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Articolo metodologico

Un protocollo ottimizzato per il modello di stenosi della valvola aortica indotta da filoguida nei topi

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DOI:

10.3791/72218

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21 agosto 2026

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1Laboratory of Cardiac Structure and Function, Institute of Cardiovascular Diseases, West China Hospital, Sichuan University, 2Department of Cardiology, West China Hospital, Sichuan University, 3Cardiac Structure and Function Research Key Laboratory of Sichuan Province, West China Hospital, Sichuan University

* These authors contributed equally

In questo articolo

Sommario

Questo protocollo descrive un modello ottimizzato di stenosi aortica indotta da guida introduttiva in topi C57BL/6. Una piattaforma vascolare di supporto personalizzata, realizzata mediante stampa 3D, consente un controllo preciso dell'emorragia, ottenendo una sopravvivenza del 95% a 24 ore (19/20) e un successo complessivo del modello del 90% a 4 settimane (18/20).

Abstract

La stenosi della valvola aortica (AVS) è una grave malattia cardiovascolare la cui prevalenza aumenta nelle popolazioni anziane, tuttavia la scarsità di tessuto valvolare malato limita fortemente gli studi meccanicistici e lo sviluppo di terapie. Questo protocollo stabilisce e ottimizza un modello murino riproducibile di stenosi della valvola aortica, migliorando il metodo di lesione valvolare indotta da guida metallica di Honda attraverso una gestione controllata dell'emorragia. Topi C57BL/6 maschi e femmine vengono sottoposti a lesione della valvola aortica indotta da guida metallica; la procedura viene affinata mediante una piattaforma di supporto vascolare personalizzata, stampata in 3D, che consente un controllo preciso dell'emorragia durante l'inserimento e il ritiro della guida. I parametri di valutazione includono la sopravvivenza a 24 ore, la valutazione ecocardiografica a 4 settimane e la conferma istopatologica. Il protocollo ottimizzato raggiunge una percentuale di sopravvivenza del 95% a 24 ore (19 su 20 animali); tra i sopravvissuti, il 94,7% (18 su 19) soddisfa il criterio emodinamico predeterminato di successo a 4 settimane, con un tasso complessivo di successo del modello del 90% (18 su 20 animali), confermato mediante analisi ecocardiografica e istologica. Questo modello standardizzato fornisce una piattaforma affidabile e riproducibile per lo studio dei meccanismi di degenerazione valvolare e per la valutazione di potenziali interventi terapeutici.

Introduzione

Le malattie valvolari cardiache rimangono un peso considerevole per i sistemi sanitari sia nei paesi sviluppati che in quelli in via di sviluppo, con una prevalenza in aumento parallela all'invecchiamento della popolazione1. Sebbene l'implantazione percutanea della valvola aortica (TAVI) abbia trasformato il trattamento della stenosi aortica severa2,3, i meccanismi cellulari e molecolari alla base della degenerazione valvolare non sono ancora completamente compresi, e non esiste alcuna terapia farmacologica approvata in grado di rallentare o invertire la progressione della malattia4,5. Un ostacolo centrale nella ricerca sulle malattie valvolari è la limitata disponibilità di tessuto malato per lo studio6,7. Ottenere campioni di valvola aortica umana in quantità sufficiente è difficile, e anche i modelli animali in grado di riprodurre in modo affidabile le alterazioni patologiche delle valvole sono stati altrettanto rari8. Questa lacuna ha stimolato sforzi continui volti a sviluppare modelli animali che riproducano le caratteristiche emodinamiche e istologiche della stenosi valvolare aortica (AVS).

Gli approcci dietetici convenzionali, come l'alimentazione prolungata ad alto contenuto di grassi nei topi ApoE⁻/⁻, richiedono 20–24 settimane e presentano bassi tassi di successo, con solo una minoranza di animali che sviluppa un fenotipo stenosico definitivo9,10,11,12. Il modello di lesione valvolare indotta da guida-filo descritto da Honda et al. ha affrontato molte di queste limitazioni provocando meccanicamente lesioni alle cuspidi valvolari mediante accesso all'arteria carotidea13. La tecnica originale prevede dissezione dell'arteria carotidea, passaggio retrogrado del filo guida fino alla valvola aortica, ripetuti graffi sulle cuspidi e rotazione del filo, producendo rapidi cambiamenti emodinamici entro pochi giorni e un fenotipo stenosico stabile entro 4 settimane13,14,15,16. Grazie alla sua relativa rapidità e diretta efficacia, il metodo Honda è stato ampiamente adottato nelle recenti ricerche sulle valvole. Tuttavia, permangono alcune importanti lacune. I dettagli procedurali completi non sono stati pienamente documentati in letteratura, manca una standardizzazione tra i laboratori e il ruolo del controllo dell'emorragia—un fattore determinante importante della morbilità perioperatoria in questo modello—non è mai stato affrontato sistematicamente. Queste incongruenze riducono la riproducibilità e limitano la traslazionalità clinica.

Si è ipotizzato che un'ottimizzazione sistematica del controllo dell'emorragia potesse migliorare in modo significativo la sopravvivenza perioperatoria e l'affidabilità del modello. Questo protocollo presenta un approccio perfezionato e standardizzato, sviluppato a partire dal metodo Honda, che introduce una piattaforma di sostegno vascolare personalizzata, realizzata mediante stampa 3D. Il dispositivo consente una tensione longitudinale regolabile sull'arteria carotidea, garantendo un'emostasi temporanea completa durante l'inserimento e il ritiro del filo guida, senza schiacciare il vaso. Con questo approccio, il protocollo ottimizzato raggiunge una percentuale di sopravvivenza del 95% a 24 ore (19 su 20 animali); tra i sopravvissuti, il 94,7% (18 su 19) soddisfa il criterio predefinito di successo emodinamico a 4 settimane, con un tasso complessivo di successo del modello del 90% (18 su 20 animali). Viene fornita una documentazione dettagliata passo dopo passo della procedura per facilitarne la riproducibilità tra diversi laboratori.

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Protocollo

NOTA: Tutte le procedure sugli animali descritte in questo protocollo sono state eseguite in conformità con le linee guida per la Cura e l'Utilizzo degli Animali da Laboratorio e sono state approvate dal Comitato Istituzionale per la Cura e l'Uso degli Animali (IACUC) dell'Ospedale di West China (Protocollo n. 20240311055). Sono stati utilizzati topi maschi C57BL/6 (8–10 settimane; circa 22–25 g) e topi femmine C57BL/6 (8–10 settimane; circa 18–20 g). Tutti i materiali, reagenti, strumenti, software e dispositivi personalizzati utilizzati in questo protocollo, inclusa la piattaforma di supporto vascolare personalizzata stampata in 3D, sono elencati nella Tabella dei Materiali.

1. Preparazione preoperatoria e incisione chirurgica

  1. Anestetizzare il topo utilizzando isoflurano (3% per l'induzione, 1,5–2% per il mantenimento) vaporizzato in ossigeno al 100%. Verificare la profondità anestetica adeguata controllando l'assenza del riflesso di ritrazione plantare (pinzata delle dita dei piedi).
    ATTENZIONE: L'isoflurano è un anestetico volatile. Utilizzarlo con un sistema attivo di aspirazione o in un'area ben ventilata, indossare dispositivi di protezione individuale appropriati e seguire le procedure di sicurezza dell'istituto.
  2. Applicare un unguento oftalmico su entrambi gli occhi. Posizionare il topo in posizione supina su una piattaforma chirurgica regolata termicamente mantenuta a 37 °C.
  3. Preparare la sede chirurgica rimuovendo il pelo dalla regione cervicale anteriore con una crema depilatoria chimica.
  4. Disinfettare la cute con tre cicli alternati di povidone-iodio (o clorexidina) ed alcol al 70% (o soluzione fisiologica sterile tiepida), terminando con l'antisettico.
  5. Infiltrare lidocaina allo 0,5% per via sottocutanea lungo la linea prevista per l'incisione al fine di ottenere un'analgesia locale preventiva.
  6. Praticare quindi un'incisione cutanea longitudinale mediana (di circa 1,0–1,5 cm) sul collo anteriore, posizionata leggermente a destra della linea mediana tracheale, utilizzando forbici microchirurgiche.
    ATTENZIONE: Forbici microchirurgiche, aghi, fili guida e altri oggetti appuntiti possono causare lesioni. Manipolarli con attenzione e smaltire gli oggetti appuntiti usati in appositi contenitori omologati.

2. Isolamento del vaso e posizionamento del punto di sutura

  1. Sotto un microscopio stereoscopico chirurgico, esporre l'arteria carotide comune destra (RCCA) mediante dissezione ottusa attraverso i tessuti fasciali e muscolari sovrastanti. Separare con attenzione la RCCA dal nervo vago adiacente e dai tessuti connettivi circostanti, avendo cura di evitare irritazioni meccaniche del nervo vago.
    NOTA: Mantenere le ghiandole salivari e i tessuti esposti costantemente umidi con soluzione salina sterile tiepida per tutta la durata dell'intervento, al fine di prevenire la disidratazione.
  2. Legare in modo permanente l'estremità distale della RCCA con un punto di sutura in seta 6-0, annodato in un nodo sicuro e non scorrevole.
  3. Posizionare un nodo scorsoio lento in seta 6-0 attorno al segmento prossimale della RCCA, lasciandolo non stretto per un uso successivo durante l'inserimento del filo guida.

3. Applicazione della piattaforma e arteriotomia

NOTA: Prima dell'intervento chirurgico, sterilizzare la piattaforma stampata in 3D utilizzando gas ossido di etilene (EtO), seguito da un'adeguata aerazione, e sterilizzare tutti gli strumenti chirurgici metallici mediante autoclave.

ATTENZIONE: L'ossido di etilene è tossico, infiammabile e cancerogeno. Utilizzare la sterilizzazione con EtO esclusivamente in impianti autorizzati, consentire un'adeguata aerazione e seguire le procedure istituzionali per lo smaltimento dei rifiuti.

  1. Inserire con attenzione la piattaforma di sostegno vascolare stampata in 3D al di sotto del segmento isolato della RCCA, posizionando l'apice a forma di V capovolta direttamente sotto il vaso.
  2. Regolare lentamente la piattaforma per aumentare la tensione longitudinale sulla RCCA agganciando i punti pre-posizionati nelle scanalature laterali progressivamente più alte.
    NOTA: L'apice a forma di V capovolta è progettato con un angolo di 120° per adattarsi alla curvatura del vaso senza schiacciarne la parete. Arrestare l'aumento della tensione nel preciso punto in cui il polso arterioso non è più visivamente percepibile. Questo punto finale visivo critico garantisce un'emostasi temporanea senza provocare danni eccessivi al vaso.
  3. Eseguire una piccola arteriotomia trasversale (circa metà della circonferenza del vaso) sul segmento di RCCA stabilizzato utilizzando forbici microchirurgiche. Deve verificarsi un'emorragia minima o nulla se la tensione è stata impostata correttamente.

4. Inserimento del guidewire e lesione della valvola

  1. Sotto visualizzazione microscopica, inserire il filo guida (diametro di 0,014 pollici / 0,36 mm) nel lume arterioso attraverso l'arteriotomia trasversa in direzione retrograda verso la radice aortica.
    NOTA: Questo calibro è standard nei modelli pubblicati di lesione da filo guida e approssima il diametro luminale della RCCA murina (~0,4–0,5 mm), determinando un rapporto filo guida/vaso di circa 0,7–0,9.
    ATTENZIONE: Il filo guida può perforare i vasi o i tessuti circostanti. Avanzare lentamente sotto visualizzazione e smaltire i fili guida usati come materiale tagliente o rifiuto chirurgico contaminato.
  2. Stringere il nodo scorsoio prossimale precedentemente posizionato attorno sia al vaso che al filo guida per ottenere un'emostasi completa nel sito di inserzione. Una volta fissato il nodo scorsoio, rimuovere con attenzione la piattaforma stampata in 3D da sotto il vaso.
    NOTA: Se si verifica un sanguinamento imprevisto durante l'inserzione, o se il diametro del filo guida genera un'eccessiva frizione, riposizionare temporaneamente la piattaforma per assistere nell'emostasi, oppure ridurre leggermente la tensione della piattaforma per permettere al lume vascolare di espandersi prima di riprovare l'inserzione.
  3. Avanzare con attenzione il filo guida in direzione retrograda attraverso la RCCA, oltre l'arco aortico e verso la valvola aortica. Con guida ecocardiografica in tempo reale, confermare che la punta del filo guida abbia attraversato la valvola aortica ed entri nel ventricolo sinistro.
  4. Con il nodo scorsoio prossimale completamente stretto per mantenere l'emostasi, eseguire la lesione meccanica della valvola effettuando 100 movimenti di spinta-trazione (avanti e indietro) attraverso la valvola aortica, seguiti da 100 movimenti rotazionali del filo guida contro le cuspidi valvolari.
    NOTA: I 100 movimenti di spinta-trazione e i 100 movimenti rotazionali sono stati stabiliti attraverso un'ampia ottimizzazione interna come il numero che meglio bilancia la durata della procedura con un'induzione affidabile di una stenosi emodinamicamente significativa.

5. Rimozione del guidacavo e chiusura della ferita

  1. Al termine della lesione della valvola, ritirare lentamente il filo guida dal vaso.
  2. Convertire immediatamente il nodo scorsoio prossimale in un nodo solido non scorrevole per legare l'arteria carotide comune prossimale (RCCA) e prevenire qualsiasi emorragia post-procedurale.
  3. Chiudere l'incisione cutanea con punti separati in nylon 5-0 o con graffe chirurgiche.
  4. Non somministrare farmaci anti-infiammatori non steroidei (NSAID) post-operatori. Non somministrare antibiotici perioperatori, poiché la procedura viene eseguita in condizioni asettiche.
  5. Trasferire l'animale in una gabbia di recupero pulita e riscaldata e monitorarlo continuamente fino al ripristino completo della deambulazione.

6. Valutazione ecocardiografica dell'emodinamica transvalvolare

  1. Eseguire valutazioni ecocardiografiche su tutti i topi sopravvissuti a 4 settimane dall'intervento chirurgico per valutare la gravità della stenosi aortica.
  2. Indurre l'anestesia posizionando l'animale in una camera di induzione con il 3% di isoflurano in ossigeno al 100%. Verificare la profondità anestetica controllando la perdita del riflesso di ritrazione plantare. Depilare la parete toracica anteriore utilizzando una crema chimica per la rimozione dei peli. Applicare un unguento oftalmico su entrambi gli occhi per prevenire la desiccazione corneale.
  3. Trasferire il topo anestetizzato su una piattaforma di imaging regolata termicamente, posizionandolo in posizione supina.
  4. Fissare le zampe agli elettrodi dell'elettrocardiogramma (ECG) superficiali per un monitoraggio continuo della frequenza cardiaca. Titolare la concentrazione di isoflurano (tipicamente 1,0–1,5%) per mantenere una frequenza cardiaca fisiologica stabile di 450–550 battiti al minuto.
  5. Pulire la parete toracica anteriore e applicare uno strato abbondante di gel acustico preriscaldato.
  6. Acquisizione dell'immagine in modo B
    1. Utilizzando un sistema ecografico Vevo 3100 con una sonda MX550D (40 MHz), premere il tasto B-Mode per iniziare l'acquisizione in tempo reale di immagini bidimensionali.
    2. Posizionare la sonda in posizione parasternale sinistra per ottenere una vista longitudinale parasternale del ventricolo sinistro, della valvola aortica e dell'aorta ascendente. Ottimizzare profondità, larghezza e guadagno in 2D.
  7. Acquisizione in modo M e misurazione del ventricolo sinistro
    1. Dalla vista longitudinale parasternale, premere il tasto M-Mode. Posizionare la linea di campionamento attraverso il ventricolo sinistro al livello dei muscoli papillari.
    2. Premere Avvia per iniziare l'acquisizione. Una volta ottenuta una traccia stabile che copra almeno tre cicli cardiaci, premere Salva.
    3. In Vevo LAB, utilizzare lo strumento Tracciamento VS (LV Trace) per delineare l'endocardio in fine diastole e in fine sistole, e registrare le dimensioni interne del ventricolo sinistro, lo spessore delle pareti anteriore e posteriore (LVAWd, LVPWd) e la massa del ventricolo sinistro.
  8. Riposizionare e inclinare la sonda per acquisire una vista dedicata dell'arco aortico.
    ​NOTA: Ottenere questa specifica vista dell'arco aortico è essenziale per misurazioni accurate della velocità transvalvolare, poiché garantisce un allineamento ottimale del fascio ultrasuonico con la direzione del flusso ematico attraverso la valvola aortica.
  9. Valutazione con Doppler a colori
    1. Dalla vista dell'arco aortico, premere il tasto Color. Posizionare la finestra di colore sulla valvola aortica e sulla porzione prossimale dell'aorta ascendente.
    2. Regolare la scala del colore e il guadagno in modo che il getto sistolico sia chiaramente visibile senza aliasing. Premere Avvia, quindi Salva.
  10. Misurazione della velocità con Doppler ad onda pulsata
    1. Premere il tasto Doppler ad onda pulsata (PW Doppler). Posizionare la porta del volume di campionamento nel punto più stretto del getto (vena contracta) e applicare la correzione angolare (<60°).
    2. Premere Avvia per iniziare la traccia spettrale; una volta registrati almeno tre cicli cardiaci, premere Salva. In Vevo LAB, misurare la velocità transvalvolare di picco con lo strumento Velocità di Picco (Peak Velocity), mediando almeno tre cicli.

7. Elaborazione istologica e colorazione della radice aortica

  1. Dopo la valutazione ecocardiografica, confermare un'anestesia profonda verificando l'assenza completa del riflesso di ritrazione plantare. Eseguire la dislocazione cervicale come metodo secondario di eutanasia, in conformità con le AVMA Guidelines for the Euthanasia of Animals (edizione 2020) e i protocolli approvati a livello istituzionale.
    ATTENZIONE: Le carcasse animali, i tessuti escissi e i materiali contaminati con sangue sono rifiuti biologici/animali. Smaltirli secondo le normative istituzionali di biosicurezza e dei laboratori animali.
  2. Eseguire una toracotomia utilizzando microbisturi chirurgici per esporre il cuore.
  3. Inserire un ago per la perfusione all'apice del ventricolo sinistro e lavare la circolazione sistemica con soluzione salina tamponata al fosfato (PBS) sterile e fredda. Una perfusione efficace è indicata dall'ispallidimento del fegato e dei polmoni.
  4. Escindere il cuore integro e immergerlo in paraformaldeide al 4% (PFA) a temperatura ambiente per un minimo di 24 ore per garantire una fissazione completa.
    ATTENZIONE: La paraformaldeide è tossica e irritante. Manipolare la PFA al 4% in una cappa chimica con dispositivi di protezione individuale adeguati e smaltire i rifiuti di PFA come rifiuti chimici pericolosi.
  5. Trasferire il tessuto fissato in un processore automatico per tessuti per una disidratazione sequenziale mediante una serie di etanolo a gradazione crescente, seguita da chiarificazione con xilene e infiltrazione con paraffina a 65 °C.
    ATTENZIONE: Lo xilene è infiammabile e tossico, e la paraffina calda può causare ustioni. Manipolare lo xilene in una cappa o in un processore approvato e smaltire i rifiuti contenenti xilene come rifiuti chimici pericolosi.
  6. Incorporare i cuori processati in blocchi di paraffina.
    NOTA: L'orientamento corretto del cuore durante l'incorporazione è fondamentale. Posizionare il cuore in modo da consentire sezioni trasversali attraverso la radice aortica al livello delle tre cuspidi valvolari.
  7. Utilizzando un microtomo rotativo, tagliare sezioni trasversali seriali di spessore 4–5 µm attraverso il piano della valvola aortica, assicurandosi di includere tutte e tre le cuspidi. Montare le sezioni su vetrini di vetro e conservarle a temperatura ambiente.
  8. Eseguire la colorazione con Ematossilina ed Eosina (H&E) su alcuni vetrini selezionati per valutare la morfologia del tessuto, il rimodellamento strutturale e lo spessore delle cuspidi valvolari.
  9. Eseguire la colorazione di Von Kossa su sezioni seriali adiacenti per rilevare e quantificare la calcificazione distrofica, identificabile come depositi minerali di colore marrone scuro fino al nero all'interno delle cuspidi valvolari.

8. Procedura chirurgica fittizia

NOTA: Questa sezione descrive la procedura di controllo Sham. I topi Sham vengono sottoposti alla stessa anestesia, preparazione della cute, esposizione del vaso, arteriotomia e inserimento retrogrado del filo guida del gruppo con lesione da filo aortico (AWI); il filo guida viene avanzato fino al livello sopravalvolare ma non viene fatto passare oltre la valvola aortica, e non viene effettuata alcuna lesione meccanica della valvola.

  1. Anestetizzare il topo e preparare il campo operatorio come descritto nei passaggi da 1.1 a 1.5.
  2. Sotto visualizzazione al microscopio stereoscopico, esporre la RCCA mediante dissezione tronca come descritto al passaggio 2.1.
  3. Ligare in modo permanente l'estremità distale della RCCA con un filo di seta 6-0 e posizionare un nodo scorsoio prossimale lasso (come nei passaggi 2.2–2.3).
  4. Eseguire l'arteriotomia trasversale e inserire il filo guida come descritto nei passaggi da 3.1 a 4.2.
  5. Avanzare il filo guida in direzione retrograda fino al livello sopravalvolare dell'aorta ascendente sotto guida ecocardiografica, confermando che la punta del filo guida NON attraversi la valvola aortica.
    NOTA: NON eseguire le manovre di lesione valvolare di spinta-trazione o rotazione descritte al passaggio 4.4. Ritirare il filo guida e legare immediatamente la RCCA prossimale come descritto nei passaggi da 5.1 a 5.2.
  6. Chiudere l'incisione cutanea con punti separati in nylon 5-0 o clip per ferite.
    NOTA: Come nel gruppo AWI, l'analgesia intraoperatoria viene fornita mediante infiltrazione locale di lidocaina (passaggio 1.5). Trasferire l'animale in una gabbia riscaldata per il recupero e monitorarlo fino a quando non sia completamente deambulante.
  7. Sottoporre i topi Sham allo stesso monitoraggio post-operatorio, valutazione ecocardiografica a 4 settimane ed elaborazione istologica del gruppo AWI.

9. Analisi statistica e progettazione dello studio

  1. Per tutta la durata dello studio, 20 topi (10 maschi, 10 femmine) sono stati sottoposti alla procedura AWI e 6 topi C57BL/6 (3 maschi, 3 femmine) alla procedura Sham.
  2. Misurare la velocità massima transvalvolare (il criterio che definisce il successo del modello) in tutti gli animali sopravvissuti (19 AWI, 6 Sham).
  3. Analizzare gli indici ecocardiografici e istologici dettagliati in un sottogruppo predefinito e bilanciato per sesso di 6 topi AWI (3 maschi, 3 femmine).
  4. Garantire che tutte le misurazioni ecocardiografiche e istologiche siano effettuate da ricercatori ciechi rispetto all'assegnazione dei gruppi.
  5. Valutare la normalità dei dati mediante il test di Shapiro-Wilk prima di effettuare test parametrici. Confrontare i due gruppi indipendenti (AWI rispetto a Sham) utilizzando un test t di Student non appaiato a due code.
  6. Analizzare e rappresentare i dati di sopravvivenza utilizzando il metodo di Kaplan-Meier.
  7. Eseguire tutte le analisi con GraphPad Prism. Presentare i dati come media ± SEM, considerando statisticamente significativo un valore di p < 0,05.

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Risultati

Sviluppo di una piattaforma stampata in 3D per il controllo dell'emorragia

Per affrontare l'emorragia perioperatoria—la principale causa di morbosità e mortalità nel modello convenzionale di AVS indotta da guida metallica—è stata progettata una piattaforma di supporto vascolare stampata in 3D (Figura 1). La piattaforma è stata realizzata mediante stampa stereolitografica (SLA) utilizzando una resina fotopolimerica biocompatibile (conforme alle nor...

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Discussione

Questo protocollo fornisce una descrizione dettagliata di un modello animale stabile e sicuro di stenosi aortica. Una caratteristica di questo approccio è una piattaforma ausiliaria che facilita l'inserimento del filo guida nell'arteria carotidea comune. La piattaforma viene realizzata mediante stampa stereolitografica (SLA) partendo da una resina fotopolimerica biocompatibile (spessore strutturale 1,07 mm) e incorpora una superficie apicale a forma di V capovolta con un angolo al vertice di 120°; il file completo del pr...

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Dichiarazioni

Gli autori dichiarano di non avere interessi finanziari in conflitto né conflitti di interessi.

Ringraziamenti

Questo lavoro è stato sostenuto dal Progetto Nazionale di Grande Rilevanza Scientifica e Tecnologica sulle Malattie Croniche Non Trasmissibili (2026ZD0554300); dalla Fondazione Nazionale delle Scienze Naturali della Cina (U23A20395, 82170375, 82500455); dalla Fondazione delle Scienze Naturali della Provincia di Sichuan (2026NSFSC0552); dai Fondi per la Ricerca Fondamentale delle Università Centrali; dai Progetti Scientifici e Tecnologici della Regione Autonoma del Tibet, Cina (XZ202501ZY0120); e dal Progetto «1.3·5» dell'Ospedale di West China, Università di Sichuan (ZYGD23021, 23HXFH009). Gli autori ringraziano Qipu Feng (Centro per gli Esperimenti sugli Animali, Ospedale di West China, Università di Sichuan) per l'assistenza nell'ecografia su piccoli animali.

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Materiali

Elenco dei materiali utilizzati in questo articolo
NomeAziendaNumero di catalogoCommenti
Piattaforma di supporto vascolare stampata in 3DPersonalizzatoN/DPiattaforma di supporto vascolare personalizzata stampata in 3D; file CAD supplementare fornito in formato .stp.
Paraformaldeide al 4%ServicebioG1101-3MLFissazione dei tessuti
Chirurgia in nylon 5-0Jinhuan MedicalF503Chiusura cutanea mediante punti separati
Chirurgia in seta 6-0Jinhuan MedicalRC411Ligatura permanente della RCCA distale e nodo scorrevole prossimale
Gel di accoppiamento acustico (pre-riscaldato)KepplerKL-250Ecocardiografia
Resina fotopolimerizzabile biocompatibileFormlabsRS-F2-BMCL-01Materiale per stampa SLA utilizzato per realizzare la piattaforma di supporto vascolare personalizzata stampata in 3D.
Topi C57BL/6 (8–10 settimane; maschi 22–25 g, femmine 18–20 g)GemPharmatechC57BL/6Entrambi i sessi utilizzati; mantenuti in condizioni standard
Gas di ossido di etileneStruttura istituzionale di sterilizzazioneN/DSterilizzazione della piattaforma di supporto vascolare personalizzata stampata in 3D.
FreeCADFreeCAD Project Association1.1.1Visualizzazione CAD e generazione del disegno strutturale 3D a partire dal file .stp.
GraphPad PrismGraphPad Software9.0Analisi statistica e creazione di grafici
Filo guida, diametro 0,014 polliciBoston ScientificH749393071900Lesione meccanica della valvola aortica
Kit di colorazione Ematossilina ed Eosina (H&E)BeyotimeC0105SMorfologia e spessore delle cuspidi
IsofluranoRWD Life ScienceR510-22-2Induzione al 3%; mantenimento al 1,5–2% in O2 al 100%
LidocainaShijiazhuang Pharmaceutical GroupH14024045Infiltrazione locale preventiva nel sito dell'incisione (0,5%, passaggio 1,5)
Forbici microchirurgicheRWD Life ScienceF11022-11Incisione cutanea, arteriotomia, toracotomia
Trasduttore MX550D (40 MHz)FUJIFILM VisualSonicsMX550DEcocardiografia
Crema depilatoria NairNair255 gPer la depilazione della regione cervicale anteriore e della parete toracica
Soluzione salina tamponata al fosfato (PBS)ServicebioG4202-100MLPerfusione
Microtomo rotativoLeica BiosystemsRM2125 RTSTaglio in serie a 4–5 µm
Stereomicroscopio (chirurgico)OlympusSZX7Isolamento dei vasi e microchirurgia
Sistema ad ultrasuoni ad alta risoluzione Vevo 3100FUJIFILM VisualSonicsVevo 3100Ecocardiografia
Kit di colorazione di Von KossaServicebioG1043-20MLRilevamento della calcificazione distrofica
XileneNanjing Chemical Reagent Co., Ltd.C0430530209Chiarificazione dei tessuti durante la lavorazione in paraffina.

Riferimenti

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