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Articolo metodologico

Una piattaforma microfluidica per studiare il ruolo della compressione meccanica nelle interazioni tra cellule tumorali e cellule immunitarie in una matrice extracellulare 3D

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DOI:

10.3791/72929

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28 agosto 2026

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1Department of Biomedical Engineering, Cornell University, 2Department of Biological and Environmental Engineering, Cornell University, 3Translational Science and Therapeutics Division, Fred Hutchinson Cancer Center, 4Department of Pathology, Albert Einstein College of Medicine

In questo articolo

Sommario

Presentiamo un protocollo per l'uso di una piattaforma microfluidica al fine di modellare le interazioni tra tumore e sistema immunitario in un ambiente tridimensionale (3D). I nostri risultati hanno rivelato che le cellule Natural Killer (NK) mantengono la loro attività anti-tumorale anche in condizioni di compressione meccanica.

Abstract

Le forze meccaniche influenzano in modo significativo la capacità delle cellule immunitarie di uccidere le cellule tumorali nel contesto dell'immunoterapia cellulare. Per eliminare le cellule tumorali, le cellule immunitarie devono esercitare forze sulla cellula bersaglio e formare una sinapsi immunitaria, attraverso la quale vengono rilasciate molecole citotossiche — tra cui la granzima B. Nonostante la loro importanza, rimane poco chiaro come i segnali meccanici possano essere sfruttati per potenziare l'uccisione mediata dal sistema immunitario. Questa lacuna conoscitiva è in parte dovuta alla mancanza di strumenti in grado di applicare uno stress meccanico ben controllato alle colture cellulari in un ambiente fisiologicamente realistico. In questo studio descriviamo un dispositivo microfluidico di compressione che permette di applicare una compressione statica o dinamica a sferoidi tumorali inclusi in una matrice extracellulare (ECM), consentendo al contempo l'acquisizione in tempo reale di immagini delle interazioni tra tumore e sistema immunitario mediante microscopia ottica.

La piattaforma microfluidica è composta da 12 compartimenti (6 di controllo e 6 funzionali). Ogni compartimento contiene una camera per cellule posizionata direttamente al di sotto dell'unità di controllo della pressione. Gli sferoidi inclusi nella matrice extracellulare (ECM) vengono posizionati all'interno della camera per cellule. Utilizzando questa piattaforma, abbiamo analizzato l'efficienza di uccisione delle cellule Natural Killer (NK) nei confronti di sferoidi tumorali del seno (MCF-7) in condizioni di compressione meccanica definita. I risultati hanno mostrato che le cellule NK sono rimaste i principali responsabili della morte degli sferoidi tumorali indipendentemente dalla compressione meccanica in collagene a 1,5 mg/mL. Pertanto, si suggerisce che le cellule NK possano mantenere la loro attività antitumorale sotto stress compressivo. Questi risultati dimostrano l'utilità di questa piattaforma nello studio del ruolo delle forze meccaniche nelle interazioni tra tumore e sistema immunitario. Studi in corso stanno identificando i meccanismi molecolari che consentono alle cellule immunitarie di adattarsi allo stress compressivo. Le conoscenze ottenute da questi studi potrebbero rivelare una promettente via terapeutica.

Introduzione

L'immunoterapia antitumorale basata su cellule è un approccio terapeutico che utilizza cellule immunitarie per colpire le cellule tumorali1. Questa strategia ha dimostrato un notevole successo nel trattamento dei tumori ematologici2,3,4. Tuttavia, il livello di successo osservato nei tumori ematologici non è stato ancora completamente ottenuto nel trattamento dei tumori solidi5,6,7. Uno dei principali motivi di questa limitazione è il microambiente tumorale immunosoppressivo (TME), specifico dei tumori solidi.

Il microambiente tumorale (TME) è caratterizzato da segnali meccanici distinti che possono regolare il comportamento cellulare. L'uccisione efficace delle cellule tumorali da parte delle cellule immunitarie richiede che queste ultime esercitino forze sulle cellule bersaglio e stabiliscano una sinapsi immunitaria attraverso la quale vengono rilasciate molecole citotossiche8. Pertanto, comprendere come le forze meccaniche influenzino la funzione delle cellule immunitarie potrebbe portare alla scoperta di nuove strategie terapeutiche per migliorare l'efficacia delle immunoterapie cellulari contro i tumori solidi.

Una caratteristica meccanica fondamentale del microambiente tumorale solido (TME) è lo stress compressivo che il microambiente tumorale esercita sul tumore in crescita9,10. Ad oggi, la maggior parte degli studi sulla compressione si è concentrata sugli effetti sul comportamento delle cellule tumorali10,11. Solo di recente l'attenzione si è spostata verso la comprensione di come la compressione influisca sulle cellule immunitarie all'interno del TME12. Di conseguenza, i meccanismi attraverso cui lo stress compressivo influenza la migrazione delle cellule Natural Killer (NK), la formazione della sinapsi immunitaria e l'attività citotossica rimangono poco chiari e insufficientemente quantificati. Questa lacuna rappresenta una limitazione fondamentale nella nostra comprensione di come i segnali meccanici all'interno del TME possano essere sfruttati per potenziare il targeting immunitario dei tumori solidi.

Un ostacolo principale per affrontare questa domanda è la mancanza di piattaforme sperimentali in grado di applicare una compressione controllata e quantificabile all'interno di microambienti tridimensionali fisiologicamente rilevanti, consentendo al contempo l'acquisizione in tempo reale di immagini delle interazioni tra tumore e sistema immunitario. I primi approcci sperimentali allo studio dello stress compressivo prevedevano l'inclusione di sferoidi in gel di agarosio13. Sebbene questo metodo catturasse efficacemente il confinamento fisico, eliminava le interazioni native tra matrice extracellulare (ECM) e cellule. Dolega et al. hanno applicato una pressione osmotica per indurre stress compressivo; tuttavia, i sferoidi erano sospesi nel mezzo di coltura e quindi rimanevano privi di interazioni con la ECM9. Pandey et al. hanno utilizzato un inserto tipo transwell e pesi per comprimere sferoidi inclusi nel collagene, preservando così le interazioni ECM-cellula, ma limitando l'acquisizione di immagini ad alta risoluzione necessaria per quantificare la motilità delle cellule immunitarie e la loro attività citotossica14. Nel complesso, questi limiti evidenziano la necessità di piattaforme sperimentali che consentano l'acquisizione in tempo reale di immagini delle risposte morfologiche delle cellule alla compressione all'interno del microambiente tumorale (TME).

In questo studio, presentiamo un protocollo per un dispositivo microfluidico di compressione15 che permette l'applicazione controllata di stress compressivo mantenendo interazioni fisiologicamente rilevanti tra la matrice extracellulare e le cellule, e supportando l'acquisizione di immagini ad alta risoluzione di dinamiche cellulari vive tra cellule immunitarie e tumorali. Il protocollo comprende la preparazione dei componenti del dispositivo (Sezione 1), il montaggio del dispositivo (Sezione 2) e l'acquisizione delle immagini relative alle interazioni tra tumore e sistema immunitario (Sezione 3). Illustreremo il flusso di lavoro utilizzando un saggio di lisi mediata da cellule NK su sferoidi tumorali marcati con proteina verde fluorescente (GFP). Oltre a questa applicazione, la piattaforma può essere facilmente adattata per studiare gli effetti delle forze meccaniche su un'ampia varietà di tipi cellulari e interazioni cellulari in microambienti tridimensionali.

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Protocollo

1. Preparazione dei componenti del dispositivo

  1. Attivazione della superficie della camera di caricamento del campione
    1. Posizionare una maschera sulla camera di caricamento del campione (Strato 1, L1) in modo che siano esposti soltanto i pozzetti.
    2. Esporre il Layer 1 mascherato al plasma di ossigeno per 15 s utilizzando l'impostazione ad alta potenza (45 W).
    3. Posizionare il Livello 1 in una piastra di Petri, quindi proseguire con i seguenti passaggi all'interno di una cappa a sicurezza biologica.
    4. Trattare ogni pozzetto con 10 µL di PEI (polietilenimina) al 1% per 10 min.
    5. Rimuovere il PEI dai pozzetti mediante aspirazione sotto vuoto partendo dai quattro angoli di ciascun pozzetto, per evitare di graffiare la superficie di vetro.
    6. Lavare le pozzette con 10 µL di soluzione salina tamponata al fosfato (PBS), quindi rimuovere il lavaggio mediante aspirazione a vuoto dal lato.
    7. Trattare le pozzette con 10 µL di glutaraldeide 0,1% per 30 min, quindi rimuovere la glutaraldeide mediante aspirazione sotto vuoto dagli angoli.
    8. Lavare i pozzetti con PBS per tre volte, rimuovendo il liquido dagli angoli dopo ogni lavaggio.
    9. Avvolgere la piastra di Petri contenente lo strato 1 con della pellicola di alluminio e lasciarla nell'armadio a sicurezza biologica per tutta la notte.
  2. Sterilizzazione del telaio metallico
    1. Immergere il disco di 38 mm × Cornice metallica da 88 mm e le dodici viti testa cilindrica M2.5 in etanolo al 70% per tutta la notte.
  3. Priming dell'unità di controllo della pressione
    1. Esponi l'unità di controllo della pressione a un plasma di ossigeno per 30 s utilizzando l'impostazione ad alta potenza (45 W).
    2. Immergere l'unità di controllo della pressione, con le caratteristiche rivolte verso il basso, in acqua deionizzata (DI) per tutta la notte per riempire i canali e le camere dell'unità di controllo della pressione.
    3. Il giorno successivo, rimuovere l'unità di controllo della pressione dall'acqua deionizzata in cui era immersa.
    4. Riempire un serbatoio microfluidico con 50 mL di acqua deionizzata.
      NOTA: Il serbatoio microfluidico è costituito da un tubo conico da 50 mL dotato di un coperchio personalizzato contenente due connessioni per tubi: una linea per tubo pneumatico e una linea per tubo di somministrazione del fluido.
    5. Collegare una siringa piena d'aria alla linea del tubo pneumatico.
    6. Premere lentamente lo stantuffo della siringa per pressurizzare il serbatoio e far scorrere l'acqua deionizzata attraverso il tubo di erogazione del fluido fino a quando il tubo non sarà completamente riempito e l'acqua inizierà a gocciolare dal tubo.
    7. Collegare il tubo di somministrazione del fluido, già riempito e gocciolante, attraverso il collettore in policarbonato e quindi all'ingresso da 1,5 mm situato sul retro dell'unità di controllo della pressione.
    8. Lasciare asciugare all'aria l'unità di controllo della pressione e il gruppo collettore per 2 h. Una volta completamente asciutti, l'unità di controllo della pressione e il gruppo collettore sono pronti per il passaggio successivo.

2. Assemblaggio del dispositivo

  1. Preparazione del collagene con cellule incorporate
    1. Rimuovere e asciugare la struttura metallica e le viti dall'etanolo al 70%.
    2. Nella cappa biologica, posizionare tre 600 µL microtubi sul ghiaccio. Etichettare i tubi come segue: "N" (neutralizzazione) "sp" (sferoidi MCF-7), e "sp+NK" (Sferoidi di MCF-7 con cellule NK)
    3. Preparare la miscela di neutralizzazione aggiungendo 10× il volume richiesto di Mezzo 199 (M199) e idrossido di sodio (NaOH) al "N" tubo
    4. Trasferire il volume appropriato della miscela M199:NaOH nel "sp" e "sp+NK" tubi per ottenere un finale 1× concentrazione
    5. Raccogliere gli sferoidi tumorali e centrifugare a 141 × g per 3 min per consentire agli sferoidi di sedimentare sul fondo del tubo.
      NOTA: gli sferoidi tumorali di circa 200 µm di diametro sono stati generati utilizzando una piattaforma di micropozzetti in agarosio precedentemente descritta16. In breve, 3 × 106 Le cellule MCF-7 sono state seminate in una piastra a 36 × matrice di 36 micropozzetti in agarosio costituita da pozzetti 200 µm di diametro e 200 µm in profondità e poi coltivati per 7 giorni per produrre gli sferoidi tumorali utilizzati negli esperimenti.
    6. Rimuovere con attenzione il soprannatante e risospendere gli sferoidi in 200 µL di mezzo completo MCF-7/NK 50:50 (Tabella 1 e Tabella 2).
    7. Raccogliere le cellule NK in un tubo conico da 50 mL, centrifugare a 141 × g per 4 min e conta le cellule.
      NOTA: la vitalità delle cellule NK deve essere >85% il giorno dell'esperimento.
    8. Risospendere il pellet risultante in 200 µL di mezzo NK completo.
    9. Aggiungere il volume appropriato della soluzione madre di collagene in ogni provetta per microcentrifuga.
    10. Aggiungere il volume appropriato di sospensione cellulare in ciascuna provetta per ottenere un volume finale di 200 µL contenente 1,5 mg/mL di collagene.
      NOTA: Il "sp" la sospensione contiene solo sferoidi tumorali, mentre il "sp+NK" la sospensione contiene sferoidi tumorali e 1,5 × 106 Cellule NK
    11. Mescolare delicatamente mediante pipettaggio per assicurare una distribuzione uniforme delle cellule e del collagene, minimizzando la formazione di bolle.
  2. Assemblaggio del dispositivo e caricamento delle cellule
    1. Posizionare il Livello 1 all'interno della cornice metallica essiccata.
    2. Caricare 9 µL della miscela di collagene in ogni pozzetto.
    3. Allineare l'unità di controllo della pressione e il gruppo collettore con le camere cellulari sul livello 1 utilizzando un microscopio.
    4. Inserire le viti essiccate attraverso il collettore e nel telaio metallico, fissando l'unità di controllo della pressione e lo Strato 1 tra il collettore e il telaio metallico.
    5. Posizionare il dispositivo assemblato in un 37 °C, 5% CO₂₂ incubatore per 45 min per consentire la polimerizzazione del collagene.
    6. Aggiungere mezzo di coltura cellulare completo MCF-7/NK in rapporto 50:50 attraverso le quattro porte per il mezzo.

3. Imaging delle interazioni tumore-immunitarie

  1. Posizionare il dispositivo assemblato all'interno dell'incubatore da palco montato su un microscopio a epifluorescenza invertito per l'acquisizione di immagini di cellule vive.
    NOTA: L'incubatore da palco ha mantenuto una temperatura di 37 °C e un'umidità di circa il 50% per tutta la durata dell'acquisizione delle immagini.
  2. Posizionare una scatola di contenimento secondaria sopra il dispositivo assemblato per mantenere l'ambiente interno a 37 °C, umidità al 100% e 5% di CO₂ per tutta la durata dell'acquisizione.
  3. Collegare il dispositivo al controllore di pressione utilizzando il tubo pneumatico.
  4. Acquisire immagini in campo chiaro e in GFP degli sferoidi tumorali prima di applicare la compressione, al fine di valutare la deformazione degli sferoidi successivamente alla compressione.
  5. Applicare una pressione costante di 120 mbar per tutta la durata dell'acquisizione delle immagini.
    NOTA: Il software del controllore di pressione consente all'utente di definire il profilo e l'intensità della pressione applicata durante l'esperimento. Supplementary Figure 1 contiene uno schema del sistema di controllo della pressione.
  6. Iniziare l'acquisizione in time-lapse acquisendo immagini in campo chiaro e in GFP ogni 10 minuti per 18 ore.
    NOTA: Le immagini sono state acquisite nel piano Z centrale di ciascuno sferoide tumorale utilizzando un obiettivo da 20× su un microscopio a epifluorescenza invertito. Le immagini in campo chiaro e in fluorescenza GFP sono state catturate con tempi di esposizione rispettivamente di 200,1 ms e 298,9 ms.

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Risultati

Per i seguenti esperimenti, è stato utilizzato un dispositivo microfluidico di compressione15 per modellare le interazioni tumore-immunitarie all'interno di un microambiente tridimensionale fisiologicamente rilevante, e allo stesso tempo, è in grado di applicare compressioni statiche e dinamiche agli sferoidi tumorali (Figura 1). I componenti del dispositivo (Figura 1A1) e il loro ordine di assemblaggio (

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Discussione

Questo metodo descrive l'uso di un dispositivo microfluidico di compressione per studiare gli effetti dello stress compressivo sulle interazioni tra tumore e sistema immunitario. Questo sistema è in grado di applicare una compressione meccanica controllata a sferoidi tumorali inclusi in una matrice tridimensionale di collagene. Il substrato di vetro che costituisce la base della camera per cellule (L1) permette un'immagine ad alta risoluzione di cellule vive, rendendo la piattaforma particolarmente adatta per studi volti...

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Dichiarazioni

Gli autori non hanno nulla da dichiarare.

Ringraziamenti

Questo lavoro è sostenuto da una sovvenzione del National Cancer Institute (Grant R01CA221346), dalla Lance R. Collins Fellowship del College of Engineering della Cornell University assegnata a FM e dal Cornell Provost’s Fund for Research Resilience assegnato a FM. Parte di questo lavoro è stata svolta presso il Cornell NanoScale Facility, membro della National Nanotechnology Coordinated Infrastructure (NNCI), che è sostenuta dalla National Science Foundation (Grant NNCI-2025233).

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Materiali

Elenco dei materiali utilizzati in questo articolo
NomeAziendaNumero di catalogoCommenti
1 N NaoHSigma-Aldrich797247 µL
Mezzo M199 10×Sigma-AldrichM0650200 µL
2-mercaptoetanoloThermoFisher313500100
Compressore d'ariaElveflowJun-Air Model 3 Compressor
Stadio microscopico automatico X-YApplied Scientific InstrumentationMS-2000
Camera CCDHamamtsu PhotonicsORCA-R2
Serum bovino fetale (FBS)GeminiBioS11150
Tubazione per somministrazione di fluidiEleveflowPTFE tubing spare rollDiametro esterno di 1/16 in
Sorgente luminosa a fluorescenzaExcelitas Technologies X-Cite series 120 PC unit
Acido folicoSigmaF7876
GlutaraldeideEM Sciences 160190,10%
Pulitore al plasma HarrickHarrick PlasmaPDC-001-HPImpostazione ad alta potenza (45 W)
Serum equino (HS)ThermoFisher16050-122
Microscopio invertito epifluorescenteOlympusIX81Obiettivo 20x (NA = 0,25), utilizzato con il software Olympus CellSens
MascheraArtus10 Sheet Aluminum Shim StockSpessore di 0,0125" (0,75 mm)
Linea cellulare stabile MCF-7/GFP (Puromicina)GenTarget IncSC050-G
Cornice metallicaProdotto su misura Prodotto su misura 
Reservoir microfluidicoEleveflow50 mL microfluidic reservoir 
Microscopio OlympusCKX41Obiettivo 4x              (NA = 0,1)
Mio-inositoloSigmaI7508
NK-92 MIATCCCRL-2407
Penicillina/streptomicinaGibco 15140122
Soluzione salina tamponata al fosfato (PBS) ThermoFisher 10010072
Tubazione pneumaticaEleveflowPUR polyether clear pipe inputDiametro esterno di 4" mm
Polietilenimmina (PEI)Sigma-AldrichP31431%
Controllore di pressioneElveflowOB1 NK4Utilizzato con il software Elveflow Smart Interface
Collagene di tipo I da coda di ratto Corning35424931,3 µL di collagene stock a 9,6 mg/mL
VitiPhillipsM2.5 a testa piana12 viti
Incubatore per palcoPrecision PlasticProdotto su misura
SiringaBecton Dickinson303134Abbinata a un connettore maschio luer con blocco integrale da 3/32" OD Barb di Eleveflow
Mezzo α-MEMThermoFisher12561056

Riferimenti

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