Sistema ottico per la valutazione della meccanica atriale e ventricolare in cuori di topo perfusi secondo il metodo di Langendorff

Jorge Armenta Valenzuela; Jesús Rodríguez González

doi:10.3791/72264

Articolo metodologico

Sistema ottico per la valutazione della meccanica atriale e ventricolare in cuori di topo perfusi secondo il metodo di Langendorff

DOI:

10.3791/72264

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14 agosto 2026

Jorge Armenta Valenzuela^*¹ , Jesús Rodríguez González^*¹

¹Centro de Investigación y de Estudios Avanzados del IPN, Unidad Monterrey

^* These authors contributed equally

In questo articolo

Sommario

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Questo protocollo descrive la procedura per l'estrazione e la cannullazione del cuore di topo, nonché la preparazione e la configurazione del sistema di perfusione retrograda di Langendorff. L'allestimento sperimentale è abbinato a un sistema ottico ad alta risoluzione progettato per valutare le risposte meccaniche delle atria e dei ventricoli mantenendone la dinamica naturale.

Abstract

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Il cuore di topo rappresenta un modello ampiamente utilizzato nella ricerca cardiovascolare, grazie ai progressi nelle tecnologie ingegneristiche. Tuttavia, la valutazione della contrattilità atriale e ventricolare rimane difficoltosa a causa delle piccole dimensioni del cuore di topo. Questo studio presenta una nuova metodologia per valutare la contrattilità e la frequenza cardiaca in un cuore isolato e integro. L'uso di un cuore di topo perfuso con il metodo di Langendorff in combinazione con un sistema ottico ad alta risoluzione consente di valutare la contrattilità atriale e ventricolare. L'allestimento sperimentale affronta le difficoltà legate alle piccole dimensioni del cuore e alle elevate frequenze di contrazione, pur acquisendo segnali ad alta risoluzione. La sincronizzazione tra la frequenza dello stimolo e la frequenza di contrazione cardiaca nell'intervallo compreso tra 420 e 660 battiti al minuto (bpm) è risultata coerente con i risultati ottenuti con il metodo auxotonico. Inoltre, le misurazioni dell'accorciamento ventricolare e dei segnali dinamici atriali permettono di determinare la contrazione atrioventricolare. Questo metodo è adatto per valutare la contrattilità e la frequenza cardiaca in un cuore isolato e integro, senza influenze farmacologiche o sistemiche. Questi risultati dimostrano che il sistema ottico consente di misurare le risposte di accorciamento ventricolare e atriale.

Introduzione

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

C'è molto da scoprire nella fisiologia cardiaca; processi chiave, come la generazione del ritmo cardiaco e l'accoppiamento eccitazione-contrazione, rappresentano principi fondamentali oggetto di continue ricerche¹. Sebbene gli effetti del rumore biologico sulla contrattilità cardiaca² e sull'attività di generazione del ritmo siano ancora poco compresi¹, nuovi metodi di imaging ottico hanno permesso di formulare nuovi paradigmi³^,⁴.

Due metodologie sperimentali che utilizzano il sistema di Langendorff hanno fornito contributi inestimabili alla misurazione della funzione cardiaca. In primo luogo, il metodo di contrazione isovolumica, in cui un segnale viene ottenuto mediante un piccolo palloncino inserito nel ventricolo sinistro⁵^,⁶^,⁷. In secondo luogo, il metodo di registrazione auxotonica, in cui un segnale viene ottenuto cucendo un'estremità di un filo all'apice del cuore e l'altra estremità a un dispositivo meccanico di registrazione per misurare le contrazioni auxotoniche lungo l'asse del cuore²^,⁸. Tuttavia, valutare la contrattilità atriale e ventricolare nel cuore del topo è difficoltoso a causa delle sue ridotte dimensioni. Inoltre, la preparazione richiede un certo grado di delicatezza, poiché il cuore è suscettibile a lesioni⁹^,¹⁰^,¹¹^,¹²^,¹³.

Il sistema ottico per la valutazione della dinamica meccanica dei cuori di topo presenta diverse caratteristiche e vantaggi innovativi. Innanzitutto, questo metodo è adatto per valutare la contrattilità e la frequenza cardiaca in un cuore isolato e integro, in assenza di influenze farmacologiche o sistemiche. Il protocollo potrebbe inoltre essere impiegato efficacemente in esperimenti volti a studiare il danno da ischemia-riperfusione durante l'analisi di trattamenti farmacologici, di rigenerazione cellulare o basati sulla terapia ossigenica.

In questo articolo, presentiamo un protocollo per la registrazione di parametri biofisici della funzione contrattile del cuore di topo mediante un sistema ottico ad alta risoluzione. Questo metodo consente di valutare la contrattilità e la frequenza cardiaca in un cuore isolato e integro. Inoltre, permette di analizzare la contrattilità atriale e ventricolare. La preparazione del cuore di topo secondo Langendorff presenta un perfezionamento che include una leggera modifica per minimizzare la perdita di temperatura del perfusato e gli artefatti dovuti al movimento, senza inibire le contrazioni muscolari.

Protocollo

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Tutte le procedure sugli animali sono state condotte in conformità con le normative federali per la sperimentazione e la cura degli animali ed sono state approvate dal Comitato per la Cura degli Animali del CINVESTAV (CINVESTAV Zacatenco, D.F., Messico). In questo studio, sono stati utilizzati topi maschi C57BL/6J, del peso di 28–34 g e di età compresa tra 8 e 14 settimane. Tutti i materiali e l'attrezzatura utilizzati nel protocollo sono elencati nella Tabella dei Materiali. I File Supplementari 1–11 forniscono diagrammi illustrativi, guide software, programmi di analisi, dati di stimolazione e file applicativi per il protocollo.

1. Preparazione delle soluzioni madri

Preparare in anticipo due soluzioni stock e conservarle in frigorifero a 4 °C: (1) Soluzione Stock I, 1 L (in acqua deionizzata; in g/L: 76,13 NaCl, 4,02 KCl, 1 MgCl₂(6H₂O), 0,4 NaH₂PO₄) e (2) Soluzione Stock II, 0,1 L (in acqua deionizzata; in g/L: 73,5 CaCl₂(2H₂O)).
NOTA: Le soluzioni possono essere utilizzate fino a 30 giorni dopo la preparazione. Conservarle a 4 °C.

2. Collegamento al sistema Langendorff e pulizia

Collegare il serbatoio (1), il bagno termico del serbatoio (2), la pompa di perfusione (3), il serpentina (4), il ricircolatore della serpentina (5), il sistema di monitoraggio (6) e il sistema di drenaggio (8), come mostrato in Figura 1A.
NOTA: Il collegamento tra il sistema di monitoraggio e il sistema di drenaggio è mostrato in maggiore dettaglio nel File Supplementare 1.
Riempire il sistema Langendorff con 1 L di acqua deionizzata a 50 °C, quindi avviare le pompe di perfusione e drenaggio (File Supplementare 1, sistema di drenaggio). Dopo circa 20–30 min, rimuovere il liquido dal sistema, quindi procedere al passaggio successivo.
NOTA: Verificare che non vi siano perdite o cali di pressione nel sistema. In caso contrario, non proseguire con l'esperimento.
Riempire il sistema con 1 L di acido acetico al 1% (disciolto in acqua deionizzata), quindi spegnere le pompe di perfusione e drenaggio e attendere 60 min, quindi riaccendere le pompe per rimuovere il liquido.
Ripetere il passaggio 2.2 due volte.
Riempire il sistema con etanolo al 70% (disciolto in acqua deionizzata) per prevenire l'adesione dei componenti della soluzione.
NOTA: Il sistema di perfusione Langendorff deve essere pulito ogni dieci esperimenti o mensilmente. Il protocollo di pulizia pre-esperimento è descritto nella sezione 4. Mentre il protocollo di pulizia post-esperimento è dettagliato nella sezione 8.

3. Preparazione della soluzione di Tyrode durante l'esperimento

Preparare 1 L di soluzione in mM: 130,25 NaCl, 5,4 KCl, 0,53 MgCl₂(6H₂O), 0,33 NaH₂PO₄, 1,8 CaCl₂(2H₂O), 10 D-glucosio, 10 HEPES, aggiustando il pH a 7,35 ± 0,05 con NaOH.
1. Mescolare 100 mL della Soluzione Stock I con 700 mL di acqua deionizzata sotto costante agitazione, quindi aumentare la temperatura della soluzione a 37 °C; mantenere l'ossigenazione della soluzione collegando la bombola di O₂ alla pietra porosa come mostrato in Figura 1A (1).
2. Aggiungere 3,6 mL della Soluzione Stock II e 96,4 mL di acqua deionizzata per ottenere 1,8 mM di CaCl₂(2H₂O), quindi aggiungere NaOH per aggiustare il pH a 7,35 ± 0,05.
3. Portare a volume con acqua deionizzata fino a ottenere 1 L di soluzione di Tyrode.
  NOTA: Si raccomanda di conservare 100 mL della soluzione in frigorifero a 4 °C; questo volume sarà necessario successivamente al passaggio 6.

4. Preparazione del sistema Langendorff

NOTA: Se il sistema Langendorff non è stato riempito con etanolo nel giorno dell'esperimento, non è consigliabile proseguire con la procedura; in tal caso, ripetere sezione 2.

Accendere le pompe di perfusione e drenaggio. Impostare la portata della pompa di perfusione a 3 mL/min e quella della pompa di drenaggio a 10 mL/min. Svuotare il sistema.
Riempire il sistema con 1 L di acqua deionizzata a 37 °C, quindi eliminare l'acqua.
Riempire il sistema con la soluzione di Tyrode preparata in passaggio 3 e mantenere la soluzione a temperatura fisiologica e con ossigenazione costante.
Accendere i bagni termici del serbatoio e il ricircolatore serpentino. Impostare la temperatura del serbatoio (Figura 1A (2)) a 38 °C per mantenere la soluzione in condizioni fisiologiche. Impostare la temperatura del serpentinale (Figura 1A (5)) a 40 °CCiò compensa la perdita di temperatura nella soluzione del sistema Langendorff.
NOTA: Se la temperatura della soluzione di Tyrode all'uscita del sistema non è fisiologica (37 ± 0.5 °C), regolare la temperatura del ricircolatore serpentinato. Non è consigliabile procedere al passaggio 6 finché la temperatura non si è stabilizzata al valore appropriato.
Accendere il monitor di pressione (File Supplementare 1, sistema di monitoraggio) e tarare nell'intervallo da 0 a 200 mmHg. È disponibile un'applicazione per il monitoraggio e il pacing per facilitare la taratura del sistema (File Supplementare 3 e File Supplementare 11).
NOTA: È essenziale verificare l'assenza di perdite di pressione e di bolle nel sistema. Se nel sistema sono presenti bolle, bloccare temporaneamente l'uscita inferiore del serpentinato e aprire la valvola superiore; ciò provocherà il riempimento della colonna, consentendo alle bolle di fuoriuscire all'esterno. Non è consigliabile proseguire con l'esperimento finché questa condizione non è stata verificata.

5. Sistema ottico¹⁴

Assemblare la fotocamera CMOS (Figura 1A, 10), l'obiettivo regolabile (LC) e il sistema di illuminazione.
NOTA: Il sistema di illuminazione è composto da due LED (Figura 1A, 9), due lenti di illuminazione piano-convesse (LI), un controllo dell'illuminazione (Figura 1A, 11), una scheda di acquisizione (File Supplementare 1, sistema di monitoraggio) e supporti progettati in 3D (File Supplementare 1).
Posizionare un oggetto di riferimento con un volume di circa 1.000 mm³ a una distanza di 100–200 mm dall'obiettivo della fotocamera (centro della Figura 1A).
NOTA: L'oggetto deve essere posizionato nella posizione del cuore nel sistema Langendorff. Questa posizione può essere osservata nella Figura 1B, in particolare al centro dell'immagine in cui i fasci luminosi incidono.
Avviare il software di acquisizione della fotocamera, quindi impostare la fotocamera con un sottocampionamento 4x (4 pixel = 1 sottopixel). Impostare una regione di interesse (ROI) di 200 x 200 sottopixel (File Supplementare 2).
NOTA: Con questa configurazione, è possibile raggiungere una risoluzione temporale di 750 fotogrammi al secondo (fps).
Accendere il sistema di illuminazione (File Supplementare 1), regolare i fasci luminosi in modo da focalizzarli sull'oggetto di riferimento e ottenere un'illuminazione omogenea (Figura 1B).
Regolare l'intensità della luce sull'oggetto di riferimento per evitare sovraesposizione dell'immagine.
NOTA: L'immagine deve apparire come nella Figura 2A (o nella Figura 1C, PC del controller). I riflessi sulla superficie dell'oggetto (cuore) devono essere ridotti al minimo senza perdere la definizione del suo contorno. Questo può essere ottenuto regolando la potenza del controllo dell'illuminazione o riducendo il tempo di esposizione nelle impostazioni della fotocamera.
Mettere a fuoco l'obiettivo della fotocamera per ottenere un'immagine nitida dell'oggetto di riferimento (Figura 1C, PC del controller). Assicurarsi che l'oggetto di riferimento occupi l'80% del campo visivo (Figura 2A) per ottenere una scala di conversione di circa 61 µm per sottopixel.
NOTA: Il sistema ottico attiva automaticamente il sistema di illuminazione quando la fotocamera è impostata in modalità acquisizione (Figura 1A e File Supplementare 2). Si raccomanda di mantenere la fotocamera in modalità standby in modo che il sistema di illuminazione rimanga spento, attivandolo solo durante i periodi di raccolta dei dati sperimentali per evitare surriscaldamento.

6. Procedure chirurgiche e di cannulazione

Iperizzazione e anestesia
1. Preparare una miscela anestetica contenente tiletamina-zolazepam (40 mg/kg di peso corporeo del topo) e xilazina (10 mg/kg di peso corporeo del topo), quindi diluire fino a 200 µL con soluzione fisiologica.
2. Somministrare la miscela anestetica per via intraperitoneale utilizzando un ago da 27 G. Attendere che il topo raggiunga un’anestesia profonda.
  NOTA: Verificare l’assenza di riflessi in risposta a uno stimolo agli arti o alla coda (di solito sono sufficienti 10 minuti).
3. Somministrare 200 UI di eparina non frazionata per via intraperitoneale utilizzando un ago da 27 G e attendere circa 5 minuti prima di proseguire con l’esperimento.
Estrazione e cannullazione
1. Posizionare il topo in posizione supina, rimuovere il pelo e la pelle dalla zona toracica con forbici chirurgiche.
2. Praticare un’incisione addominale al di sotto del diaframma, avendo cura di mantenerne l’integrità.
3. Proseguire con un’incisione trasversale del diaframma ed eseguire rapidamente una toracotomia bilaterale ascendente attraverso le costole, quindi rimuovere la parete costale.
  NOTA: Fare attenzione a non danneggiare il cuore. Se il cuore dovesse risultare compromesso o danneggiato durante la procedura, si raccomanda di non proseguire l’esperimento.
4. Trattenere delicatamente le strutture superiori del cuore, l’arco aortico e i vasi adiacenti, utilizzando pinzette fini. Sollevare delicatamente verso l’alto per praticare un’incisione al di sotto e rimuovere insieme cuore e polmoni.
5. Trasferire rapidamente il cuore in una piastra di Petri contenente 50 mL di soluzione di Tyrode a 4 °C per un lavaggio iniziale.
  NOTA: Dal momento dell’incisione del diaframma, l’animale inizierà a manifestare distress respiratorio; da questo punto in poi, vi è una finestra temporale di 60 secondi per eseguire i passaggi 6.2.3–6.2.6. Superare questo limite temporale potrebbe indurre danni ischemici.
6. Rimuovere i polmoni e il tessuto adiposo in eccesso per esporre l’arco aortico, utilizzando un microscopio stereoscopico e forbici fini.
  NOTA: Durante la pulizia del tessuto, assicurarsi che l’arco aortico non venga danneggiato. Se l’aorta viene recisa al di sotto dell’arteria brachiocefalica, la cannullazione risulterà difficoltosa, con possibili perdite di pressione.
7. Trasferire il cuore nella base appositamente realizzata per la cannullazione contenente 50 mL di tampone Tyrode a 4 °C e inserire l’estremità aortica nella cannula, realizzata su misura da un ago da 20 G (Supplementary File 1).
  NOTA: Fare attenzione a non danneggiare la valvola aortica. Se la valvola dovesse risultare compromessa, il cuore si gonfierà e la circolazione coronarica non verrà adeguatamente lavata.
8. Fissare con due nodi di cannullazione utilizzando sutura in seta 4/0: il primo nel solco distale rispetto alla punta della cannula e il secondo prima del tronco brachiocefalico (Supplementary File 1).
9. Applicare lentamente la soluzione di Tyrode utilizzando una siringa da 1 mL riempita con tampone a temperatura ambiente. Verificare che il tessuto coronarico si schiarisca per confermare una buona cannullazione.
10. Rimuovere il tessuto adiposo per consentire l’accesso ai ventricoli e alle atria.
  NOTA: Evitare di superare i 5 minuti di cannullazione per preservare la vitalità del cuore.
11. Trasferire il cuore in un sistema Langendorff e lasciarlo stabilizzare per 30 minuti.
  NOTA: Il cuore viene posizionato al centro del sistema (Figure 1A,B), sospeso verticalmente. Durante l’applicazione del cuore, prestare la massima attenzione per evitare la formazione di bolle d’aria. In caso contrario, la pressione aumenterà oltre i 140 mmHg, il cuore inizierà a gonfiarsi e non sarà più vitale.
  NOTA: Il montaggio Langendorff si considera completo quando il cuore mostra una risposta meccanicamente stabile, una frequenza di oscillazione naturale di circa 360 battiti al minuto (BPM) e una pressione di perfusione compresa tra 60 e 110 mmHg.

7. Protocollo di stimolazione e registrazione video

Viabilità del cuore
1. Verificare che la pressione coronarica sia compresa tra 60 e 110 mmHg con una pompa di perfusione da 3 mL/min. Se la pressione di perfusione coronarica scende al di sotto di 60 mmHg, aumentare leggermente la portata della pompa di perfusione (una pressione troppo bassa renderà il cuore pallido e flaccido). Al contrario, se la pressione supera i 110 mmHg, ridurre leggermente la portata della pompa (una pressione eccessiva indurrà edema tissutale e un aumento progressivo della pressione fino all'arresto cardiaco).}
  NOTA: Mantenere la pressione di perfusione al di fuori del suddetto intervallo ottimale per un periodo prolungato comprometterà irreversibilmente la viabilità del cuore.
2. Posizionare il cuore in posizione frontale in modo da ottenere una vista completa frontalmente attraverso la telecamera. Regolare la posizione in modo che entrambi gli atri siano visibili nell'immagine (Figura 2A).
3. Posizionare delicatamente gli elettrodi in platino in superficie sulla parte superiore dell'atrio destro, in corrispondenza del nodo del pacemaker. Utilizzare l'immagine della telecamera come guida per portare gli elettrodi nel campo visivo. Posizionare l'elettrodo in modo che non ostruisca l'atrio destro. Monitorando in tempo reale l'immagine della telecamera, avanzare lentamente l'elettrodo fino al contatto con il tessuto atriale, avendo cura di non esercitare una compressione eccessiva (che appiattirebbe l'atrio destro nell'immagine).
  NOTA: Se eseguito correttamente, l'immagine della telecamera sarà simile alla Figura 2A.
4. Avviare l'applicazione di monitoraggio e stimolazione (File Supplementare 11) e accendere la scheda di acquisizione (Figura 1A (6)). Impostare i parametri dello stimolo: ampiezza a 2 V, frequenza a 420, 540 e 720 impulsi al minuto (PPM) con un impulso quadro di duty cycle di 7 ms (insetto della Figura 2A).
5. Applicare le stimolazioni di viabilità partendo dalla frequenza più bassa, utilizzando una durata di stimolazione di 20 s seguita da un periodo di recupero di 20 s (tempo di riposo) tra un evento e l'altro.
  NOTA: Valutare la viabilità del cuore mediante monitoraggio con telecamera. Se l'organo è funzionalmente attivo, si osserverà una sincronizzazione tra lo stimolo applicato e la risposta cardiaca, accompagnata da un'adeguata coordinazione tra le camere cardiache. Al contrario, una mancanza di viabilità si manifesterà con la perdita della coordinazione tra le camere o con la sola presenza di contrazioni atriali isolate.
6. Chiudere la porta della camera poiché l'esperimento è sensibile alla luce ambientale e alle fluttuazioni termiche (Figura 1C).
  NOTA: La porta della camera deve rimanere chiusa per tutta la durata dell'esperimento. Monitorare la viabilità del cuore mediante telecamera e pressione di perfusione.
Registrazione dei dati
1. Applicare il protocollo di stimolazione, costituito da treni di impulsi quadri della durata di 30 s, seguiti da 30 s senza segnale. Impostare i parametri dello stimolo in ciascun treno di stimolazione: ampiezza a 2 V, duty cycle di 7 ms e frequenza compresa tra 360 e 720 PPM.
  NOTA: Il protocollo di stimolazione inizia a 360 PPM e aumenta di 60 PPM a ogni punto temporale (insetto della Figura 2A).
2. Registrare continuamente i video della dinamica della vista frontale del cuore in formato .avi utilizzando il software di acquisizione della telecamera (File Supplementare 2). Effettuare una registrazione video di 20 s per ogni treno di stimolazione. Registrare il segmento di 20 s a partire da 5 s dopo l'inizio della stimolazione. Un esempio di registrazione grezza è fornito nel Filmato Supplementare 1.
  NOTA: Un computer registra contemporaneamente il treno di stimolazione applicato (.xls, File Supplementare 9) per ogni video registrato (.avi), generati rispettivamente dall'applicazione di monitoraggio e stimolazione e dal software di acquisizione della telecamera (File Supplementare 2 e File Supplementare 3).
3. Verificare la viabilità del cuore confrontando il primo video, registrato prima di iniziare il protocollo di stimolazione, con il secondo video, registrato dopo l'applicazione del protocollo (Figura 2B).

8. Pulizia del sistema di perfusione di Langendorff al termine dell'esperimento

Rimuovere gli elettrodi stimolatori e gli elettrodi in platino per l'ECG. Rimuovere il cuore dal sistema e drenare tutte le soluzioni residue di Tyrode.
Spegnere il sistema ottico e chiudere la valvola dell'O₂.
Sciacquare il sistema con 1 L di acqua deionizzata a 37 °C, quindi svuotare il sistema.
Ripetere i passaggi 2.4 e 2.5.
Spegnere tutti i sistemi e l'attrezzatura.

9. Elaborazione video

Importare innanzitutto ciascun video in un software informatico e applicare una funzione di normalizzazione del video¹⁵.
Selezionare un'area di interesse (ROI) che includa la zona cardiaca. Eseguire la segmentazione dell'immagine per rimuovere il rumore di fondo, gli elettrodi e la cannula (File Supplementare 4).
NOTA: Per selezionare correttamente l'area dell'immagine da rimuovere, fare riferimento al File Supplementare 10.
Eseguire un'analisi globale della dinamica meccanica (File Supplementare 5). Esempi di variabilità e segnali di supporto sono mostrati in Figura Supplementare S1, Figura Supplementare S2 e Figura Supplementare S3.
1. Applicare operatori morfologici a ciascun fotogramma del video per rilevare il perimetro cardiaco, quindi applicare un algoritmo di riempimento del fotogramma per generare una maschera¹⁵.
2. Contare i pixel all'interno dell'area segmentata in ciascun fotogramma, quindi normalizzare questo valore rispetto al numero totale di pixel nell'immagine per produrre un segnale dinamico (inset in Figura 2B e Figura Supplementare S3).
3. Applicare un filtro di Butterworth bidirezionale del 5° ordine tra 3 e 100 Hz al segnale ottenuto per sopprimere il rumore ad alta frequenza e gli artefatti dovuti alle gocce di perfusione¹⁵.
4. Normalizzare i segnali in tutti i video utilizzando i valori massimi e minimi registrati.
5. Determinare la frequenza cardiaca calcolando l'intervallo tra due valori di ampiezza massima (IAA (s)) per ciascun segnale dinamico e di stimolo.
6. Ottenere la frequenza in BPM con la seguente formula:
7. Generare mappe di Poincaré dai dati IAA per illustrare la variabilità su periodi brevi e lunghi¹⁶^,¹⁷^,¹⁸ (Figura Supplementare S1 e Figura Supplementare S2).
  NOTE: Per informazioni più dettagliate, fare riferimento al File Supplementare 10.
Eseguire un'analisi segmentale della dinamica meccanica ventricolare (File Supplementare 6).
1. Applicare la binarizzazione dell'immagine. Utilizzare operatori morfologici per delimitare l'area ventricolare, adattandola a una geometria ellittica senza compromettere l'ROI¹⁵.
2. Adattare un'ellisse minima all'area ventricolare in ciascun fotogramma. Estrarre le coordinate di un insieme di punti distali in un fotogramma. Utilizzare un insieme di 10–20 punti in ciascuna estremità lungo l'asse Y (Figura 3A). Un esempio rappresentativo dell'output della stima dell'ellisse è fornito in Filmato Supplementare 2.
3. Calcolare l'accorciamento ventricolare come distanza media tra i punti estremi lungo l'asse Y in ciascun video¹⁹.
4. Applicare un filtro di Butterworth bidirezionale del 5° ordine tra 3 e 100 Hz al segnale ottenuto per sopprimere il rumore ad alta frequenza e gli artefatti dovuti alle gocce di perfusione¹⁵.
5. Normalizzare il segnale di accorciamento ventricolare rispetto a tutti i video ottenuti per ciascun pacing e calcolare la frequenza cardiaca e il ritardo come nei passaggi 9.3.5–9.3.6.
  NOTE: Vengono ottenuti parametri come durata del ciclo ventricolare (DVE), durata del rilassamento (DVW), intervallo interventricolare (IVV) e ampiezza ventricolare (VA) (Figura 3A).
  NOTE: Per informazioni più dettagliate, fare riferimento al File Supplementare 10.
Eseguire un'analisi segmentale della dinamica meccanica degli atri (File Supplementare 7).
1. Utilizzare due ROI per delimitare gli atri (Figura 3C).
2. Analizzare ciascun atrio singolarmente.
  1. Utilizzare operatori morfologici per delineare gli atri, adattandoli senza compromettere l'ROI¹⁵. Utilizzare un algoritmo di aumento del contrasto per delineare ciascun atrio²⁰^,²¹.
  2. Applicare la binarizzazione dell'immagine e quantificare il numero di pixel diversi da zero per fotogramma per ottenere un segnale dinamico atriale.
  3. Applicare un filtro di Butterworth bidirezionale del 5° ordine tra 3 e 100 Hz ai segnali ottenuti per sopprimere il rumore ad alta frequenza e gli artefatti dovuti alle gocce di perfusione¹⁵.
  4. Calcolare la media dei due segnali atriali (Figura 3D).
3. Normalizzare il segnale di accorciamento atriale rispetto a tutti i video ottenuti per ciascun pacing e calcolare la frequenza cardiaca e il ritardo come nei passaggi 9.3.5–9.3.6.
  NOTE: Vengono ottenuti parametri come durata del ciclo atriale (DAE), intervallo atrio-atriale (IAT) e ampiezza atriale (AA) (Figura 3D). Per informazioni più dettagliate, fare riferimento al File Supplementare 10.
Eseguire un'analisi elettromeccanica¹³^,²² (File Supplementare 8).
1. Confrontare i dati di pacing con i segnali atriali e ventricolari (Figura 3D).
2. Calcolare il tempo di propagazione nel sistema di conduzione cardiaco, ottenendo il ritardo tra gli eventi atriali e ventricolari (AVD), assumendo lo stimolo applicato come riferimento.

Risultati

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Gli esperimenti sulla funzione meccanica cardiaca vengono eseguiti utilizzando l'apparato di Langendorff, come mostrato in Figura 1A (in alto). I sistemi di monitoraggio e ottico permettono la registrazione video quando viene attivato il controllo dell'illuminazione, come mostrato in Figura 1A (in basso). Figura 1C illustra la vista esterna dell'armadio a controllo termostatico, progettato per mantenere il cuore isolato da fluttuazioni termiche ambientali e dalla luce. Come rappresentato in Figura 1B, il cuore isolato è posizionato come oggetto di riferimento nell'allestimento sperimentale comprendente il sistema di Langendorff, il sistema ottico e i sistemi di stimolazione.

Come mostrato in Figura 2A, il cuore isolato è stato posizionato per ottenere una chiara vista frontale delle atria e dei ventricoli durante la perfusione retrograda. L'uso della base di drenaggio (File Supplementare 1, sistema di drenaggio) è stato essenziale per attenuare gli artefatti di movimento generati dal gocciolamento del liquido di perfusione e per stabilizzare i segnali acquisiti. I protocolli di stimolazione consistevano in treni di impulsi (2 V, 7 ms) a frequenze comprese tra 360 e 720 bpm, ciascuno della durata di 30 s.

Il sistema ottico registra le variazioni nella zona del cuore (HA). Questo segnale dinamico consente inoltre di ottenere l'intervallo di tempo tra i picchi (IAA) (insetto in Figura 2B). La vitalità del modello è stata valutata confrontando la frequenza cardiaca media prima (Inizio) e dopo (Fine) il protocollo di stimolazione in un gruppo di n = 6 cuori. Non sono state osservate differenze significative nella frequenza cardiaca media (Inizio: 385 ± 38 BPM rispetto a End: 372 ± 18 BPM, Studente t-test P > 0,05), indicando che la procedura sperimentale non ha influenzato la funzione cardiaca (Figura 2B).

La Figura 2C mostra la risposta in frequenza del cuore a sette diverse frequenze di stimolazione, dimostrando una chiara relazione lineare² (R2 = 0,98 ± 0,01, modalità 1:1). Il valore minimo di stimolazione è vincolato dalle caratteristiche fisiologiche del topo (360 bpm)²²^,²³. Il cuore perfuso con la tecnica di Langendorff mostra un profilo tachicardico. Stimoli di pacing rappresentativi e le risposte corrispondenti sono riportati negli inserti di Figura 2C.

Successivamente, per valutare la dinamica delle camere cardiache, vengono applicate specifiche tecniche di segmentazione. I parametri dell'accorciamento ventricolare sono stati ottenuti da registrazioni ottiche (Figura 3A). L'ingrandimento in Figura 3A mostra l'accorciamento ventricolare normalizzato. Da questo segnale dinamico vengono ricavati quattro parametri: ampiezza dell'accorciamento ventricolare (VA), intervallo temporale tra le contrazioni ventricolari (IVV), durata della contrazione ventricolare (DVE) e durata del rilassamento ventricolare (DVW).

Figura 3B mostra l'ampiezza dell'accorciamento ventricolare per sette valori di stimolazione. Le barre blu rappresentano questo studio. Le barre arancioni corrispondono ai dati ottenuti con il metodo di registrazione auxotonica². È stata applicata un'analisi statistica mediante ANOVA a due vie seguita dal test di Sidak. L'ampiezza dell'accorciamento ventricolare (VA) aumenta in modo significativo per valori più elevati di stimolazione, rispettivamente 600 PPM e 660 PPM (P < 0,05*, P < 0,005**). VA (ref. 15 vs. 360 P > 0,05, ref. 15 vs. 420 P > 0,05, ref. 15 vs. 480 P > 0,05, ref. 15 vs. 540 P > 0,05, ref. 15 vs. 600 P < 0,005, ref. 15 vs. 660 P < 0,05, ref. 15 vs. 720 P > 0,05).

Per ottenere l'area atriale, vengono implementate particolari tecniche di segmentazione (Figura 3C). Viene definita un'area di interesse (ROI) in ciascun atrio. Figura 3D mostra il segnale medio atriale e l'accorciamento ventricolare. Da questo segnale dinamico si ottengono due parametri: l'ampiezza atriale (AA) e l'intervallo di tempo tra le contrazioni atriali (IAT). Confrontando i segnali ventricolari e atriali, si determina il ritardo tra gli eventi atriali e ventricolari (AVD).

figure-results-1
Figura 1. Impianto sperimentale per il cuore isolato Langendorff e sistema ottico montato all'interno di un armadio. (A) Diagramma schematico del sistema di perfusione retrograda Langendorff a flusso costante abbinato a un sistema ottico. Il sistema Langendorff (in alto) comprende: (1) un serbatoio contenente soluzione di Tyrode continuamente ossigenata. La temperatura del perfusato è mantenuta a 37 °C mediante (2) un bagno termico e (5) un ricircolatore serpentino. (3) Una pompa peristaltica di perfusione garantisce un flusso costante di 3 mL/min. (8) Un sistema di drenaggio rimuove la soluzione. (4) La serpentina di raffreddamento funge sia da scambiatore di calore che da trappola per bolle. Il monitoraggio della pressione e le applicazioni di stimolazione elettrica sono controllati dal sistema di monitoraggio (6). Il sistema ottico (in basso) comprende la sincronizzazione tra (11) il controllo dell'illuminazione, (10) la telecamera ad alta velocità con obiettivo telecentrico e due sorgenti luminose (LED). L'obiettivo della telecamera permette la messa a fuoco manuale su un intervallo di 100–200 mm. (9) Due LED, abbinati a una lente piano-convessa (LI), illuminano il cuore in modo omogeneo. I dati di stimolazione sono registrati utilizzando l'applicazione di monitoraggio e stimolazione (File Supplementare 11). (7) Il PC di controllo è collegato alla telecamera e all'applicazione di monitoraggio e stimolazione per registrare simultaneamente i dati (video e stimolazione elettrica). (B) Vista interna dell'armadio. La posizione verticale del cuore è indicata tramite un oggetto di riferimento. Sono mostrati altri elementi dell'apparato Langendorff. (C) Vista esterna dell'armadio. L'armadio è termicamente isolato e le pareti interne ed esterne nere riducono al minimo riflessi e luce ambientale. È mostrato il computer che esegue le applicazioni di monitoraggio e acquisizione video. Abbreviazioni: LC = obiettivo telecentrico; LED = diodi a emissione luminosa; LI = lente di illuminazione; PC = personal computer. Cliccare qui per visualizzare una versione ingrandita di questa figura.

figure-results-2
Figura 2. Validazione del cuore di topo montato e del sistema ottico (AUna vista frontale del cuore che mostra atri, ventricoli, elettrodi di stimolazione ed elettrodi per l'ECG. L'immagine corrisponde a un fotogramma durante una stimolazione a 420 bpmFilmato supplementare 1). L'insetto mostra la stimolazione applicata. Il video è stato acquisito tra 5 e 25 s del protocollo di stimolazione. (BTest di vitalità cardiaca. Vengono registrati due video per ottenere la frequenza di oscillazione, uno prima e uno dopo l'applicazione del protocollo di stimolazione. Viene calcolata la frequenza di risposta. Test t di Student tè stato applicato il test (P > 0,05). La differenza tra i gruppi non è significativa. I dati sono presentati come valori medi ± deviazione standard (n = 6). L'inset mostra l'area cardiaca (HA) ottenuta dal passaggio 9.3 del protocollo e la stimolazione applicata. (CRisposta della frequenza cardiaca alla stimolazione applicata. Le barre blu indicano la risposta cardiaca a sette valori di stimolazione (R2 = 0,98) ± 0,01). Le barre arancioni corrispondono ai dati riportati da Peña-Romo²L'inset mostra tracce di risposta tipiche. L'analisi statistica è stata eseguita mediante ANOVA a due vie seguita dal test di Sidak. La differenza tra i gruppi non è significativa (P > 0,05). I dati sono presentati come valori medi ± deviazione standard (n = 6). Abbreviazioni: ANOVA = analisi della varianza; BPM = battiti al minuto; ECG = elettrocardiogramma; HA = area cardiaca; PPM = impulsi al minuto. Cliccare qui per visualizzare una versione ingrandita di questa figura.

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Figura 3. Analisi della risposta meccanica atriale e ventricolare. (A) Accorciamento ventricolare. L'immagine corrisponde a un fotogramma durante stimolazione a 420 bpm (File video supplementare 1). Un'ellisse rossa permette la stima dell'accorciamento ventricolare (VS) (File video supplementare 2). L'VS viene calcolato facendo la media dei valori massimi e minimi lungo un insieme di 10–20 linee disposte lungo l'asse maggiore (NV; linee arancioni). L'accorciamento ventricolare normalizzato è mostrato nell'inserto. Possono essere ottenuti diversi parametri: durata dell'accorciamento ventricolare (DVE), durata del rilasciamento ventricolare (DVW), intervallo temporale tra le contrazioni ventricolari (IVV) e ampiezza dell'accorciamento ventricolare (VA). (B) Ampiezza della risposta cardiaca, VA in funzione della frequenza di stimolazione, è mostrata. Le barre blu rappresentano questo studio. Le barre arancioni corrispondono ai dati ottenuti con il metodo di registrazione auxotonica². È stata eseguita un'analisi statistica mediante ANOVA a due vie seguita dal test di Sidak. L'ampiezza dell'accorciamento ventricolare (VA) aumenta significativamente per valori più elevati di stimolazione, rispettivamente a 600 PPM e 660 PPM (P < 0,05*, P < 0,005**). VA (riferimento 15 vs. 360 P > 0,05, riferimento 15 vs. 420 P > 0,05, riferimento 15 vs. 480 P > 0,05, riferimento 15 vs. 540 P > 0,05, riferimento 15 vs. 600 P < 0,005, riferimento 15 vs. 660 P < 0,05, riferimento 15 vs. 720 P > 0,05). I dati sono espressi come valori medi ± deviazione standard (n = 6). (C) Segmentazione atriale. L'immagine corrisponde a un fotogramma durante stimolazione a 420 bpm (File video supplementare 1). L'immagine illustra le regioni di interesse applicate all'atrio destro (cerchio giallo) e all'atrio sinistro (cerchio blu). Il segnale meccanico atriale viene ottenuto facendo la media di entrambe le ROI. (D) Dinamica atriale e ventricolare. Sono mostrate l'area atriale media (linea nera), le risposte normalizzate dell'accorciamento ventricolare (linea blu) e la stimolazione (linea rossa) a 420 bpm. Possono essere ottenuti diversi parametri: intervallo temporale tra le contrazioni atriali (IAT), ampiezza atriale media (AA) e ritardo atrio-ventricolare (AVD). Abbreviazioni: AA = ampiezza atriale; ANOVA = analisi della varianza; AVD = ritardo atrio-ventricolare; DVE = durata dell'accorciamento ventricolare; DVW = durata del rilasciamento ventricolare; IAT = intervallo atrio-atriale; IVV = intervallo interventricolare; NV = numero di linee ventricolari; PPM = impulsi al minuto; ROI = regione di interesse; VA = ampiezza dell'accorciamento ventricolare; VS = accorciamento ventricolare. Cliccare qui per visualizzare una versione ingrandita di questa figura.

Film supplementare 1. Video sotto stimolazione a 420 PPM. Registrazione di un cuore di topo isolato acquisita con una risoluzione spaziale di 200 x 200 subpixel e una risoluzione temporale di 750 fps. Abbreviazioni: fps = fotogrammi al secondo; PPM = impulsi al minuto.Cliccare qui per scaricare il file.

Filmato supplementare 2. Video rappresentativo della stima dell'ellisse per l'accorciamento ventricolare. Dimostrazione dell'algoritmo di segmentazione utilizzando la registrazione del Filmato supplementare 1, ricampionata a 75 fps. Abbreviazione: fps = fotogrammi al secondo.Cliccare qui per scaricare il file.

Figura supplementare S1. Analisi della variabilità degli intervalli dell'area cardiaca. (A) Stato basale senza stimolazione, (B) 360 PPM, (C) 420 PPM e (D) 480 PPM. La variabilità a breve termine e quella a lungo termine sono state calcolate come dispersione rispetto alla media dei dati, come mostrato dall'ellisse rosso. Abbreviazioni: IAA = intervallo dell'area cardiaca; PPM = impulsi al minuto; SD1 = variabilità a breve termine; SD2 = variabilità a lungo termine.Cliccare qui per scaricare il file.

Figura supplementare S2. Analisi della variabilità degli intervalli dell'area cardiaca. (A) 540 PPM, (B) 600 PPM, (C) 660 PPM e (D) 720 PPM. La variabilità a breve termine e quella a lungo termine sono state calcolate come dispersione rispetto alla media dei dati, indicata dall'ellisse rosso. Abbreviazioni: IAA = intervallo dell'area cardiaca; PPM = impulsi al minuto; SD1 = variabilità a breve termine; SD2 = variabilità a lungo termine.Cliccare qui per scaricare il file.

Figura supplementare S3. Grafico temporale dei segnali normalizzati ottenuti dalla dinamica contrattile. Lo stimolo applicato era di 420 PPM (rosso) e le risposte includono l'area cardiaca globale (nero), l'accorciamento ventricolare (blu) e la dinamica dell'area atriale (giallo). Abbreviazione: PPM = impulsi al minuto.Clicca qui per scaricare questo file.

File Supplementari 1–11. Algoritmi e documentazione tecnica. Cartella compressa contenente: 1) Immagini e specifiche delle parti stampate in 3D. 2) Guide dettagliate per il software di acquisizione delle immagini. 3) Guide dettagliate per le applicazioni di monitoraggio e stimolazione. 4) Programma computazionale per la normalizzazione e la segmentazione dei video (passaggi 9.1–9.2). 5) Programma computazionale per il calcolo della meccanica globale del cuore (passaggio 9.3). 6) Programma computazionale per il calcolo segmentato della meccanica ventricolare (passaggio 9.4). 7) Programma computazionale per la segmentazione della meccanica atriale (passaggio 9.5). 8) Programma computazionale per il calcolo del ritardo atrioventricolare (passaggio 9.6). 9) Stimolazione elettrica applicata al Film Supplementare 1. 10) Guida dettagliata sul funzionamento dei programmi computazionali (File 4–7). 11) L'applicazione di monitoraggio e stimolazione. Inoltre, sono presenti cinque funzioni esterne (AumCont, filterPeaks, FucCordenada, FucMaskIm, FucPoincare) necessarie per il funzionamento dei programmi computazionali.Cliccare qui per scaricare questo file.

Discussione

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Il cuore del mouse è molto sensibile alle variazioni di temperatura²^,⁹^,¹⁰^,¹¹^,²². In questo esperimento, il cuore perfuso è stato posizionato verticalmente. È stata inclusa una leggera modifica per ridurre al minimo la perdita di temperatura del perfusato e gli artefatti di movimento nel metodo di perfusione Langendorff. È stata aggiunta una pompa di ricircolazione al serpentinato per minimizzare la perdita di temperatura del perfusato a 37 ± 0,5 °C e una base di drenaggio è stata aggiunta per ridurre al minimo gli artefatti di movimento. Inoltre, è stato utilizzato un armadio termicamente isolato dotato di un sistema ottico e di due sorgenti luminose a LED con intensità regolabile, posizionate bilateralmente per irradiare in modo uniforme il tessuto cardiaco, come mostrato in Figura 1.

Per verificare la fattibilità del montaggio sperimentale, è stata condotta una serie di esperimenti per monitorare le variazioni della superficie cardiaca in diverse condizioni di stimolazione. È stato ottenuto un intervallo di sincronizzazione tra la frequenza di stimolazione e la risposta cardiaca, coerente con la regione di sincronizzazione riportata da Peña-Romo², che ha utilizzato il metodo di registrazione auxotonica⁸. Si può concludere che l'apparato sperimentale ottico è sufficiente a supportare ulteriori studi sperimentali sullo accorciamento ventricolare (Figura 2).

Abbiamo ulteriormente indagato se i segnali relativi all'accorciamento ventricolare e alla dinamica dell'area atriale permettano l'analisi dell'accoppiamento elettromeccanico cardiaco. I segnali ventricolari e atriali consentono di determinare la durata del ritardo nella contrazione atrioventricolare (AVD). A una frequenza di stimolazione di 420 PPM, è stato ottenuto un valore di 53 ± 14 ms (media ± DS). Questo risultato è in accordo con quanto riportato da VanderBrink²⁴, che descrive un intervallo PR di 44 ± 6 ms misurato mediante elettrocardiogramma (ECG).

Questo metodo presenta anche alcuni limiti; l'imprecisione del ritardo atrioventricolare rispetto alle tecniche ECG e dell'ampiezza ventricolare rispetto ai risultati ottenuti con il metodo di registrazione auxotonica, come mostrato in Figura 3B, potrebbe essere dovuta ad artefatti di movimento esterni.

Questo metodo contribuisce alla valutazione della contrattilità e della frequenza cardiaca senza influenze farmacologiche o sistemiche in un cuore isolato integro. Questi risultati dimostrano che il sistema ottico permette la misurazione delle risposte di accorciamento ventricolare e atriale del cuore, evidenziandone l'utilità per lo studio di aritmie che compromettono la coordinazione atrioventricolare o per la valutazione di effetti farmacologici.

Questo metodo presenta anche alcuni limiti. Innanzitutto, poiché si tratta di un'approssimazione bidimensionale, non è possibile misurare la forza di contrazione come nel metodo auxotonico. Questo metodo è inoltre utile per ridurre gli artefatti di movimento causati dalle gocce di soluzione e per controllare la temperatura della soluzione. In secondo luogo, le differenze sessuali nei modelli murini influenzano in modo significativo la validità, la riproducibilità e la sicurezza della ricerca biomedica. Storicamente, i ricercatori hanno preferito fortemente i topi maschi per evitare la variabilità nei dati causata dai cicli estrali femminili, un presupposto che successivamente si è rivelato ampiamente errato²⁵^,²⁶. A seconda del tipo di studio, questo protocollo può essere applicato a ricerche che coinvolgono topi maschi o femmine.

Dichiarazioni

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Gli autori dichiarano di non avere conflitti di interessi.

Ringraziamenti

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Questo lavoro è stato sostenuto da un contributo della Segreteria della Scienza, delle Scienze Umane, della Tecnologia e dell'Innovazione (SECIHTI) finanziato con il numero LN-2025-C-23.

Materiali

Elenco dei materiali utilizzati in questo articolo
Nome	Azienda	Numero di catalogo	Commenti
Siringa da 1 mL	BD Plastipak	302485	Procedura chirurgica
Ago da 20 G	NIPRO	AH-2032	Canula aortica
Lente regolabile da 25 mm con ingrandimento 8x-100x	Generico	N/A	Lente della telecamera del sistema ottico; citata genericamente come lente regolabile per telecamera
Ago da 27 G	BD PrecisionGlide	302358	Procedura chirurgica
Componenti di supporto personalizzati progettati in 3D	CINVESTAV	N/A	Componenti di supporto personalizzati progettati in 3D
Filo di sutura in seta 4-0	AMERICAN SUTURE	TGSN0901	Canula aortica
Alimentatore 40-A	STEREN	PRL-25	Alimentatore per LED
Pietra aerante	N/A	N/A	Ossigenazione della soluzione di Tyrode
CaCl₂ (2H₂O)	Sigma-Aldrich	C3306	Soluzione di Tyrode
D-Glucosio	J.T. Baker	1916-01	Soluzione di Tyrode
Pompa di drenaggio	CINVESTAV	N/A	Pompa di drenaggio personalizzata; citata genericamente come pompa di drenaggio
Lente piano-convessa F = 25,4 mm	THORLABS	LA1951-A	Lente di illuminazione del sistema ottico; citata genericamente come lente di illuminazione piano-convessa
Acido acetico glaciale	Sigma-Aldrich	695092	Pulizia del sistema Langendorff
Eparina	PiSA	060M91	Anticoagulante
HEPES	Sigma-Aldrich	H3375	Soluzione di Tyrode
LED ad alta potenza	Luminius	CBT-90-G-L11-C12	Sorgente luminosa a LED
Sistema di illuminazione	CINVESTAV	N/A	Sistema di illuminazione personalizzato; citato genericamente come sistema di illuminazione
KCl	CTR SCIENTIFIC	CTR02196	Soluzione di Tyrode
Software LabVIEW versione 2018	NATIONAL INSTRUMENTS	N/A	Software utilizzato per eseguire l'applicazione di monitoraggio e stimolazione; citato genericamente come applicazione di monitoraggio e stimolazione
Software MATLAB	The MathWorks	N/A	Software computazionale per programmi di normalizzazione, segmentazione e analisi video; citato genericamente come software computazionale
Ossigeno medicale	GRUPO INFRA	N/A	Ossigenazione della soluzione di Tyrode
MgCl₂ (6H₂O)	CTR SCIENTIFIC	CTR02104	Soluzione di Tyrode
Mini-pompa a flusso variabile	CONTROL COMPANY	3385	Pompa di perfusione
Kit chirurgico per topi	Kent Scientific	INSMOUSEKIT	Procedura chirurgica
NaCl	Sigma-Aldrich	S5886	Soluzione di Tyrode
NaH₂PO₄	DEQ	DEQF290400250	Soluzione di Tyrode
NaOH	CTR SCIENTIFIC	CTR03108	Regolazione del pH
NI USB-6009	NATIONAL INSTRUMENTS	779026-01	Scheda di acquisizione
Elettrodi in platino, diam. 0,25 mm	Sigma-Aldrich	349402	Elettrodi per stimolazione elettrica
Alimentatore (12 V, 30 A)	Karnick	PTA-12V30A	Alimentatore per ricircolatore
Monitor di pressione	CINVESTAV	N/A	Monitor di pressione personalizzato; citato genericamente come monitor di pressione
Trasduttore di pressione	LA BOUVET	B17295	Monitor di pressione per sistema Langendorff
Alcol etilico puro	Sigma-Aldrich	493511	Etilene per la pulizia del sistema
Bagno termico ricircolante (LXC)	PolyScience	L113A0412	Ricircolatore del serbatoio
Soluzione salina	PiSA	111848	Soluzione allo 0,9% di cloruro di sodio (NaCl)
Bagno termico serpentino	CINVESTAV	N/A	Ricircolatore/bagno termico serpentino personalizzato
Stereomicroscopio	N/A	N/A	Procedura chirurgica
Illuminazione dello stereomicroscopio	N/A	N/A	Procedura chirurgica
Software uEye Cockpit	IDS Imaging Development System GmBH	N/A	Software di acquisizione della telecamera; citato genericamente come software di acquisizione della telecamera
UI-3360CP-NIR-GL Rev.2	IDS	AB00624	Telecamera CMOS ad alta velocità; citata genericamente come telecamera CMOS
Xilazina	PiSA	4001211	Anestetico
Zoletil 100	Virbac	83048907	Miscela anestetica di tiletamina-zolazepam; citata genericamente come miscela anestetica

Riferimenti

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Cuore perfuso di Langendorff modello di cuore di topo valutazione ottica contrattilit atriale contrattilit ventricolare misurazione della frequenza cardiaca imaging ad alta risoluzione accorciamento ventricolare dinamica atriale meccanica cardiaca

Sistema ottico per la valutazione della meccanica atriale e ventricolare in cuori di topo perfusi secondo il metodo di Langendorff

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