Creazione affidabile di un modello di aneurisma aortico addominale murino utilizzando sensibilizzazione con elastina ed elastasi perivascolare

Sommario

Questo protocollo fornisce un metodo ripetibile e affidabile per indurre aneurismi aortici addominali (AAA) nei topi C57BL/6 utilizzando sensibilizzazione con elastina e applicazione di elastasi perivascolare, come modello AAA che incorpora una componente di immunosensibilizzazione.

Abstract

La degradazione della matrice lamelare elastica nella parete aortica addominale è una caratteristica istopatologica degli aneurismi dell'aorta addominale (AAA). Crescenti evidenze implicano la degradazione dell'elastina e risposte immunitarie correlate dell'ospite nella patogenesi dell'AAA. Una modellazione efficace di questi processi è importante per migliorare la comprensione e il trattamento di questa malattia comune. Mentre i precedenti modelli AAA hanno utilizzato tecniche di disturbo dell'elastina per l'induzione degli aneurismi, l'uso unico dell'elastasi in molti di questi modelli non spiega la risposta immunitaria in corso contro l'elastina e i suoi prodotti di degradazione (EDP). Per modellare questa risposta immunitaria in corso, abbiamo sviluppato un modello che sensibilizza i topi C57BL/6 all'EDP iniettando EDP sottocutaneamente 7 giorni prima dell'intervento di induzione per aneurisma. La chirurgia di induzione per aneurisma procede con l'esposizione dell'aorta addominale e l'applicazione di elastasi topica nel compartimento periaortico, con l'intento di esporre elastina ed EDP sull'aorta del muro. Con queste parti esposte, l'animale dovrebbe avviare una risposta immunitaria contro questi antigeni a cui era precedentemente sensibilizzato. Un'iniezione ripetuta di EDP "booster" dopo 7 giorni serve a propagare questa risposta immunitaria. In questo caso, descriviamo il protocollo per la creazione affidabile di AAA nei topi C57BL/6 tramite sensibilizzazioni multiple con EDP, seguita da un intervento di induzione AAA con applicazione di elastasi perivascolare. Questo modello può essere creato rapidamente e a costi moderati, inducendo una dilatazione aortica del >30% nell'82% dei topi tramite videomicrometria e del 73% tramite misurazione a ultrasuoni, e >50% di dilatazione nel 64% tramite videomicrometria e 27% tramite ecografia, come misurato al giorno 21 post-induzione. Questa tecnica è inoltre associata a un tasso di sopravvivenza intraoperatoria del 95%.

Introduzione

L'aneurisma dell'aorta addominale (AAA) colpisce >35 milioni di persone in tutto il mondo e il 4–8% degli uomini tra i 65 e gli 80^{anni 1,2}. La rottura, la complicazione più devastante dell'AAA, si verifica tipicamente quando lo stress meccanico della parete dell'aneurisma supera la forza del tessuto aortico, causando emorragie massicce e un tasso di mortalità complessivo dell'80−90%^3,4. La gestione attuale è mirata alla prevenzione, con screening a ultrasuoni su individui ad alto rischio e riparazioni chirurgiche quando il rischio di rottura supera quello di riparazione, tipicamente con^{un diametro} 5,5 cm. Tuttavia, la maggior parte degli AAA è asintomatica e molti sono diagnosticati^{incidentalmente 6}. Pertanto, dovrebbero essere fatti sforzi per identificare i pazienti ad alto rischio e sviluppare trattamenti non chirurgici per ridurre la crescita dell'AAA e, di conseguenza, il rischio di rottura.

Per sviluppare trattamenti medici per l'AAA, la patogenesi deve essere meglio compresa. Attualmente sono utilizzati diversi modelli sperimentali, inclusi modelli su piccoli animali che utilizzano l'infusione 7 di angiotensina^II, lo xenoinnesto⁸, l'applicazione di cloruro di^{calcio 9}, l'infusione¹⁰ e/o applicazione topica di elastasi¹¹. Ognuno di questi modelli utilizza una comprensione diversa della base patologica dell'AAA, e la maggior parte è stata modificata, migliorata o combinata con altri metodi sin dalla nascita.

È importante sottolineare che l'istologia AAA dimostra la perdita della matrice elastinica lamellare normale, che si osserva anche nel tessuto polmonare nella broncopneumopatia cronica^{ostruttiva 12,13}. La degradazione dell'elastina tramite attività della metalloproteinasi della matrice fornisce un importante collegamento tra la patogenesi AAA e il fumo, il fattore di rischio modificabile più importante per la formazione^{di AAA 12,14}. In particolare, nella AAA umana si osservano una riduzione dell'elastina aortica, la disordinazione delle fibre di elastina e l'aumento dei peptidi di elastina circolante e sono associati a un aumento della distensione della parete^{dell'AAA 15,16}. Pertanto, stimolare la degradazione dell'elastina è fondamentale per creare un modello AAA traslazionabile. I modelli AAA esistenti che si basano sulla degradazione dell'elastina, pur essendo efficaci, possono essere complicati da alti tassi di mortalità animale, specialmente nei modelli che utilizzano la cannulazione^{aortica 17}, e dalla formazione incoerente degli aneurismi, in particolare nei modelli che si basano esclusivamente sull'applicazione topica^{di elastasi 18}. Inoltre, tutti i modelli che si basano su interventi di induzione sono soggetti a curve di apprendimento per l'operatore e variazioni tecniche.

Per affrontare questi problemi, utilizziamo la risposta immunitaria dell'ospite per sensibilizzare gli animali all'elastina iniettando prodotti di degradazione dell'elastina (EDP). Una settimana dopo, la chirurgia di induzione per aneurisma avviene in modo standardizzato a passi, utilizzando l'applicazione periaortica dell'elastasi per creare parti EDP contro cui l'ospite sensibilizzato può montare una risposta immunitaria. La successiva sensibilizzazione "booster" all'EDP, una settimana dopo l'intervento di induzione, garantisce la continuità della risposta immunitaria dell'ospite. La sensibilizzazione immunitaria ripetuta consente una dilatazione aortica affidabile. Utilizziamo un modello AAA murino per il costo inferiore, la facilità di manutenzione, lo sviluppo rapido delle malattie e la coerenza tecnica.

Questo modello non provoca in modo affidabile la rottura aortica e quindi non è destinato allo studio dei fattori associati alla rottura AAA. Tuttavia, questo modello produce in modo affidabile una dilatazione progressiva dell'aorta fino a 21 giorni dopo l'intervento di induzione. Pertanto, il modello è più adatto allo studio delle modalità terapeutiche che possono ridurre o invertire la dilatazione aortica durante la formazione dell'aneurisma.

Protocollo

1. Imaging a ultrasuoni

1. Prepara il topo
   1. Metti il topo nella camera di induzione dell'anestesia.
   2. Somministrare isoflurano inalata all'1,8−2% e ossigeno fino all'anestetizzazione del topo. Assicurarsi che le bombole di gas anestetico siano collegate all'apparecchiatura anestetica per ridurre l'esposizione dell'operatore ad anestetici volatili quando viene utilizzato l'isoflurano.
   3. Posizionare il topo in posizione supina su un palco riscaldato a 37 °C con il naso del topo inserito nel cono nasale dell'anestesia.
   4. Attacca gli arti posteriori al palco con del nastro adesivo.
   5. Applica un agente depilatore usando un applicatore con punta di cotone sull'addome e attendi 30 secondi.
   6. Rimuovi i peli addominali usando una garza di cotone da 5 cm x 5 cm.
   7. Posiziona un gel di trasmissione per ultrasuoni riscaldato sull'addome del topo.
2. Posizionare una sonda a ultrasuoni a 38 MHz sull'addome e identificare la cintura pelvica.
3. Identificare l'aorta come una struttura tubolare della linea mediana incomprimibile con una pressione moderata orientata verso il retro applicata tramite la sonda a ultrasuoni.
   NOTA: La vena cava inferiore (IVC) apparirà come una struttura luminale alla destra dell'aorta del topo ed è comprimibile con una pressione moderata orientata verso il retro applicata tramite la sonda ecografica.
4. Misurare il diametro anteriore-posteriore dell'aorta addominale fino al punto di biforcazione.
5. Sposta la sonda prossimalmente lungo l'aorta e identifica la vena renale sinistra che attraversa anteriormente l'aorta ed entra nella VCI.
6. Misura il diametro anteriore-posteriore dell'aorta addominale appena in cauda fino al punto in cui la vena renale sinistra attraversa anteriormente l'aorta addominale.
7. Sposta la sonda prossimalmente e identifica il diaframma.
   NOTA: Il diaframma può essere identificato come una banda iperecoica che si trova appena cefalade al fegato.
8. Misura il diametro anteriore-posteriore dell'aorta addominale appena in cauda fino al punto in cui entra nell'addome.
9. Metti il topo nella gabbia o in un cesto di recupero fodetratto con asciugamani e posizionato su un palco riscaldato a 37 °C.
10. Monitora il topo finché non esce dall'anestesia.

2. Sensibilizzazione iniziale all'elastina

1. Prepara i prodotti per la degradazione dell'elastina (EDP) indossando dispositivi di protezione individuale, inclusi guanti, protezioni per gli occhi e mascherine.
   1. Ottieni una formulazione di elastasi pancreatica murina in sospensione PBS a 0,475 unità/mL (4,75 unità/mg di proteina).
   2. Prendi 168 μL di elastasi e aggiungilo a 5 mg di elastina murina. Aggiungi altri 200 μL di soluzione fisiologica tamponata con fosfato (PBS) a questa miscela, poi pipetta per mescolare.
   3. Incubare la miscela di elastasi ed elastina a 37 °C per 20 minuti con agitazione leggera intermittente.
   4. Aggiungi 632 μL di PBS freddo 1X alla miscela di elastasi ed elastina.
   5. Aggiungi 1 mL di coadiuvante di Freund completo.
2. Metti il topo nella camera di induzione dell'anestesia.
3. Somministrare isoflurano inalata all'1,8−2% e ossigeno fino all'anestetizzazione del topo.
4. Posizionare il topo in posizione prona su un palco riscaldato a 37 °C con il naso del topo posizionato nel cono nasale dell'anestesia.
5. Iniettare 50 μL di EDP sottocutaneamente in ciascun fianco per un totale di 100 μL di EDP in ciascun topo.
6. Posiziona il topo in un cesto di recupero fodetratto con asciugamani e posizionato su un palco riscaldato a 37 °C.
7. Monitora il topo finché non esce dall'anestesia.

3. Preparazione all'intervento chirurgico

1. Prepara gli strumenti chirurgici.
   1. Assemblare un kit chirurgico con 2 pinze dentate, 1 pinza dritta affilata, 1 pinza ad angolo acuto, 1 porta a ago, forbici, almeno 3 retrattori magnetici auto-fermanti, 1 cuciatrice per pelle e 1 tappo in polipropilene.
   2. Aggiungere al kit una sutura intrecciata con acido poliglicolico 4-0 in modo sterile immediatamente prima dell'intervento.
   3. NOTA: anche le misure di sutura 3-0 o 5-0 sono sufficienti.
   4. Riempi il tappo di bottiglia in polipropilene con PBS 1X sterile riscaldato.
      NOTA: Una bottiglia sterile di 1X PBS viene conservata in un riscaldatore a 37 °C per le ricariche.
2. Prepara l'elastasi.
   1. Diluire 27 μL di 5,1 mg/mL (≥4,0 unità/mg di proteina) di elastasi pancreatica suina in 73 μL di PBS 1X per un volume finale di 100 μL per l'intervento chirurgico su 10 topi (10 μL/topo).
   2. Prepara la sala operatoria.
   3. Autoclave un becher di applicatori con punta di cotone, applicatori con punta di cotone affusolata e garze da 5 cm x 5 cm, che si posizionano accanto ai vassoii chirurgici prima dell'intervento.
   4. Posiziona un palco chirurgico magnetico su una borsa riscaldante impostata a 37 °C su un palco al microscopio. Fissa la borsa riscaldante sul palco del microscopio, ma lascia la componente magnetica libera per permettere il riposizionamento durante l'intervento.
   5. Metti un assorbente assorbente o un assorbente di carta assorbente sul cuscinetto riscaldante. Piega una garza da 5 cm x 5 cm a metà e posizionala sotto il cono nasale dell'anestesia.
   6. Posiziona un bicchiere da 30 mL riempito con agente depilatorio, un bicchiere da 30 mL riempito con povidone-iodio al 5%, un tubetto di lubrificante per gli occhi, nastro chirurgico, garze non sterili da 5 cm x 5 cm, applicatori non sterili con punta di cotone, tamponi sigillati da 5 cm x 5 cm, un rotolo di pellicola adesiva per il servizio alimentare e uno spruzzino al 70% di etanolo vicino all'area operatoria.
   7. Preleva buprenorfina a rilascio prolungato di 1,3 mg/mL in una siringa da 1 mL a un volume di 75 μL per topo, per una dose di 3,25 mg/kg in un topo da 30 g.
3. Prepara il topo per l'intervento.
   1. Misura e registra il peso del topo in grammi.
   2. Metti il topo nella camera di induzione dell'anestesia.
   3. Somministrare isoflurano inalata all'1,8−2% e ossigeno fino all'anestetizzazione del topo.
   4. Posizionare il topo in posizione supina su un palco riscaldato a 37 °C con il naso del topo inserito nel cono nasale dell'anestesia.
   5. Iniettare 75 μL di buprenorfina sottocutanea.
   6. Attacca gli arti posteriori al palco con del nastro adesivo.
   7. Applica un agente depilatore usando un applicatore con punta di cotone sull'addome e attendi 30 secondi.
   8. Rimuovi i peli addominali usando una garza di cotone da 5 cm x 5 cm.
   9. Applica lubrificante per gli occhi del topo.
   10. Applica il povidone-iodio sull'addome del topo usando una garza da 5 cm x 5 cm e lascia asciugare.
   11. Pulisci l'addome usando i tamponi alcolici da 5 cm x 5 cm. Riapplica il povidone-iodio e lascia asciugare.
   12. Testa l'anestesia pizzicando il dito del topo, assicurandoti che non risponda.
   13. Posiziona un foglio di pellicola adesiva per il servizio alimentari sopra la fase chirurgica.
   14. Spruzza la fase chirurgica con etanolo al 70% e lascia asciugare.
   15. Lavati le mani e indossa guanti chirurgici sterili.

4. Procedura chirurgica (7 giorni dopo la sensibilizzazione iniziale all'elastina)

1. Esponi l'aorta addominale.
   1. Fai un'incisione cutanea con forbici o bisturi lungo la linea addominale per ~3 cm, partendo da 0,5−1 cm cefalade fino al pene e estendendosi fino a 0,5 cm caudato fino allo xifoide.
   2. Afferra la pelle usando pinze dentate e tira delicatamente verso l'alto per identificare la linea alba, che apparirà come un piano avascolare tra i muscoli retti.
   3. Con le forbici, incisi la linea alba continuando a tirare verso l'alto sulla pelle. Fai attenzione a tagliare solo la linea alba, evitando strutture intra-addominali.
   4. Posizionare retrattori magnetici auto-reticenti, con uno che ritrae il lato destro della parete addominale, uno che ritrae il lato sinistro della parete addominale e uno che ritrae le strutture nella parte caudale dell'incisione, come la vescica e le vescicole seminali.
   5. Usando applicatori umidi con punta di cotone, eviscera l'intestino lontano da te e coprilo con una garza umida di 5 cm x 5 cm. In alternativa, inserisci l'intestino con una garza arrotolata e umidida da 5 cm sul lato sinistro dell'addome del topo.
      NOTA: A seconda dell'anatomia del topo e della posizione dei retrattori, l'intestino può essere eviscerato o compresso nella direzione opposta per una visualizzazione ottimale.
   6. Identificare la VCI e l'aorta addominale nella linea mediana posteriore.
   7. Utilizzando applicatori con punta di cotone, si entra nel retroperitoneo aprendo delicatamente il piano tissutale che copre le strutture vascolari posteriori.
      NOTA: La pressione diretta posteriormente sul tessuto di interesse, seguita dallo spostamento delle punte degli applicatori di cotone, esercita maggiori gradi di trazione. Per una trazione più delicata, ruota le punte degli applicatori di cotone in direzioni opposte.
   8. Posiziona i retrattori laterali più in profondità per ottenere una migliore trazione e visualizzazione dell'aorta.
   9. Continuare a utilizzare applicatori con punta di cotone per separare delicatamente l'aorta addominale IVC e infrarenale, evitando il rilascio degli attacchi laterali dell'aorta in questa fase.
   10. Continuare a sviluppare il piano tra la CVI e l'aorta finché non diventa visibile uno spazio triangolare tra l'aorta e la VCI (Figura 1).
       NOTA: Questo passaggio è generalmente più semplice da eseguire semplicemente con il caudad verso la vena renale sinistra.
   11. Utilizzando una dissezione smussata o una pinza appuntita, libera gli attacchi aortici laterali separando l'aorta dal tessuto connettivo e dalla muscolatura lombare a sinistra del topo.
   12. Posizionare le pinzeps affilate angolate nello spazio formato tra l'aorta e la VCI, e aprire e chiudere delicatamente le pinze in modo ripetuto per aprire gli attacchi posteriori dell'aorta.
   13. Utilizzando la stessa tecnica di apertura e chiusura, sviluppa il piano posteriore lungo l'aorta, lavorando dal cefalade al caudale.
   14. Ottieni un'immagine video micrometrica dell'intera aorta e salvala per l'analisi.
2. Applica elastasi perivascolare.
   1. Utilizzando una pipetta, si immergono 10 μL di soluzione di elastasi lungo tutta la lunghezza dell'aorta esposta.
      NOTA: Dissezionando solo i tessuti mediali e lateralmente all'aorta, emergerà una grondaia in cui si accumula l'elastasi.
   2. Posizionare delle garze umidite da 5 cm x 5 cm sull'addome aperto e lasciare che la soluzione di elastasi si incubi per 10 minuti.
   3. Rimuovere il tampone di garza e irrigare l'addome con PBS sterile 1X tre volte per rimuovere la soluzione residua di elastasi.
3. Chiudi l'addome.
   1. Riportare gli organi addominali alle loro posizioni originali. Osserva e rimuovi eventuali torsioni o pieghe intestinali.
   2. Usando pinze dentate, stacca il muscolo retto e la fascia dalla pelle per un lembo cutaneo di 0,25 cm.
   3. Chiudere la fascia addominale usando una sutura intrecciata con acido poliglicolico 4-0 (o simile) in modo semplice e scorrevole, facendo attenzione a incorporare gli angoli dell'incisione e percorrendo non più di 2 mm tra un morso e l'altro.
   4. Stretta insieme la pelle sovrastante usando 3−4 graffette.

5. Cure post-operatorie

1. Rimuovi il topo dalla fase chirurgica e mettilo in un cesto di recupero fodetratto con asciugamani e posizionalo su un palco riscaldato a 37 °C.
2. Monitora il topo finché non esce dall'anestesia.
3. Monitorare il topo ogni giorno dopo l'intervento per 4 giorni, annotando la salute generale e lo stato dell'incisione addominale.
4. Dopo l'intervento, eseguire un'ecografia ripetuta come descritto sopra per monitorare la crescita dell'aneurisma.
5. Rimuovi le graffette una settimana dopo l'intervento o al momento dell'ecografia della prima settimana.

6. Ripetizione della sensibilizzazione all'elastina (7 giorni dopo l'intervento di induzione per aneurisma)

1. Eseguire gli stessi passaggi descritti sopra per la sensibilizzazione iniziale all'elastina preparando la soluzione EDP nello stesso modo, con una singola sostituzione dell'adiuvante di Freund incompleto invece dell'adiuvante di Freund completo.

7. Procedure di prelievo dei tessuti

1. Prelevare i tessuti al giorno 21 postoperatorio per varie analisi.
2. Prepara il topo nello stesso modo in cui è stato fatto per l'intervento di induzione.
3. Esporre nuovamente l'aorta nello stesso modo fatto durante l'intervento di induzione, facendo attenzione a non danneggiare i campioni da raccogliere per le analisi istologiche.
   NOTA: A questo punto, il topo avrà sviluppato cicatrici adesive, quindi potrebbe essere necessario un uso maggiore della dissezione netta con pinze piuttosto che della dissezione smussata.
4. Ottieni immagini video di micrometria.
5. Esegui una puntura cardiaca per raccogliere sangue da analizzare e sopportare il topo.
6. Perfondi il topo per l'analisi indossando dispositivi di protezione individuale appropriati, inclusi guanti, protezione per gli occhi e mascherine.
   1. Se i tessuti sono destinati all'analisi della citometria a flusso (o simile), perfondere il ventricolo sinistro con 1X PBS senza dilatatore vascolare a 100−120 mm Hg per un volume di 8 mL.
   2. Se i tessuti sono destinati alle analisi PCR, perfusi il ventricolo sinistro con 1X PBS con dilatatore vascolare (0,1 mM di adenosina e 0,01 mM di nitroprusido di sodio) seguita da una soluzione di stabilizzazione a RNA.
   3. Se i tessuti sono destinati ad analisi istologiche, perfone il ventricolo sinistro con 1X PBS con un dilatatore vascolare, seguito da fosfato di formalina tamponato al 10%.
7. Preleva i tessuti desiderati, facendo attenzione a non danneggiare strutturalmente i tessuti destinati all'analisi istologica. Segna l'orientamento con punti di sutura o agenti di marcatura.

Risultati

Un totale di 28 maschi di topi C57BL/6J hanno seguito questo protocollo chirurgico, con una mortalità perioperatoria dovuta a una lesione IVC (3,6%). Ci sono state altre tre mortalità ritardate, una delle quali dovuta a un'ernia incisionale e le altre due per ragioni sconosciute, per un totale di sopravvivenza di 21 giorni dell'85,7%. Il tempo medio dall'induzione dell'anestesia alla fine della somministrazione dell'anestesia è stato di 46,4 ± 8,0 minuti. I topi di chirurgia finta hanno ...

Discussione

Da quando è stato descritto per la prima volta nei ratti nel 1990, il modello AAA a base di elastasi è stato modificato più volte e utilizzato in vari animali 10,19,20,21,22,23. Alcune delle modifiche includono la cannulazione aortica, che probabilmente aumenterà la mortalità e introdurrà un...

Materiali

Elenco dei materiali utilizzati in questo articolo

Nome	Azienda	Numero di catalogo	Commenti
1 mL Tuberculin Syringes	Becton Dickinson	309628
10% Buffered Formalin Phosphate	Fisher Chemical	SF100-4
70% Isopropyl Alcohol Swabs	Cardinal Health	S-16183
Angled sharp forceps	Dumont	I I25 I-35
AutoClip 9mm (Skin stapler)	MikRon	427630
Betadine	Atlantis Consumer Healthcare	67618-155-16
Cotton gauze pad	Dynarex Corporation	3223
Cotton tipped applicator	Puritan Medical Products	25-806 2WC
Elastase from porcine pancreas (≥4.0 units/mg protein)	Sigma-Aldrich	E1250	Conservato in soluzione acquosa a 4 °C
Elastase from mouse pancreas (4.75 units/mg protein)	Elastin Products Co., Inc.	MS838	Conservato in soluzione acquosa (0,1 mg in 1 mL PBS) a 4 °C
Elastin	MP Biomedicals	101636	Conservato in soluzione acquosa a 4 °C
Enersight Desktop Software	Leica	https://www.leica-microsystems.com/products/microscope-software/p/enersight/
Ethiqa XR (extended release buprenorphine)	Fidelis	NDC 86084-100-30
Eye lubricant	OptixCare	Opx-4242
Flexacam i5 (Stereo)	Leica	https://www.leica-microsystems.com/products/microscope-cameras/p/12730536-leica/
Freund’s complete adjuvant	MP Biomedicals	642851	Conservato in soluzione acquosa a 4 °C
Freund’s incomplete adjuvant	MP Biomedicals	642861	Conservato in soluzione acquosa a 4 °C
Gloves (Sterile)	Encore	7824PF
Hypodermic Needles (23 G)	Becton Dickinson	305145
Hypodermic Needles (27 G)	Becton Dickinson	305109
Isospire (Isoflurane)	Dechra Veterinary	07-894-8943
Labeling Tape	Fisher Scientific	15959
Masks	Dukal Corp.	1540
Needle driver	Scanlan	6006-36
Omnicon F/air Anesthetic Gas Canister	A.M. Bickford Inc.	80120
Press'N Seal	Glad	12587704417
RC2 Rodent Circuit Controller	VetEquip Incorporated	922100
RNAlater Stabilization solution	ThermoFisher Scientific	AM7021
Scissors	Fine Science Tools	14005-12
Skin staples (clips)	MikRon	205016
Small Rodent Warmer Heater	Stoelting	53851
Small Rodent Warmer Stage	Stoelting	53812
Stereo Microscope M60	Leica	https://www.leica-microsystems.com/products/light-microscopes/stereo-microscopes/p/leica-m80/
Straight sharp forceps	Dumont	I I 25 I-30
SurgiSuite self-retaining magnetic retractor set and stage	Kent Scientific	13-005-180
Tahoe Portable Oxygen Concentrator	Vetland Medical	595-2300A
Toothed forceps	Fine Science Tools	11043-08, 11042-08
Vevo 2100 Ultrasound	FUJIFILM Visualsonics	EDU00496
Visorb polyglycolic acid suture	CP Medical	397A
VWR Absorbents	VWR	95057-860