negli stessi animali, fornendo uno strumento affidabile per la ricerca e l'insegnamento in fisiologia dell'esercizio.

Abstract

La valutazione dell'adattamento cardiorespiratorio durante l'esercizio non è solo fondamentale per lo studio dell'adattamento fisiologico all'allenamento fisico, ma è anche essenziale nella ricerca preclinica, poiché le misurazioni a riposo possono mascherare fenomeni fisiologici sottostanti. Tuttavia, i metodi preclinici convenzionali, come la telemetria chirurgicamente impiantata o le camere ermetiche, presentano importanti limitazioni. Per superare tali vincoli, presentiamo una metodologia senza intervento chirurgico che utilizza un sistema telemetrico con giacca, consentendo il monitoraggio simultaneo della frequenza cardiaca (HR), della frequenza respiratoria (RespR) e dell'attività locomotoria (AL) nei ratti durante esercizi forzati su tapis roulant. Il protocollo prevede un processo di acclimatazione in due fasi, progettato per garantire sia un'adeguata prestazione di corsa degli animali sia l'integrità dei dati: innanzitutto, l'abituazione all'indossare la giacca telemetrica, che integra sensori di pletismografia induttiva respiratoria ed elettrodi per elettrocardiogramma superficiale; in secondo luogo, un'abituazione all'esercizio sul tapis roulant della durata di 2 settimane (cinque giorni a settimana). Descriviamo dettagliatamente le procedure relative all'equipaggiamento e i passaggi essenziali di controllo qualità, inclusa la verifica in tempo reale del segnale, al fine di minimizzare lo stress animale e garantire dati fisiologici affidabili e a basso rumore. Forniamo inoltre esempi rappresentativi dei segnali per aiutare gli utenti a ottenere dati di alta qualità, specialmente durante i protocolli di esercizio, ma anche in altri contesti sperimentali. Se applicato correttamente, questo protocollo consente un monitoraggio costante a velocità fino a 40 cm·s⁻¹, permettendo la quantificazione delle variazioni di HR, RespR e AL rispetto ai valori basali. Eliminando la necessità di interventi chirurgici, questo protocollo rispetta pienamente i principi etici delle 3R (ridurre, raffinare, sostituire). Sebbene le tecniche descritte siano incentrate sull'esercizio, esse hanno potenziali applicazioni in diversi ambiti, tra cui la caratterizzazione cardiorespiratoria completa, la formazione sul trattamento degli animali, il monitoraggio del benessere e la fisiologia, la farmacologia o l'istruzione.

Introduzione

Sviluppare modelli in grado di fornire informazioni preziose sul dinamico panorama della fisiologia dell'esercizio riveste un'importanza fondamentale in numerosi ambiti, come l'allenamento e la prestazione, oppure la prevenzione delle malattie e la riabilitazione. Tra gli effetti fisiologici associati all'esercizio, comprendere le adattabilità delle funzioni cardiache e respiratorie rappresenta un elemento cruciale nei contesti sportivi (allenamento/prestazione) e clinici (prevenzione/riabilitazione) per sviluppare programmi di allenamento/riabilitazione specifici e personalizzati. È quindi essenziale proseguire nello studio dei meccanismi alla base delle adattabilità cardiorespiratorie all'esercizio. A tal fine, i modelli animali, inclusi i roditori, sono ormai ampiamente utilizzati nella ricerca preclinica finalizzata a studiare l'effetto dell'esercizio sulle funzioni cardiache e respiratorie. Infatti, non solo permettono di valutare le adattabilità cardiorespiratorie all'esercizio¹, ma sono anche fondamentali per analizzare fenomeni patofisiologici potenzialmente non evidenti a riposo^2,3. Tuttavia, l'acquisizione di dati fisiologici rilevanti durante l'esercizio presenta una significativa sfida tecnologica. Affinché i dati raccolti abbiano un significato fisiologico, il processo di acquisizione deve essere il più possibile non invasivo. Idealmente, il monitoraggio dovrebbe avvenire senza interferire con le attività del paziente o dell'animale, e le misurazioni non dovrebbero essere compromesse da artefatti dovuti al movimento. Attualmente, nella ricerca preclinica, nessun singolo dispositivo di misurazione soddisfa pienamente questi requisiti essenziali.

Inoltre, un dispositivo ideale dovrebbe aderire ai principi etici delle 3R (ridurre, perfezionare, sostituire), che guidano la ricerca preclinica sugli animali⁴. Questi principi, insieme all'attuale contesto socioeconomico relativo all'uso degli animali nella ricerca e nell'insegnamento, sottolineano la necessità di sviluppare strumenti e modelli investigativi che consentano un uso più efficiente e responsabile degli animali. A tal fine, lo sviluppo e l'utilizzo di dispositivi indossabili e sensori sembrano rappresentare una priorità.

Attualmente, i principali metodi disponibili per la valutazione diretta delle funzioni cardiaca e ventilatoria nei roditori non possono essere utilizzati efficacemente nei protocolli di esercizio a causa di limitazioni pratiche. Ad esempio, le camere di pletismografia corporea totale senza restrizioni sono riconosciute come un approccio accurato e non invasivo per misurazioni longitudinali e ripetute della funzione ventilatoria in animali svegli⁵. Sebbene forniscono misurazioni affidabili in condizioni di riposo, la locomozione attiva genera artefatti di pressione e rumore di segnale che possono compromettere l'interpretazione dei dati respiratori durante l'esercizio. Analogamente, la radiotelemetria impiantabile è considerata lo standard di riferimento per lo studio della funzione cardiaca in roditori liberi di muoversi⁶ e può essere utilizzata per monitorare l'ECG e i parametri emodinamici^2,7. Tuttavia, presenta importanti limitazioni, principalmente legate all'implantazione chirurgica dei sensori e del trasmettitore. In particolare, il dolore postoperatorio e il disagio causati dalla ferita chirurgica o dal dispositivo impiantato devono essere gestiti con protocolli di cura appropriati^6,8,9. Più recentemente, un numero crescente di studi si sta concentrando su metodi non invasivi. Ad esempio, sono stati condotti studi con dispositivi di radiotelemetria ECG indossabili utilizzati esternamente nei porcellini d'India¹⁰, dispositivi di rilevamento dell'attività respiratoria basati su Doppler senza contatto¹¹ o biosensori indossabili¹². Tuttavia, queste tecniche di monitoraggio finora si sono limitate alla fase di prova di concetto e devono essere ulteriormente sviluppate prima di poter essere utilizzate su larga scala. La telemetria con giubbotto, comunemente usata come soluzione non invasiva per la valutazione cardiorespiratoria in animali di grandi dimensioni come cani o primati^13,14, è stata recentemente adattata ai ratti da laboratorio^15,16,17 e ai minimaiali giovani¹⁸. Il sistema illustrato in Figura 1A–F consiste in un dispositivo radio non invasivo e a basso vincolo mantenuto all'interno di un giubbotto indossato dall'animale. Permette il monitoraggio combinato dell'attività cardiaca mediante ECG cutaneo, della funzione respiratoria mediante pletismografia induttiva respiratoria (RIP) e dell'attività locomotoria mediante accelerometria. Studi precedenti hanno dimostrato la capacità di questo sistema di monitorare efficacemente le variabili cardiorespiratorie rispetto ai metodi invasivi^15,16. Più recentemente, è stato riportato il suo utilizzo come approccio complementare di monitoraggio senza intervento chirurgico in diversi contesti, inclusa la valutazione farmacologica in condizioni socializzate^17,19 o nei modelli di malattia cardiaca²⁰.

Figura 1: Vista dei componenti principali del sistema di telemetria con giubbotto termoregolato. (A) Giubbotto strumentato posizionato sul suo tubo di adattamento, (B) Patches in Ag/AgCl per il monitoraggio dell'ECG, (C) Emettitore radio per la raccolta e la trasmissione dei dati, (D) Animale che indossa il giubbotto e l'emettitore, (E) Sistema di acquisizione per la memorizzazione dei dati e l'esecuzione del software di telemetria, (F) Computer collegato tramite cavo Ethernet, che visualizza il software di telemetria attraverso un'interfaccia utente web (UI). Cliccare qui per visualizzare una versione ingrandita di questa figura.

Sulla base di uno studio di valutazione precedente²¹ e di un protocollo di abituazione²², il protocollo qui proposto presenta una metodologia perfezionata e non invasiva, che utilizza un sistema di telemetria con giacca, consentendo il monitoraggio simultaneo della frequenza cardiaca, della frequenza respiratoria e dell'attività locomotoria nei ratti durante esercizio incrementale.

Protocollo

Tutti gli esperimenti sono stati condotti nel rispetto della normativa europea (L276-33 2010/63/UE) e francese (AGRG1231951D) riguardante la protezione e l'utilizzo degli animali da laboratorio. Le procedure in vivo di questo studio sono state approvate dal Comitato Etico n. 012 (Università di Grenoble Alpes), accreditato presso il Ministero francese dell'Istruzione Superiore e della Ricerca, con i riferimenti APAFIS#31347-2021042914221915 v2 e APAFIS #52237-2024112821304952 v5.

Figura 2: Panoramica del protocollo sperimentale. (A) Protocollo sperimentale globale, comprensivo delle fasi di abituazione e di esercizio. Il programma è indicativo e deve essere adattato in base alle osservazioni in tempo reale e al grado effettivo di abituazione durante l'esperimento. In particolare, gli animali possono essere abituati al maneggio durante la fase di "Aclimatazione presso la struttura per animali". (B) Protocollo tipico di esercizio, comprendente un periodo di stabilizzazione post-installazione di 60 min, un valore basale registrato dopo 3 min di riposo sul tapis roulant, un periodo di riscaldamento, un'esercitazione incrementale e una fase di recupero. I periodi destinati all'analisi dei dati sono indicati da quadrati rossi chiari. Le velocità specificate sono suggerimenti e devono essere adattate in base al modello animale specifico e agli obiettivi sperimentali. Cliccare qui per visualizzare una versione ingrandita di questa figura.

1. Modello animale

1. Utilizzare ratti provenienti da fornitori autorizzati e acclimatati alle condizioni di alloggio (1 bar; 24 °C; umidità 40–70%; ciclo luce/buio di 12 h) per una settimana, mantenuti a coppie in gabbie convenzionali con libero accesso a cibo e acqua, e dotati di arricchimento ambientale (materiale per il nido, oggetti da rosicchiare, tunnel di cartone).
2. Contrassegnare gli animali individualmente (con inchiostro sulla coda).

2. Procedura per l'attrezzatura

1. Rimozione del pelo: Tempo 1–2 min per animale
   1. Rasare il pelo dell'animale una volta alla settimana per garantire una registrazione efficace dell'ECG.
   2. Per ridurre al minimo lo stress e l'anestesia nel giorno dell'esperimento, eseguire questa procedura il giorno prima; tuttavia, può essere effettuata anche lo stesso giorno.
   3. Metodo A (Anestesia facoltativa): somministrare una miscela anestetica gassosa (1,5–5% di isoflurano, 20% di ossigeno e aria) e posizionare il ratto in decubito ventrale (sdraiato sul ventre).
   4. Limitare la durata dell'anestesia al minimo, tipicamente 2–5 min, sufficiente solo per la rasatura del pelo.
   5. Tagliare con cura i peli sul torace dorsale e laterale (Figura 3A), utilizzando un tagliacapelli, e contrassegnare la coda con dell'inchiostro.
      NOTA: Il recupero completo e la deambulazione si verificano tipicamente entro 5-10 minuti dalla sospensione dell'anestesia.
   6. Assicurarsi che l'animale abbia raggiunto questo stato prima di riporlo nella sua gabbia di provenienza.
   7. Metodo B (Senza anestesia): in alternativa, immobilizzare manualmente il ratto per il tempo minimo necessario per il taglio del pelo, tipicamente inferiore a 2 min.
   8. Fermare l'animale saldamente ma delicatamente, evitando una pressione eccessiva sul torace.
   9. Tagliare con cura i peli sul torace dorsale e laterale (Figura 3A), utilizzando un tagliacapelli, e contrassegnare la coda con dell'inchiostro.
      NOTA: Se l'animale mostra segni di grave disagio, rilasciarlo immediatamente e consentire un periodo di recupero prima di ripetere la procedura. Si raccomanda l'assistenza di un'altra persona durante l'utilizzo di questo metodo.
   10. Pulire l'area tagliata con acqua per rimuovere il sebo prodotto dal ratto’sulla pelle e assicurarsi che la zona sia completamente asciutta. Asciugare la zona con garza.
2.  Attrezzatura per animali: Tempo richiesto 3–5 min per animale
   NOTA: I passaggi successivi descrivono il procedimento per applicare all'animale la giacca, i sensori e il dispositivo telemetrico, riducendo al minimo la necessità di immobilizzazione fisica.
   1. Scegliere la taglia del giubbotto appropriata in base al peso, al sesso e al ceppo specifico dell'animale, seguendo le tabelle di selezione e le guide alle misure del produttore²³.
   2. Posizionare con attenzione la giacca strumentata sullo strumento di montaggio della giacca (fare attenzione a non danneggiare i sensori e i cavi).
   3. Posizionare lo zaino sopra l'incavo situato nella parte superiore dello strumento di montaggio (Figura 4A). Posizionare lo strumento di adattamento sulla sua base rettangolare (Figura 4B) e posizionare il ratto davanti all'apertura più larga (lato di ingresso del imbuto) (Figura 4C).
   4. Se il ratto non vuole passare attraverso lo strumento di adattamento, motivare l'animale posizionando un tunnel arricchito o la sua gabbia di alloggio davanti all'uscita.
   5. Non appena la testa dell'animale emerge dal lato opposto e le zampe anteriori diventano visibili: utilizzare una mano per tenere insieme il ratto e lo strumento adatto; con l'altra mano guidare le zampe attraverso ciascun foro situato sul lato anteriore della giacca, posizionandola e fissandola correttamente sull'animale (Figura 4D).
   6. Fare scivolare delicatamente la giacca lungo il corpo dell'animale, rimuovendo gradualmente lo strumento di adattamento mentre si procede, e permettere all'animale di passare completamente attraverso lo strumento in direzione dell'uscita.
   7. Assicurarsi che la giacca sia posizionata correttamente senza pieghe della pelle e verificare che la taglia sia appropriata secondo le raccomandazioni per la verifica dell'adattamento della giacca.
   8. Se necessario, sostituire la giacca con quella di dimensioni appropriate. Gli animali che non possono essere dotati in modo sicuro o confortevole della giacca, nonostante l'adeguamento delle dimensioni, devono essere esclusi dallo studio.
   9. Quando l'animale raggiunge il livello desiderato dello strumento di adattamento, rimuovere l'elemento di motivazione dal suo campo visivo, qualora sia stato utilizzato.
      NOTA: Questo impedirà al ratto di continuare a passare attraverso lo strumento.
   10. Dopo aver posizionato il ratto sul banco del laboratorio, sganciare lo zaino (Figura 4E) e aprire la giacca (Figura 4F).
   11. Inserire l'elettrodo ECG in Ag/AgCl con l'adesivo rosso (positivo) attraverso l'apertura sinistra della giacca, contrassegnata con una croce rossaFigura 4G) e inserire l'elettrodo nero (negativo) nell'apertura di destra.
   12. Posizionare gli elettrodi in derivazione II posizionando l'elettrodo nero (negativo) dietro l'arto toracico destro e l'elettrodo rosso (positivo) sulla parete toracica laterale sinistra, all'interno dell'area rasata, sotto la fascia toracica RIPFigura 3B, C).
   13. Applicare il gel per ECG (0,1–0,3 mL) sul punto nero di ciascun elettrodo utilizzando la siringa e il catetere per un deposito preciso del gel. Premere delicatamente in modo che gli elettrodi aderiscano completamente alla pelle dell'animaleFigura 4H).
   14. Collegare i sensori utilizzati (elettrodi per pletismografia/ECG) all'emettitore e posizionare il trasmettitore di telemetria e il pacchetto batteria nello zaino sulla schiena dell'animale (Figura 4I–J).
   15. Abbassare il retro della giacca per proteggere l'elettronica/i cavi, riducendo l'attrito e mantenendoli al sicuro. Piegare lo zainetto verso la parte posteriore del ratto (sopra la giacca piegata) e fissarlo alla parte distale/posteriore della giacca con il gancioFigura 4K).
       NOTA: Il gel viene applicato dopo l'inserimento degli elettrodi per impedire che questi scivolino durante il posizionamento attraverso gli appositi fori nella giacca. L'applicazione preventiva del gel non è consigliabile, poiché riduce l'attrito e rende notevolmente più difficile un posizionamento preciso degli elettrodi.
3. Inizio dell'acquisizione del segnale e verifica della qualità del segnale
   1. Posizionare il sistema di telemetria nella stessa stanza della registrazione (a una distanza massima di 10 metri) e in linea diretta di visuale, posizionando idealmente l'unità sopra l'animale o sullo stesso piano.
   2. Avviare il sistema e aprire il software di telemetria.
   3. Avviare l'acquisizione seguendo la procedura del produttore²⁴. Verificare la qualità dei segnali dell'ECG e della respirazione e apportare eventuali aggiustamenti necessari (vedere Figura 5).

Figura 3: Viste di un ratto anestetizzato. (A) Aree toraciche dorsale e laterale che indicano dove rimuovere il pelo (passaggio 2.1): 1) la linea tratteggiata indica il limite superiore minimo e 2) le frecce a doppia punta indicano la lunghezza minima dell'area da tagliare. (B) Posizionamento raccomandato degli elettrodi del derivato II, con l'elettrodo nero (negativo) posizionato dietro l'arto anteriore destro e l'elettrodo rosso (positivo) sulla parete toracica laterale sinistra all'interno dell'area rasata, al di sotto della fascia toracica RIP. (C) Posizionamento degli elettrodi del derivato I, che mostra gli elettrodi posizionati orizzontalmente attraverso il torace, il rosso (positivo) dietro l'arto anteriore sinistro e il nero (negativo) dietro l'arto anteriore destro. La configurazione del derivato II fornisce tipicamente l'ampiezza QRS più elevata e la risoluzione dell'onda P più chiara nei ratti. Cliccare qui per visualizzare una versione ingrandita di questa figura.

Figura 4: Procedura passo dopo passo per equipaggiare un ratto con la giacca, gli elettrodi e il dispositivo elettronico (sezione 2). (A-B) Posizionare la giacca sul tubo di adattamento. (C-D) Guidare l'animale attraverso il tubo di adattamento e all'interno della giacca. (E-F) Sganciare lo zaino e aprire la giacca. (G) Inserire l'elettrodo ECG con l'adesivo rosso (positivo) attraverso l'apertura sinistra della giacca, contrassegnata da una croce rossa, e applicare (0,1-0,3 mL di gel conduttivo). (H) Massaggiare delicatamente in modo che gli elettrodi aderiscano completamente alla pelle dell'animale. (I-J) Collegare i sensori utilizzati (plestimografia/elettrodi ECG) al trasmettitore e inserirlo nella tasca. (K) Fissare lo zaino utilizzando il gancio rosso. Cliccare qui per visualizzare una versione ingrandita di questa figura.

3. Rimozione e conservazione dell'attrezzatura​dure - Tempo: 1 min per animale

1. Posizionare il ratto sul banco del laboratorio o tenerlo in mano. Staccare il gancio dallo zaino. Aprire la parte posteriore della giacca per accedere alle scanalature e agli elettrodi. Rimuoverli con attenzione.
2. Rimuovere l'insieme trasmettitore-batteria dallo zaino. Scollegare i cavi da questo insieme.
3. Estrarre le zampe anteriori dalle aperture. Far avanzare il ratto tenendo la giacca con lo zaino.
4. Al termine, riposizionare i tappi di plastica sugli elettrodi per evitare che il gel si secchi. Ispezionare i sensori dei cavi; sostituire le giacche se danneggiate o usurate. Lasciare asciugare la giacca prima di riporla nella sua busta individuale.
5. Pulire l'hardware utilizzando un disinfettante senza alcol e un panno; assicurarsi che tutte le parti siano asciutte. Scollegare l'emettitore dalla batteria per evitare scariche.
   NOTA: La giacca può essere riutilizzata sullo stesso animale se la taglia corrisponde al peso dell'animale e i sensori non sono danneggiati (vedere la sezione corrispondente nella discussione per ulteriori informazioni).

4. Acclimatazione all'uso della giacca di telemetria

NOTA: Le sessioni sono state organizzate secondo la seguente procedura.

1. Equipaggiare l'animale seguendo le procedure descritte in dettaglio nel "Attrezzature per animali" sezione.
2. Assicurarsi che la giacca sia ben aderente ma comoda. Avviare la registrazione e reinserire l'animale nella sua gabbia di provenienza.
3. Nel primo giorno di abituazione, limitare il tempo in cui l'animale indossa l'apparecchiatura a poche ore. Eseguire controlli clinici frequenti per monitorare l'animale’s. Gradualmente aumentare la durata giornaliera durante la quale l'animale indossa l'equipaggiamento.
4. Ridurre progressivamente la frequenza delle osservazioni se non vengono riscontrati segni di disagio. Proseguire in questo modo fino a quando il tempo di abituazione corrisponde alla durata prevista per la registrazione nello studio.
5. Interrompere la registrazione e rimuovere l'apparecchiatura dall'animale seguendo la procedura raccomandata. Ispezionare la qualità dei dati registrati e valutare lo stato dell'animale’il recupero e il benessere generale prima di riportarlo nella stanza di alloggio.
   NOTA: I passaggi precedentemente descritti forniscono un quadro standard, da adattare alle esigenze specifiche dello studio.

5.  Abituazione all'esercizio su tapis roulant

1. Equipaggiare l'animale (secondo la sezione precedentemente descritta "equipaggiamento dell'animale"). Iniziare la registrazione.
2. Riportare l'animale nella sua gabbia per un periodo di stabilizzazione post-equipaggiamento di 60 minuti, al fine di garantire una completa stabilizzazione fisiologica dopo il posizionamento del giubbotto, in conformità con raccomandazioni precedentemente stabilite^17,18,19.
3. Trasferire l'animale sul tapis roulant fermo e attendere 3 minuti. Iniziare una prima fase a velocità lenta di 5 o 10 cm·s^-1 per 1,5 minuti.
4. Sottoporre l'animale a incrementi progressivi della velocità di corsa, aumentando di 5 cm·s^-1 ogni 2 minuti, motivando l'animale a correre nelle fasi iniziali mediante scosse elettriche dal tapis roulant a un'intensità tipica di 0,2 mA.
5. Al termine dell'esercizio, riportare l'animale nella sua gabbia. Attendere 30 minuti prima di rimuovere l'equipaggiamento dall'animale.
6. Ripetere questo protocollo di abituazione all'esercizio sul tapis roulant per 2 settimane, 5 giorni a settimana, con un aumento graduale della velocità di corsa e della durata dell'esercizio.
   NOTA: La durata totale di questo processo dovrebbe variare da 5 minuti (nel primo giorno di abituazione) fino a raggiungere progressivamente i 25 minuti (nell'ultimo giorno di abituazione).
7. Monitorare la velocità di corsa raggiunta e il numero di scosse per regolare l'intensità e la durata dell'esercizio durante le 2 settimane di abituazione.
8. Come endpoint umano, terminare la sessione se l'animale riceve 10 scosse o una durata cumulativa di scosse pari a 10 secondi. Riportare l'animale nella sua gabbia e monitorarne il comportamento visivamente.
   NOTA: Un'immagine rappresentativa di un ratto che corre sul tapis roulant indossando il sistema di telemetria con giubbotto è mostrata in Figura 6.

Figura 5: Tracciati tipici di ECG e della respirazione durante la verifica della qualità del segnale (passaggio 2.3). Gli ECG sono stati registrati a 500 Hz/24 bit e i volumi respiratori a 200 Hz/32 bit. (A) Il grafico mostra un ECG di alta qualità (onde P, QRS e T ben definite, rumore ridotto, finestra di 3 s con ampiezza > 0,5 mV). (B) Il grafico mostra un segnale respiratorio di alta qualità (cicli ben definiti a riposo, finestre di 20 s, con ampiezza > 0,5 u.a.). (C) Il grafico mostra un ECG di bassa qualità (elevata interferenza, ad esempio rumore a 50/60 Hz con ampiezza > 0,5 mV, deriva della linea di base o complessi QRS piccoli/piatti, finestre di 1,5 s). (D) Il grafico mostra un segnale respiratorio di bassa qualità (elevata deriva della linea di base con ampiezza > 5 u.a., che ostacola l'identificazione, finestre di 12 s). Il segnale respiratorio riflette le variazioni relative della circonferenza toracica e addominale misurate mediante plestimografia induttiva respiratoria (RIP); è espresso in unità arbitrarie (u.a.) poiché in questo protocollo non è stata effettuata alcuna calibrazione volumetrica. Cliccare qui per visualizzare una versione ingrandita di questa figura.

6. Monitoraggio fisiologico durante il protocollo triangolare

1. Equipaggiare l'animale (secondo quanto descritto nella sezione precedentemente indicata come "equipaggiamento dell'animale"). Avviare la registrazione e attendere il periodo di stabilizzazione post-equipaggiamento nella gabbia di casa (consigliato: 60 min), seguito da un periodo di riposo di 3 min sul tapis roulant prima delle misurazioni della linea di base (BL) (Figura 2B).
2. Consentire all'animale un periodo di adattamento con un riscaldamento a bassa velocità (5 min a 5 cm·s^-1) prima dell'inizio del test di esercizio.
3. Sottoporre l'animale a livelli successivi di velocità, tipicamente 10, 20, 30 e 40 cm·s^-1, con una durata di 5 min per ogni livello.
4. Dopo l'esercizio, riportare gli animali nelle loro gabbie mantenendo l'equipaggiamento, consentendo un monitoraggio continuo delle funzioni cardiache e respiratorie durante il periodo di recupero.
   NOTA: Un protocollo tipico di esercizio per la valutazione della velocità massima è il protocollo triangolare. Prevede un aumento progressivo della velocità (ad esempio, da 10 a 40 cm·s^-1 massimo) ogni 5 min, adattato da Qin et al.²⁵. La scelta dei livelli di velocità, inclusi il numero di stadi e i rispettivi intervalli specifici, deve essere adattata agli obiettivi dell'operatore e al livello di stress fisiologico desiderato.

7. Registrazione delle variabili fisiologiche e analisi dei dati

1. Equipaggiare l'animale con il dispositivo di telemetria provvisto di giacca e utilizzare il software di telemetria per monitorare diverse variabili, tra cui ma non limitatamente a: frequenza cardiaca (FC), espressa in battiti al minuto (bpm), calcolata dal tracciato ECG; frequenza respiratoria (FR) in atti respiratori al minuto (brpm); oppure il livello di attività locomotoria (AL) in mG.  
2. Interrompere la registrazione al termine dell'esperimento, dopo il periodo di recupero.
   NOTA: mG corrisponde a   e viene definito come  con , le componenti dinamiche dell'accelerazione.
3. Seguire l'approccio precedentemente validato²¹, in cui è stato dimostrato che un flusso di lavoro automatizzato fornisce dati fisiologici affidabili senza intervento manuale.
4. Verificare che nel software di telemetria siano impostati dei valori soglia per l'intervallo RR (85 ms a 6 s) e per la durata del ciclo respiratorio (0,15 a 10 s) sufficientemente ampi, per garantire un flusso di lavoro di pulizia dei dati completamente automatizzato, senza modifiche manuali, limitando così le decisioni dipendenti dall'operatore.
5. Valutare la qualità del segnale e, se necessario, regolare i parametri di rilevamento all'interno del software per ottimizzare il riconoscimento dei cicli per un determinato animale, senza modificare manualmente singoli cicli.
6. Calcolare la media delle variabili ogni 10 s per ciascun animale e riportare i risultati come media ± errore standard della media (SEM). Contrassegnare all'interno del software di telemetria i periodi specifici di interesse.
7. Definire il valore basale come gli ultimi 30 s del periodo di riposo di 3 min dopo aver posizionato l'animale sul tapis roulant, quando il livello di attività locomotoria scende al di sotto di 10 mG.
8. Per il Protocollo di Esercizio, etichettare gli ultimi 30 s di ciascun livello di velocità completato con successo. Escludere i dati relativi a qualsiasi livello non completato e tutti i livelli successivi.
   NOTA: L'esclusione dei livelli non completati comporta una riduzione progressiva della dimensione del campione negli stadi a velocità più elevate.

Risultati

I risultati descritti nella sezione "risultati rappresentativi" sono stati ottenuti su 20 ratti adulti Wistar (maschi; 250–400 g).

Figura 5 illustra la differenza tra segnali telemetrici tipici di alta e bassa qualità registrati da un animale a riposo. Figura 5A e Figura 5B presentare esempi di altodati di alta qualità. L'elettrocardiogramma (ECG) in Figura 5A è di alta qualità, con onde/complessi P, QRS e T ben definiti, e con minima deriva della linea di base o interferenza della corrente elettrica. Analogamente, il segnale respiratorio in Figura 5B presenta la qualità attesa, con cicli respiratori chiari e ben risolti. Al contrario, Figura 5C e Figura 5D mostrare esempi di segnali di bassa qualità. L'ECG di bassa qualità in Figura 5C è caratterizzato da un'elevata interferenza elettrica, tale come un evidente rumore di rete a 50/60 Hz o un significativo scostamento della linea di base. Il segnale mostra inoltre complessi attenuati o assenti (complessi QRS piccoli o piatti), rendendo difficile la corretta separazione dei cicli cardiaci. Il segnale respiratorio di scarsa qualità in Figura 5D soffre in modo analogo di un'elevata deriva della linea di base e di cicli attenuati, il che ostacola gravemente l'identificazione affidabile dei cicli respiratori, anche quando l'animale è in condizioni stabili.

Figura 6: Immagine di un ratto Wistar in attività fisica (passaggio 6). Il ratto sta effettuando esercizio su un tapis roulant singolo (velocità del tapis roulant = 20 cm·s^-1) dotato di giacca telemetrica, elettrodi e dispositivo elettronico. Cliccare qui per visualizzare una versione ingrandita di questa figura.

I dati presentati nelle Figure 7A–C sono stati ottenuti su quattro ratti maschi Wistar, del peso compreso tra 330 e 340 g e di età pari a 10 settimane al momento dell'arrivo. I ratti sono stati dotati del giubbotto telemetrico per 5 giorni consecutivi (giorno 1 al giorno 5). Ogni sessione consisteva nell'allestimento dell'animale seguito da una registrazione di 3 h nella gabbia di casa. L'analisi video è stata eseguita manualmente per identificare i comportamenti associati alle variazioni fisiologiche.

Le prime due sessioni di abituazione hanno indotto uno stress più pronunciato, caratterizzato da un aumento della frequenza cardiaca (FC) (tra 400 e 500 bpm) e della frequenza respiratoria (FR) durante la prima ora successiva al posizionamento. Questi periodi di attivazione fisiologica intensa hanno coinciso con un'attività esplorativa intensa (annusamento, sollevamenti frequenti) e grooming, come osservato tramite la telecamera. Al contrario, quando eseguito correttamente, il protocollo di abituazione di 3–5 giorni descritto in precedenza dovrebbe attenuare questa stimolazione iniziale.

Al terzo giorno di abituazione, la FC e la frequenza respiratoria sono tornate ai valori basali più rapidamente, stabilizzandosi rispettivamente a circa 350 bpm e 100 brpm, circa 35 minuti dopo l'applicazione.

Figura 7: Stabilizzazione fisiologica durante i giorni consecutivi di abituazione (Passo 4). I pannelli mostrano (A) la frequenza cardiaca (FC; bpm), (B) la frequenza respiratoria (FR; brpm) e (C) il livello di attività (LA; mG) durante l'ora di stabilizzazione successiva all'applicazione del giubbotto di telemetria. I dati sono stati raccolti durante 5 giorni consecutivi di abituazione (n=4; maschi, coorte indipendente). I dati sono rappresentati come media ± SEM calcolata ogni 5 minuti. Le linee in grassetto evidenziano il primo giorno di abituazione (marcatori circolari viola) e l'ultimo giorno di abituazione (marcatori triangolari verdi). Cliccare qui per visualizzare una versione ingrandita di questa figura.

I risultati sono stati ottenuti in due gruppi sperimentali di otto ratti che hanno completato con successo la procedura di abituazione al tapis roulant. Questi animali sono stati inclusi in due esperimenti indipendenti condotti da ricercatori diversi. Nel primo gruppo (Gruppo 1; linee blu), tutti gli animali sono riusciti a correre con la giacca fino alla velocità di 30 cm·s^-1, con 7 su 8 animali che hanno completato la velocità massima di 40 cm·s^-1 senza raggiungere il numero massimo di scosse elettriche. Al contrario, nel secondo gruppo (Gruppo 2; linee arancioni), 7 su 8 animali hanno dovuto essere fermati a 20 cm·s^-1 perché hanno raggiunto il criterio etico umano di fine sperimentazione, ovvero 10 scosse elettriche.

Figura 8 mostra esempi individuali dei due gruppi. Il protocollo di esercizio per il Ratto 0 è stato interrotto prematuramente. Il suo periodo di recupero è iniziato quando il tapis roulant è stato fermato, evento verificatosi prima che l'animale potesse completare la fase di velocità di 20 cm·s^-1. Al contrario, il Ratto 1 ha completato con successo il protocollo di esercizio, mostrando un'adattamento fisiologico graduale dopo un incremento iniziale all'inizio dell'esercizio sul tapis roulant. Questo adattamento è stato caratterizzato da un aumento progressivo della FC (Figura 8A), della FR (Figura 8B) e dell'AL (Figura 8C) attraverso le diverse fasi di velocità, con un'attività fisiologica elevata mantenuta fino al completamento con successo della fase di 40 cm·s^-1. Alla fermata del tapis roulant, è iniziata la fase di recupero, caratterizzata da una diminuzione della FC (Figura 8A), della FR (Figura 8B) e dell'AL (Figura 8C), che sono progressivamente tornate ai livelli basali.

Figura 8: Risposte fisiologiche individuali durante il protocollo di esercizio triangolare (Passaggio 6). I pannelli mostrano (A) la frequenza cardiaca (FC; bpm), (B) la frequenza respiratoria (FR; brpm) e (C) il livello di attività (LA; mG) per due soggetti: Ratto 1 (maschio), che ha completato la fase di velocità massima, dimostrando un adeguato allenamento, e Ratto 0 (maschio), che ha interrotto l'attività alla fase di velocità di 20 cm·s^-1. Le linee continue indicano i periodi in cui l'animale stava correndo, mentre le linee tratteggiate rappresentano il periodo di recupero successivo all'interruzione dell'attività sul tapis roulant. Il riscaldamento si riferisce al periodo di 5 min a 5 cm·s^-1 dopo l'avvio del tapis roulant e prima dell'effettivo inizio del test. I dati sono rappresentati come media calcolata ogni 30 s. Cliccare qui per visualizzare una versione ingrandita di questa figura.

Come riportato nella Figura 9, le misurazioni di base per il gruppo 1 sono state registrate sul tapis roulant come: FC a 395±14 bpm, FR a 177±15 atti/min, e AL a 15±2 mG. Il dispositivo di monitoraggio ha rilevato un aumento fisiologico iniziale pari a: FC (+26%, +101 bpm) (Figura 9A), FR (+46%, +82 atti/min) (Figura 9B) e AL (+1210%, +189 mG) (Figura 9C), indotto dall'avvio del tapis roulant rispetto ai valori di base. È stato misurato un aumento fisiologico indotto dall'esercizio a 40 cm·s^-1 per il gruppo 1: FC (+28%, +110 bpm) (Figura 9A), FR (+71%, +126 atti/min) (Figura 9B) e AL (+2839%, +443 mG) (Figura 9C) rispetto al BL. Sono stati registrati valori di BL comparabili per il gruppo 2: FC a 399±18 bpm, FR a 150±15 atti/min e AL a 11±3 mG. Il dispositivo di monitoraggio ha rilevato un aumento fisiologico indotto dall'esercizio fino a 20 cm·s^-1 pari a: FC (+23%, +90 bpm), FR (+81%, +122 atti/min) e AL (+1555%, +171 mG) rispetto al valore basale. I valori a velocità superiori non vengono confrontati per questo gruppo poiché un solo animale ha raggiunto quelle fasi di velocità (Figura 9D).

Nonostante queste differenze, i due gruppi hanno mostrato un forte aumento iniziale della FC, della FR e dell'AL all'inizio dell'utilizzo del tapis roulant, seguito da un aumento progressivo e comparabile di questi parametri con l'aumento della velocità del tapis roulant.

Figura 9: Parametri fisiologici e profili di recupero nei diversi gruppi sperimentali. I pannelli mostrano (A) la frequenza cardiaca (FC; bpm), (B) la frequenza respiratoria (FR; brpm) e (C) il livello di attività (LA; mG) durante una fase di esercizio forzato a velocità costante del protocollo triangolare (Passaggio 6) e nella successiva fase di recupero. I dati sono mostrati per il Gruppo 1 (blu; n = 8 maschi) e il Gruppo 2 (arancione; n = 8 maschi), ottenuti da due prove indipendenti condotte da sperimentatori diversi in momenti diversi. (D) Il numero di animali che hanno completato la fase di velocità. I dati sono rappresentati come media ± SEM, tranne per il pannello D, che riporta il numero di animali. Cliccare qui per visualizzare una versione ingrandita di questa figura.

Discussione

This protocol presents a simple and non-invasive method for monitoring cardiorespiratory system adaptation in rodents during an incremental exercise test (IET)²⁵. This approach is particularly relevant not only for studying exercise physiology, but also for protocols aimed at revealing functional alterations induced by pathological models that may not be apparent at rest^2,3.

Although the protocol is designed for easy implementation, special attention must be paid to the selection of the appropriate jacket size. The habituation phases to the jacket and treadmill are the most critical steps. Furthermore, checking signal quality before recording begins is essential. To ensure data reliability, these various points may require adjustment or troubleshooting. These checkpoints are detailed below.

Jacket fit verification

If an animal manages to remove its jacket during the habituation period or appears uncomfortable, re-examine the fit to ensure the correct size has been selected, referring to the manufacturer's sizing recommendations²³. If the animal can be equipped with the jacket but doubts remain about the fit, try passing a finger between the jacket and the animal’s shoulder to check that the thoracic bands are not excessively compressing the animal’s body. A finger should pass through easily, and the fabric should remain soft when the jacket is gently stretched. If inserting a finger is difficult or excessive pressure from the fabric is noticed, remove the jacket as the animal is likely being compressed. Conversely, a jacket that is too large will not remain in place for long after fitting and is easy for the animal to remove. Even if an oversized jacket can be fitted, it will tend to shift backward behind the shoulder blades. If the jacket moves even slightly, the animal may place a paw through the outer edge and eventually remove the entire device.

Acclimatization & Jacket fitting

The acclimatization phase is a critical step for minimizing stress on the day of the experiment. Indeed, even non-invasive procedures or routine handling can induce temporary stress responses^26,27. The acclimatization period allows both the animals and the experimenters to become familiar with the procedure, and enables the animals to progressively adapt to the additional weight of the telemetry device (approximately 15 g), which represents less than 10% of the body weight of an adult rat within the recommended weight range.

While a five-day habituation period has been employed in this protocol, it represents an indicative duration and can be adjusted as needed. Indeed, the results in Figure 7A–C show that HR, RespR and AL values recorded after 1 h of stabilization plateaued after three days, corroborating earlier studies^17,19,21 that successfully utilized a three-day protocol. In any case, the absence of normalization of cardiac and respiratory functions during a habituation session should be considered a strong indicator of animal discomfort, and therefore, insufficient habituation. If such a phenomenon occurs regardless of the fit of the jacket, it is strongly recommended to check the rats' environment and housing conditions to eliminate potential stressors^28,29. Furthermore, it is essential to distinguish transient behaviors, such as attempts to gnaw the jackets or secretion of porphyrins (red tears), primarily induced by exposure to an unfamiliar situation²⁶, from persistent reluctance to wear the jacket, which remains exceptional. In the former case, the frequency of these behaviors should decrease as habituation progresses, indicating the animal’s gradual acceptance of the procedure. In the latter case, the reluctance to wear the jacket does not diminish and repeated exposure may constitute negative reinforcement. In the experiments presented in this article, only one of the 16 rats attempted to gnaw the jacket on the first day of acclimatization and this behavior was not observed in subsequent sessions. While all animals ultimately tolerated the jacket, the possibility remains that a specific individual might consistently refuse to wear it, necessitating its exclusion.

Treadmill habituation and triangular protocol

Although the proposed habituation protocol is commonly used^30,31; the contrasting outcomes obtained from the two separate experiments reflect the natural variability across individual and cohort responses. Despite undergoing the same standardized habituation, Group 2 reached the ethical shock limit at lower speed stages, suggesting insufficient adaptation to reach the targeted exercise speeds. Notably, the average heart rate was higher in Group 2 than in Group 1 at the 20 cm.s⁻¹ stage despite similar baseline values, which may reflect a heightened stress response, lower cardiovascular fitness, or individual variability; however, the limited sample size (n=1 in Group 2 beyond this speed) precludes any definitive interpretation. This underscores the necessity of continuous monitoring during habituation to adjust the protocol dynamically and account for environmental factors or cohort-specific characteristics that drive inter-experiment variability. To ensure adequate preparation, each animal's advancement and number of shocks received over the ten-day period should be tracked throughout the habituation period, allowing for protocol adjustments based on regular reassessments of individual progress toward the target maximum speeds of the incremental test. As a general indication, animals typically require the first two to three sessions to adapt to treadmill running at low speeds (below 10–20 cm.s⁻¹), before progressively tolerating higher speeds (20–30 cm.s⁻¹) over the intermediate sessions (day 3 to 6). By the final habituation sessions, well-adapted animals should be capable of sustaining the target speed (around 40 cm.s⁻¹) before day 10 for the full session duration without reaching the shock limit. A pre-test incremental session is recommended to verify each animal's capability to reach the target speed. This step serves as a final check to allow extension of the habituation period for animals that fail to complete it satisfactorily. Ultimately, it is critical to ensure that habituation sessions remain sub-maximal; they should not constitute physical training or influence performance during the subsequent IET^30,31. Rather than representing a methodological failure, the inclusion of both outcomes here is intentional, as it provides users with a realistic illustration of the range of responses that can be expected in practice. This protocol serves a dual purpose: acclimatizing the animals to the equipment and identifying those unable to perform the required exercise. While 'non-runners' are frequently not mentioned in published reports, the literature suggests that more than 10% of rats may fail to complete habituation³². Consequently, these individuals should be identified early and excluded from the study. Given the potential for animal exclusion due to both treadmill non-compliance and jacket refusal, including one or two additional animals per cohort to maintain a statistically robust sample size is recommended.

Signal quality

Another frequent troubleshooting scenario involves addressing poor recorded signal quality (as illustrated in Figure 6, "representative results"). If poor ECG quality persists after 2–3 min (the time required for the gel to establish proper contact between the skin and the electrodes), the following corrective actions can be taken: 1. Check for interference: Ensure that no skin folds, jacket folds or fur regrowth are interfering with electrode contact. 2. Improve conductivity: Gently massage the skin over the electrodes. If necessary, apply additional conductive gel directly to the black dots in the center of the adhesive side of the electrodes. 3. Inspect equipment: Carefully examine the electrodes and wires for any signs of damage, and consider replacing the electrodes if signal quality remains poor or if damage is apparent. If the RIP signal is noisy, first verify the jacket size and the integrity of the internal sewn sensors. If the size is inappropriate or the sensors are damaged, the jacket must be replaced, as this is the only effective solution for restoring signal quality. Overall signal quality may decrease at higher speeds compared to baseline recordings, due to motion-induced mechanical noise manifesting as increased baseline wander and motion artifacts. The influence of these artifacts and the corresponding mitigation strategies has been thoroughly described elsewhere²¹.

This study uses a rodent-specific jacket for multimodal physiological assessment (cardiac, ventilatory, and actigraphy) during incremental exercise on a treadmill. Previous studies have demonstrated that this device yields results comparable with invasive methods for assessing cardiac^16,33,34 and ventilatory¹⁵ functions, which are established as the gold standard. However, most of these invasive methods are generally incompatible with exercise protocols performed in freely moving animals. Only the use of implantable telemetry sensors (for a review see³⁵) makes this type of experimentation possible. However, implanting these sensors requires extensive surgery, which may compromise animal welfare through postoperative pain, location of surgical wounds, or discomfort related to the device bulk, and may ultimately alter the animal's phenotype or ability to perform exercise^8,9,36. In this context, preserving the animal’s physical integrity during the investigation represents a major advantage of this method. Furthermore, while specialized metabolic treadmills allow for the measurement of oxygen consumption () and carbon dioxide production (), they do not provide direct functional indices of cardiac or respiratory performance. The external telemetry system used in this protocol is compatible with this equipment, addressing this gap by effectively complementing the endpoints accessible through these methodologies. Finally, although treadmill speed is often used as a proxy for mechanical work performed during IET, the integration of an accelerometer enables direct measurement of actigraphy, thereby providing richer data on animal activity and allowing movement analysis beyond simple locomotion speed.

Beyond exercise physiology, this jacketed telemetry system may have broader applications in experimental settings requiring non-surgical ambulatory cardiorespiratory monitoring. Following appropriate acclimatization, prolonged recordings have been implemented up to 48 h³³, thereby opening perspectives for circadian or sleep-related physiology studies, as well as longitudinal monitoring protocols. In addition to the exercise protocol presented here, this technology has already been applied in other contexts, including cardiovascular phenotyping in disease models, where ECG-derived parameters and heart rate variability have recently been reported in rat models of ischemic cardiomyopathy²⁰ and of chronic kidney disease-associated cardiovascular dysfunction³⁷, illustrating its applicability beyond acute exercise settings. Such an approach may also be of interest for other preclinical applications involving spontaneous or challenge-induced activity, including seizure or epilepsy models, safety pharmacology studies^17,19, and post-surgical recovery monitoring³⁸. Although these applications were not specifically evaluated in the present study, they illustrate the versatility and translational potential of this non-surgical monitoring platform. The current method presents several limitations that require consideration. First, the proposed protocol is generic and designed for healthy animals. Therefore, the fit and tolerance of the jacket may vary depending on animal size, body composition, strain, sex, and physiological condition, potentially limiting its applicability in very small, obese, or diseased animals. Moreover, researchers working with specific models (e.g., obese animals) must adapt the exercise program independently of the measurement system.

Conducting a preliminary test on a small cohort of animals to thoroughly evaluate potential constraints before performing the main experiment is highly recommended. It should also be noted that this protocol was developed using a proprietary jacketed telemetry system. While the general principles described here are broadly applicable, performance characteristics such as signal quality, jacket fit, and data output format may differ from those of other telemetry platforms. Researchers are therefore encouraged to validate their specific system before performing the main experiment. In addition, considering the ethical and societal aspects of preclinical research, the use of a mild aversive stimulus (low-intensity electrical stimulation) to control exercise, as presented here, may be questioned. Despite increasing regulatory scrutiny, this approach remains the most widely used method. As recently reviewed by Okamoto et al.³⁹, it is still the preferred option when precise control of exercise intensity and duration is required. Conversely, when strict control of exercise is not essential, some studies propose replacing electrical stimulation with potentially less aversive stimuli, including compressed air, tactile cues, or noise (for a review see⁴⁰). Similarly, the use of reward-based paradigms as an alternative to aversive stimuli has been explored for more than a decade⁴¹; however, standardized exercise protocols relying solely on positive reinforcement have not yet been established. The potential applications of this method are considerable, spanning both specific research contexts and educational settings. In research settings, this approach is broadly applicable to studies requiring a controlled exercise protocol to assess cardiorespiratory function. Its main applications include: i) Performing exercise tests comparable to those used in humans to accurately evaluate the adaptive capacity of the cardiorespiratory system in healthy and pathological conditions; ii) Standardizing training or rehabilitation protocols across various animal models of experimental disease; iii) Facilitating the longitudinal monitoring of the physiological effects induced by training or rehabilitation over extended periods; iv) detecting physiological alterations, such as those associated with heart failure, that may not be apparent in animals at rest. From a pedagogical perspective, this model offers substantial advantages for university practical training, thereby directly or indirectly adhering to the 3Rs principles⁴ : “Refinement”, “Reduction” and “Replacement” in the use of animals. It promotes “Refinement” through its completely non-invasive nature, thereby preserving the animal’s physical integrity, unlike traditional methods for studying cardiorespiratory physiology. Furthermore, such a multi-modal approach allows students to study cardiac and respiratory physiology using a single system during one session, providing an integrated illustration of physiological homeostasis. This indirectly contributes to a “Reduction” in animal numbers. In an educational context, this system could also support “Replacement” by enabling the creation of realistic physiological databases to complement practical training and simulation-based learning in physiology education to illustrate a wide range of physiological scenarios⁴². Indeed, for educational purposes, the troubleshooting scenarios described in this protocol are particularly valuable, as they provide examples derived from real-world experimental conditions in which inter-individual variability and technical challenges can be illustrated. As universities increasingly complement or replace animal use with simulation tools, it is relevant to have access to such examples. Additionally, enriching the physiological recordings with video data obtained during the present protocol can provide students with visual context, including examples of unresponsive animals, thereby enhancing interpretation and learning.

Materiali

Elenco dei materiali utilizzati in questo articolo

Nome	Azienda	Numero di catalogo	Commenti
Telecamera fisheye 6 MPX	Reolink, Hong Kong, China	FE-W	Utilizzata per osservare gli animali durante l'abituazione.
Tagliacapelli	Aesculap Schermaschinen, Suhl, Germania	Tagliacapelli Aesculap Exacta GT416	Utilizzato per la rimozione dei peli. Un qualsiasi tagliacapelli alternativo con cavo o a batteria con capacità di taglio di 0,1 mm è adatto.
Computer con browser web	Qualsiasi fornitore	N/A	Utilizzato per aprire il software di telemetria e registrare il video. Qualsiasi computer dotato di un browser web recente può essere utilizzato.
Dispositivi elettrodi ECG adesivi monouso	ETISENSE, Lione, Francia	ELEC-R-1PAIR	Elettrodi superficiali Ag/AgCl da inserire sotto la giacca per la registrazione dell'ECG.
Gel conduttivo per ECG	ASEPT INMED, QUINT-FONSEGRIVES, Francia	Uni Gel ECG, 251005	Utilizzato per migliorare il contatto e l'adesione degli elettrodi ECG. Qualsiasi gel conduttivo per ECG può essere utilizzato.
Stazione per anestesia gassosa	TEM SEGA, Saint-Médard-en-Jalles, Francia	Stazione per anestesia gassosa veterinaria Portico con evaporatore ISOTEC 3	Utilizzata per l'anestesia degli animali durante la rasatura dei peli. Qualsiasi stazione per anestesia equivalente per roditori può essere utilizzata.
Garza	Qualsiasi fornitore	N/A	Utilizzata per asciugare l'area rasata dopo la pulizia. Qualsiasi garza assorbente sterile o non sterile è adatta.
Giubbotto strumentato	ETISENSE, Lione, Francia	JKT-RAT-T1	Giubbotto di telemetria con sensori respiratori utilizzato per mantenere gli elettrodi e il trasmettitore in posizione. Disponibile in diverse misure a seconda del peso e della linea degli animali; fare riferimento alle tabelle di selezione del produttore per la scelta della misura appropriata23.
Catetere endovenoso senza ago	TERUMO, Laguna, Filippine	SURFLO 22G 0,85x25 SR+OX2225C1	Utilizzato per l'applicazione precisa del gel. Può essere riutilizzato. Qualsiasi combinazione equivalente di siringa e catetere può essere utilizzata.
Isoflurano	Virbac, Santé Animale, Francia	Vetflurane, 401346	Formulazione veterinaria di isoflurano utilizzata per l'anestesia gassosa durante la rasatura dei peli (1,5–5% in 20% di ossigeno e aria). Qualsiasi altro isoflurano veterinario equivalente può essere utilizzato. Utilizzare secondo le normative locali.
Strumento ausiliario per l'applicazione della giacca	ETISENSE, Lione, Francia	FTUB-R-BD	Strumento opzionale, utilizzato per facilitare l'applicazione della giacca sull'animale con il minimo stress.
Tapis roulant motorizzato	BIOSEB, Vitrolles, Francia	BX-TM	Tapis roulant motorizzato singolo o multivia che eroga scosse elettriche di 0,2 mA.
Pennarello indelebile a inchiostro permanente	Qualsiasi fornitore	N/A	Utilizzato per marcare la coda per l'identificazione individuale degli animali. Qualsiasi pennarello permanente non tossico e impermeabile è adatto.
Disinfettante per superfici	Franklab, Montigny le Bretonneux, Francia	FB Spray, 10515	Utilizzato per pulire l'apparecchiatura dopo l'uso. Qualsiasi disinfettante per superfici senza alcol può essere utilizzato.
Siringa senza ago (1 o 5 mL)	BD, Pont-de-Claix, Francia	BD Plastipak,303172	Utilizzata per l'applicazione precisa del gel. Può essere riutilizzata. Qualsiasi combinazione equivalente di siringa e catetere può essere utilizzata.
Software di telemetria	ETISENSE, Lione, Francia	Software LASA v2.17 o versione successiva	Software basato su web per l'acquisizione e l'analisi dei dati fisiologici.
Sistema di telemetria per l'acquisizione di dati fisiologici	ETISENSE, Lione, Francia	Sistemi DECRO: SYS-NANOACQ4, SYS-S2, SYS-S1 o equivalente	Disponibile in diverse configurazioni a seconda del numero di animali.
Trasmettitore di telemetria e batteria per l'acquisizione di dati fisiologici	ETISENSE, Lione, Francia	EMET-HD-ACQ-REVG	Trasmettitore di telemetria che registra ECG, segnali respiratori e accelerazione 3D, dotato di batteria ricaricabile (autonomia continua di 12 ore).
Software per la registrazione video	Reolink, Hong Kong, Cina	Reolink Client v8.17.6 o versione successiva	Utilizzato per registrare il video. Disponibile per Windows o Mac.