Cultura cellulare, trattamento e trasfezione
La linea cellulare di carcinoma nasofaringeo umano, C666-1 (RRID: CVCL_M597), e la linea cellulare di epitelio nasofaringeo umano non maligno, NP69 (RRID: CVCL_F755), sono state acquistate da un fornitore commerciale. Entrambe le linee cellulari sono state autenticate mediante analisi del profilo degli Short Tandem Repeat (STR) e sono state confermate prive di contaminazione da micoplasma prima dell'uso. Per la coltura di routine, le cellule C666-1 sono state propagate in mezzo RPMI 1640 integrato con il 10% di siero fetale bovino (FBS) e l'1% di penicillina-streptomicina. Le cellule NP69 sono state coltivate in mezzo privo di siero per cheratinociti, integrato con il 10% di FBS, 10 ng/mL di fattore di crescita epidermico ricombinante e l'1% di penicillina-streptomicina. La ruscogenina (Rus; purezza ≥ 98%) è stata acquistata da un fornitore commerciale. Entrambe le linee cellulari sono state mantenute in un incubatore umidificato a 37 °C con 5% di CO₂. Per i trattamenti, le cellule sono state esposte alla ruscogenina (Rus) a concentrazioni variabili (10, 20, 50 µM) per 24 h22. Per la trasfezione, plasmidi codificanti la lisina-specifica demetilasi 1A per sovraespressione (oe-KDM1A) e un vettore vuoto controllo negativo corrispondente (oe-NC), ottenuti da un fornitore commerciale, sono stati trasfettati nelle cellule C666-1 quando la confluenza cellulare ha raggiunto il 70–80%. In particolare, 2,5 µg di DNA plasmidico e 5 µL di un reagente di trasfezione a base lipidica sono stati ciascuno diluiti in 150 µL di mezzo con ridotto contenuto di siero, mescolati delicatamente, incubati per 20 min a temperatura ambiente e quindi aggiunti a ciascun pozzetto di una piastra a 6 pozzetti secondo il protocollo del produttore. Le cellule sono state incubate per 48 h a 37 °C e l'efficacia della trasfezione è stata successivamente verificata.
Saggio con il kit per il conteggio delle cellule-8 (CCK-8)
La vitalità cellulare dopo il trattamento con Rus è stata quantificata utilizzando il saggio CCK-8. Per questa procedura, le cellule sono state innanzitutto seminate in piastre a 96 pozzetti e coltivate durante la notte. Il saggio è stato avviato aggiungendo 10 µL di soluzione CCK-8 e, dopo 2 h di incubazione, la variazione colorimetrica risultante è stata misurata come densità ottica (OD) a 450 nm utilizzando un lettore di piastre.
Saggio di formazione di colonie
Per valutare la sopravvivenza clonogenica, le cellule C666-1 sono state seminate in piastre da 6 pozzetti e coltivate per 14 giorni. Al termine del periodo di incubazione, le colonie risultanti sono state fissate con metanolo al 100% per 10 minuti e successivamente visualizzate con violetto cristallo allo 0,5% per 30 minuti. Il numero di colonie colorate è stato quindi quantificato mediante imaging al microscopio e conteggio.
Western blot
Per l'analisi mediante Western blot, le proteine totali sono state dapprima estratte dalle cellule utilizzando un tampone RIPA, e i lisati ottenuti sono stati centrifugati (12.000 × g) per raccogliere il sopranatante. È stato utilizzato un saggio BCA per quantificare i livelli proteici. Quantità uguali di proteina totale (30 µg per pozzetto) sono state caricate e separate mediante elettroforesi su gel di poliacrilammide in presenza di dodecilsolfato di sodio al 10% (SDS-PAGE). Dopo la separazione, le proteine sono state trasferite su membrane di fluoruro di polivinilidene (PVDF) a una tensione costante di 100 V per 90 minuti su ghiaccio. Le membrane sono state quindi bloccate con albumina sierica bovina (BSA) al 5% preparata in soluzione salina tamponata al Tris contenente lo 0,1% di Tween 20 (TBST) per 2 ore a temperatura ambiente. Successivamente, le membrane sono state incubate tutta la notte a 4°C con i seguenti anticorpi primari diluiti nel buffer di blocco (tutti in rapporto 1:1000): Ki67, PCNA, MMP2, MMP9, Bcl-2, Bax, KDM1A, SLC7A11, GPX4, ACSL4, TFR1 e β-actina. Infine, dopo un'incubazione di 2 ore con anticorpi secondari coniugati con perossidasi, le bande immunoreattive sono state visualizzate mediante un reagente di rilevamento chemiluminescente migliorato (ECL) e l'analisi densitometrica è stata eseguita utilizzando un software di analisi dell'immagine.
Saggio di riparazione della ferita (wound scratch)
Per il saggio di guarigione della ferita, le cellule C666-1 sono state coltivate fino a una confluenza dell'80% in piastre da 6 pozzetti. Una ferita uniforme è stata creata nel monostrato raschiando con una punta da pipetta da 200 µL. Le cellule staccate sono state rimosse con un lavaggio in PBS, dopodiché il mezzo di coltura è stato sostituito con mezzo privo di siero per un'incubazione di 24 ore. Le immagini dell'area della ferita sono state acquisite a 0 h e a 24 h mediante microscopio ottico per valutare la migrazione cellulare.
Saggio Transwell
L'invasione cellulare è stata valutata utilizzando camere a transwell (dimensione dei pori di 8 µm) pre-ricoperte con 50 µL di matrice della membrana basale. La capacità invasiva delle cellule C666-1 è stata analizzata mediante camere a transwell. Negli inserti superiori sono state seminate cellule sospese in mezzo privo di siero, mentre nei pozzetti inferiori è stato aggiunto DMEM contenente il 10% di FBS. Dopo un'incubazione di 24 h, le cellule rimaste sul lato apicale della membrana sono state accuratamente rimosse. Per la quantificazione, le cellule presenti sulla superficie basolaterale sono state fissate in metanolo, colorate con violetto cristallo allo 0,1% e contate a partire da immagini acquisite al microscopio ottico.
Citometria a flusso
L'apoptosi è stata quantificata mediante citometria a flusso. Per preparare i campioni, le cellule C666-1 sono state raccolte, lavate con PBS freddo, quindi risospese in 100 µL di buffer di legame. Le cellule sono state quindi colorate contemporaneamente con Annexina-V-FITC (20 µg/mL) e ioduro di propidio (PI). La colorazione è stata eseguita per 15 minuti sul ghiaccio, al riparo dalla luce. I dati sono stati acquisiti immediatamente mediante citometro a flusso per determinare la percentuale di cellule apoptotiche.
Rilevamento dell'attività della caspasi-3
L'attività della caspasi-3 è stata misurata utilizzando un kit commerciale per saggio secondo le istruzioni del produttore. In breve, le cellule C666-1 sono state lisate e i soprannatanti sono stati raccolti dopo centrifugazione a 14.000 × g. Dopo un'incubazione di 2 h con il reagente fornito, l'assorbanza di ciascun soprannatante è stata quantificata a 405 nm.
RT-qPCR
L'RNA totale è stato purificato da cellule C666-1 utilizzando un reagente commerciale per l'estrazione di RNA. L'RNA ottenuto è stato retrotrascritto in cDNA di prima catena utilizzando un kit commerciale seguendo il protocollo del produttore. Successivamente, è stata eseguita l'analisi dell'espressione genica mediante PCR quantitativa (qPCR) su un sistema di PCR in tempo reale con una miscela master a base di SYBR Green. Per determinare i livelli relativi di trascritto è stato utilizzato il metodo comparativo del Ct (2⁻△△Ct). Le sequenze dei primer utilizzate per l'amplificazione sono state: β-actin (Forward: 5'-CATGTACGTTGCTATCCAGGC-3'; Reverse: 5'-CTCCTTAATGTCACGCACGAT-3') e KDM1A (Forward: 5'-TGACCGGATGACTTCTCAAGA-3'; Reverse: 5'-GTTGGAGAGTAGCCTC AAATGTC-3').
Saggio delle sostanze reattive all'acido tiobarbiturico (TBARS)
Per misurare la perossidazione lipidica, i soprannatanti sono stati prima preparati da cellule C666-1 mediante precipitazione (15% TCA, 500 mM BHA) e centrifugazione per 10 min a 10.000 × g. Questi soprannatanti sono stati quindi fatti reagire con acido tiobarbiturico allo 0,375% e riscaldati a 100 °C per 10 min per generare l'addotto MDA-TBA. Il livello di questo addotto, indicativo della perossidazione lipidica, è stato determinato misurando l'assorbanza a 532 nm con un lettore di micropiastre23.
Rilevamento delle specie reattive dell'ossigeno lipidiche (ROS)
La perossidazione lipidica è stata rilevata utilizzando una sonda fluorescente per la perossidazione lipidica. Le cellule C666-1 sono state seminate in piastre a 6 pozzetti, coltivate durante la notte e successivamente esposte alla sonda fluorescente (2 µM). Questa sonda mostra uno spostamento della fluorescenza dal rosso al verde in seguito all'ossidazione. Il rapporto tra fluorescenza verde e rossa è stato analizzato mediante microscopio confocale a scansione laser e software di analisi delle immagini. Il rapporto di fluorescenza verde/rosso riportato in grafico è stato chiaramente definito e utilizzato come indicatore quantitativo dei livelli di perossidazione lipidica24.
Rilevamento di Fe2+
Il livello intracellulare di ferro ferroso (Fe2⁺) è stato misurato utilizzando una sonda fluorescente per il ferro intracellulare. Le cellule C666-1 sono state incubate con una sonda fluorescente a 10 µM per 10 minuti. Dopo il lavaggio con PBS per rimuovere l'eccesso di sonda, le cellule sono state analizzate mediante microscopia a fluorescenza.
Analisi di docking molecolare
Il docking molecolare è un metodo computazionale fondamentale che facilita la progettazione di nuovi farmaci prevedendo l'affinità di legame e l'interazione tra un ligando e la sua proteina bersaglio attraverso la valutazione delle loro modalità di legame25. A partire dalla pagina web RCSB PDB (https://www.rcsb.org/), è stata ottenuta la struttura tridimensionale della KDM1A (ID PDB: 6NQU). Per la preparazione della struttura proteica della KDM1A, è stata rimossa l'acqua e sono stati eliminati i ligandi piccoli non rilevanti. La simulazione di docking molecolare è stata eseguita mediante software di docking molecolare utilizzando l'algoritmo genetico Lamarckiano, e la visualizzazione è stata effettuata impiegando software di visualizzazione molecolare26.
Analisi statistica
Tutti gli esperimenti sono stati eseguiti utilizzando almeno tre replicati biologici indipendenti e i risultati sono presentati come media ± deviazione standard (SD). L'analisi statistica è stata condotta mediante software di analisi statistica. Le differenze tra più gruppi sono state valutate mediante analisi della varianza unidirezionale (ANOVA) seguita dal test post-hoc di Tukey per confronti multipli. Un valore di P inferiore a 0,05 è stato considerato indicativo di una differenza statisticamente significativa.