Induzione e manutenzione dell'anestesia
La scelta corretta degli anestetici per la chirurgia e altre procedure potenzialmente dolorose deve essere determinata da un veterinario. Questo si basa su numerosi aspetti, tra cui l'estensione e la durata della procedura, la specie e il ceppo, l'età e lo stato fisiologico dell'animale.
Gli anestetici sono disponibili come inalanti o iniettabili. L'anestesia chirurgica può essere eseguita utilizzando una combinazione di anestetici iniettabili e inalanti. 2
1. Induzione dell'anestesia inalante
L'anestesia inalante comprende isoflurano, sevoflurano e desflurano, con l'isoflurano usato più comunemente. Questi anestetici sono usati più spesso perché, con loro, è più facile controllare la profondità dell'anestesia. L'induzione dell'anestesia mediante anestetici per inalazione può essere effettuata con un barattolo a campana o una camera di induzione montata su un vaporizzatore di precisione.
- Vaso a campana
- Attrezzatura: un barattolo a campana o un barattolo di essiccazione con una piattaforma perforata in ceramica o plastica, un batuffolo di cotone, un anestetico liquido (isoflurano, sevoflurano o desflurano) e una cappa aspirante ventilata all'esterno.
- Preparazione
- Utilizzare il barattolo a campana sotto un cappuccio, e non sul banco, per evitare l'esposizione del personale ai gas anestetici.
- Assemblare il barattolo a campana con la piattaforma nella parte inferiore, creando uno spazio tra il fondo del barattolo e la piattaforma. Questo è necessario per evitare che l'animale entri in contatto con l'anestetico liquido.
- Indossando guanti in nitrile o altri guanti impermeabili, saturare il batuffolo di cotone con anestetico.
- Posiziona il batuffolo di cotone sotto la piattaforma nel barattolo della campana.
- Fissare il coperchio al barattolo a campana per evitare la fuoriuscita del vapore anestetico.
- Induzione
- Metti l'animale nel barattolo della campana facendo scorrere il coperchio da un lato.
- Una volta che l'animale è nel barattolo, sarà necessario osservare la sua attività e la respirazione per determinare la profondità dell'anestesia.
- L'animale è esposto all'anestetico, per effetto.
- Una volta che l'animale è completamente anestetizzato, far scorrere il coperchio da un lato, lasciando uno spazio sufficiente per consentire l'introduzione di una mano. Afferra la coda, la collottola o il corpo dell'animale anestetizzato e rimuovilo delicatamente dal barattolo della campana.
- Vaporizzatori di precisione
I vaporizzatori di precisione possono essere utilizzati con una camera a induzione o una maschera facciale. La macchina anestetica deve essere ispezionata prima di ogni procedura. L'anestetico corretto dovrebbe essere aggiunto se i livelli sono bassi. Il sistema di scavenging dovrebbe essere controllato per garantire che i gas di scarico siano completamente rimossi. Per i sistemi passivi di anestesia con gas di scarico, il contenitore di scavenging deve essere pesato per determinare se è ancora efficace. Generalmente, un aumento di peso di 50 grammi sopra il peso iniziale è il punto in cui viene speso il contenitore.- Attrezzatura
- Una camera di induzione, un vaporizzatore di precisione, un'unità di spurgo dei gas di scarico (passiva o attiva) e un anestetico liquido (isoflurano, sevoflurano o desflurano, come determinato dal tipo di vaporizzatore in uso).
- Preparazione
- Assemblare la camera di induzione in modo tale che l'ingresso provenga dal vaporizzatore e l'uscita sia dal sistema di scarico dei gas di scarico.
- Induzione
- Posizionare l'animale nella camera di induzione. Alcune camere hanno un coperchio scorrevole e altre hanno un coperchio incernierato che si blocca.
- Una volta che l'animale è nella camera, il flusso di ossigeno viene avviato e il vaporizzatore di precisione viene acceso a un livello di induzione di 3-4 per l'isoflurano. Livelli di consegna anestetici più bassi si tradurranno in un tempo di induzione più lungo.
- L'animale è esposto all'anestetico, per effetto.
- Una volta che l'animale è completamente anestetizzato, lavare la camera con ossigeno prima di rimuovere l'animale per prevenire l'esposizione del personale ai gas anestetici. Se la camera di induzione è collocata in una cappa aspirante, non è necessario il lavaggio con ossigeno per eliminare l'anestetico dalla camera prima dell'apertura.
- Afferrare la coda, la collottola o il corpo dell'animale anestetizzato e rimuoverlo delicatamente dalla camera.
- Attrezzatura
- Maschera per il viso
- L'attrezzatura comprende un cono o una maschera per il naso del roditore, un vaporizzatore di precisione, un'unità di scavenging dei gas di scarico (passiva o attiva) e un anestetico liquido (isoflurano, sevoflurano o desflurano, come determinato dal tipo di vaporizzatore in uso).
- Preparazione
- Assemblare il cono nasale o la maschera in modo tale che l'ingresso provenga dal vaporizzatore e l'uscita sia dal sistema di spurgo dei gas di scarico.
- Le macchine per anestesia dei roditori hanno spesso un interruttore per commutare l'erogazione del vapore anestetico dalla camera di induzione al cono o alla maschera del naso del roditore. Assicurarsi che questo sia impostato correttamente per la consegna anestetica del cono del naso.
- Induzione
- Poiché i gas anestetici hanno un odore sgradevole, molti animali si opporranno all'essere mascherati per induzione. Il metodo preferito è quello di utilizzare la scatola di induzione seguita dalla manutenzione con il cono del naso. Una volta che il naso o il viso dell'animale è saldamente nella maschera, il flusso di ossigeno viene avviato e il vaporizzatore di precisione viene acceso a un livello di induzione di 5 per l'isoflurano. Livelli di consegna anestetici più bassi si tradurranno in un tempo di induzione più lungo e un aumento della lotta da parte dell'animale.
- È imperativo che l'animale sia monitorato per la respirazione, poiché una presa troppo ferma durante l'induzione può causare asfissia.
- Non appena l'animale inizia a rilassarsi, il naso o il viso possono essere regolati nel cono del naso o nella maschera e la consegna dell'anestetico viene ridotta a un livello di mantenimento di 1,5-0,5 per l'isoflurano una volta raggiunto il completo rilassamento.
2. Induzione dell'anestesia con anestetici iniettabili
Gli anestetici iniettabili sono principalmente una miscela di ketamina e sedativi o rilassanti muscolari.
Le combinazioni comuni sono: 1) Rodent Cocktail, che consiste di ketamina (100 mg / ml), xilazina (20 mg / ml), acepromazina (10 mg / ml) e soluzione salina sterile (0,9% NaCl); 2) ketamina / xilazina 2: 1, che consiste di ketamina (100 mg / ml), xilazina (20 mg / ml) e soluzione salina sterile (0,9% NaCl); e 3) ketamina / xilazina Mouse Mix, che consiste di ketamina (100 mg / ml), xilazina (20 mg / ml) e soluzione salina sterile (0,9% NaCl). Quando si utilizza la combinazione di ketamina / xilazina, il potenziamento deve essere fatto solo con ketamina, non con xilazina, a causa dell'emivita di questi farmaci.
La combinazione di ketamina con sedativi e/o miorilassanti deve essere preparata come soluzione stock da cui possono essere prelevate dosi individuali. Gli agenti devono essere misurati con precisione e diluiti con soluzione salina sterile per garantire che agli animali vengano somministrate dosi adeguate. Poiché la ketamina è una sostanza controllata, la quantità utilizzata dalle bottiglie deve essere annotata su un "Registro dei farmaci controllati" e le miscele devono avere singoli "Registri delle sostanze controllate". Quando si preparano le miscele, aggiungere lentamente la ketamina alla bottiglia, poiché tende a schiumare se iniettata con forza. Per la miscela viene utilizzato un flacone sterile da 20 ml con tappo. Le bottiglie devono essere adeguatamente etichettate con il nome dei composti, la data miscelata, la data di scadenza, il numero di lotto di ketamina (in quanto si tratta di una sostanza controllata) e il dosaggio suggerito. La data di scadenza può essere determinata dalla data di scadenza dell'ingrediente (dipende dalle regole / linee guida della struttura / stato). Per una registrazione accurata della ketamina, sia la bottiglia vuota che la bottiglia piena devono essere pesate. Quindi, i pesi devono essere registrati sull'etichetta della miscela e sul singolo foglio di registro della sostanza controllata che viene preparato per ogni bottiglia. Conservare le miscele di ketamina in un'area buia e a temperatura controllata per mantenere la potenza.
- Preparazione del cocktail di roditori
- L'attrezzatura per la preparazione della soluzione anestetica comprende siringhe da 3 cc, una siringa da 12 cc, aghi da 22 g x 1", 1,8 cc di ketamina iniettabile 100 mg/ml, 1,8 cc di xilazina iniettabile 20 mg/ml, 0,6 cc di acepromazina iniettabile 10 mg/ml, 15,8 cc di soluzione salina sterile per iniezione e un'etichetta anestetica.
- Prelevare 15,8 cc di soluzione salina sterile e iniettarla nel flacone. Utilizzare la siringa da 12 cc e una siringa da 3 cc ed eliminare le bolle d'aria per misurazioni accurate.
- Aggiungere la ketamina, la xilazina e l'acepromazina alla bottiglia.
- Induzione del cocktail di roditori
- In generale, Rodent Cocktail viene utilizzato per l'anestesia del topo. A causa della variazione in risposta al cocktail di roditori nei ratti adulti, è meglio usato nei ratti sotto le 5 settimane di età. Rodent Cocktail può essere usato in combinazione con l'anestesia per inalazione, specialmente nei ratti.
- Il cocktail di roditori viene generalmente somministrato ai topi in base al peso, utilizzando il seguente calcolo: (BW x 10) - 50 = microlitri Cocktail di roditori da pazienti da pazienti. Questo varierà in base allo sforzo, all'età e allo stato di salute.
- Questa soluzione viene somministrata solo per via intraperitoneale. Se iniettato per via intramuscolare, ci può essere una grave reazione nel tessuto.
- Preparazione di ketamina/xilazina 2:1
- L'attrezzatura per la preparazione della soluzione anestetica comprende siringhe da 3 cc, aghi da 22 g x 1", 10 cc di ketamina iniettabile 100 mg/ml, 5 cc di xilazina iniettabile 20 mg/ml, un flacone sterile da 20 ml con tappo e un'etichetta anestetica.
- Aggiungere la ketamina e la xilazina alla bottiglia.
- Induzione
- Ketamina / xilazina 2: 1 è usato per l'anestesia per i ratti e può essere usato in combinazione con l'anestesia per inalazione.
- Ketamina/xilazina 2:1 viene generalmente somministrata a partire da una dose di 0,3 cc e aumentata di 0,02 cc con successivi eventi anestetici. Questo varierà in base allo sforzo, all'età e allo stato di salute.
- Ketamina/xilazina 2:1 viene somministrata solo per via intramuscolare.
- Preparazione di ketamina / xilazina Mouse Mix
- L'attrezzatura Ketamine/xylazine Mouse Mix necessaria per la preparazione della soluzione anestetica comprende siringhe da 3 cc, aghi da 22 g x 1", 3,6 cc di ketamina iniettabile da 100 mg/ml, 0,4 cc di xilazina iniettabile 20 mg/ml, soluzione salina sterile da 16 cc (0,9% NaCl), un flacone sterile da 20 ml con tappo e un'etichetta anestetica.
- Aggiungere la ketamina e la xilazina al flacone, facendo una soluzione 9:1 di ketamina a xilazina.
- Aggiungere la soluzione salina al flacone, ottenendo una miscela 1:4 di ketamina / xilazina 9: 1 a soluzione salina.
- Induzione di ketamina/ xilazina Mouse Mix
- Ketamina / xilazina Mouse Mix può anche essere usato in combinazione con l'anestesia per inalazione.
- Ketamina/xilazina Mouse Mix viene generalmente somministrato ai topi in base al peso, utilizzando il seguente calcolo: (BW x 10) - 50 = microlitri ketamina/xilazina Mouse Mix da venire somministrato. Questo varierà in base allo sforzo, all'età e allo stato di salute.
- Ketamina/ xilazina Mouse Mix può essere somministrato per via intraperitoneale.
3. Valutazione dell'anestesia
La profondità anestetica può essere valutata testando la risposta a vari stimoli. Il movimento volontario deriverà da stimoli fisici del corpo. Vedere la Tabella 1 per un elenco dei metodi fisici utilizzati per la valutazione della profondità anestetica.
| Metodo | Procedimento | Risposta |
| Pizzicamento della dita dei dita dei | Estendere la gamba e isolare la cinghia tra le dita dei piedi. Quest'area viene saldamente pizzicata usando le unghie o la pinza atraumatica. | Un riflesso positivo è indicato dalla retrazione della gamba o dal ritiro del piede. L'animale non è su un piano chirurgico di anestesia se c'è movimento della gamba o del corpo, vocalizzazione o marcato aumento delle respirazioni. |
| Pizzico di coda | La punta della coda viene pizzicata usando le dita o la pinna atraumatica. | Una reazione positiva è indicata da contrazioni o movimenti della coda. L'animale non è su un piano chirurgico di anestesia se c'è movimento della coda, vocalizzazione o marcato aumento delle respirazioni. |
| Pizzico all'orecchio | Usando le dita o la pinna atraumatica, pizzicare la punta della pinna. | Una reazione positiva è scuotere la testa o il movimento dei baffi in avanti. Se c'è movimento della testa, baffi, vocalizzazione o marcato aumento delle respirazioni, l'animale non è su un piano chirurgico di anestesia. |
| Riflesso palpebrale | Usando la punta delle dita, toccare il canthus mediale (angolo interno) dell'occhio. | Un riflesso positivo è indicato da un battito di ciglia in risposta al tocco delle palpebre. Se c'è movimento delle palpebre, baffi o marcato aumento delle respirazioni, l'animale non è su un piano chirurgico di anestesia. |
| Riflesso corneale | Utilizzando un applicatore con punta di cotone, toccare delicatamente la cornea (bulbo oculare). | Una risposta positiva è indicata da un battito di ciglia. Se c'è movimento delle palpebre, baffi o marcato aumento delle respirazioni, l'animale non si trova su un piano sufficientemente profondo di anestesia chirurgica. |
Tabella 1. Metodi di stimoli fisici per la valutazione della profondità anestetica. 2
Dovrebbero essere utilizzati anche indicatori fisiologici come frequenza cardiaca, frequenza respiratoria, pressione sanguigna, colore delle mucose e tempo di ricarica capillare. Mentre le osservazioni generali possono essere utili per rilevare i cambiamenti nella frequenza respiratoria degli animali, per utilizzare la frequenza cardiaca o la pressione sanguigna per la valutazione della profondità, sono necessarie attrezzature specializzate. Se è disponibile un elettrocardiografo, è possibile misurare la velocità e la forza dei battiti cardiaci. Per misurare la pressione sanguigna, ci sono una varietà di dispositivi che sono montati sopra la coda o anche su tutto il corpo. Gli stimoli fisici descritti nella Tabella 1 causeranno un aumento di tutti e tre questi parametri.
Il colore delle mucose, degli occhi, delle orecchie, della bocca, del naso, dell'ano e, in misura minore, delle zampe e della coda sono osservati per i cambiamenti. Le aree dovrebbero essere rosa, indicando un'adeguata respirazione e funzione cardiaca. Quando l'animale passa all'anestesia allo stadio IV, le respirazioni cessano, con conseguente cianosi - indicata da un colore blu o grigio - alle mucose e alla pelle circostante.
Il tempo di ricarica capillare è definito come la quantità di tempo impiegata affinché il colore ritorni a un letto capillare esterno dopo che è stato sbollentato dall'applicazione di pressione sull'area. Un bastoncino applicatore o un dito viene premuto sulle gengive, sulla pinna o sui letti ungueale degli animali anestetizzati. Il numero di secondi necessari affinché l'area sbollentata ritorni a un colore rosa non deve essere superiore a 1-2 secondi. Un tempo di ricarica prolungato suggerisce una riduzione della frequenza cardiaca o della forza delle contrazioni cardiache, indicando che l'animale potrebbe essere troppo profondamente anestetizzato e vicino alla morte.
È importante utilizzare diversi parametri per valutare la profondità anestetica. L'uso dello stesso dito o orecchio per pizzichi ripetuti desensibilizzerà l'area e la risposta sarà repressa e non fornirà una valutazione accurata della profondità dell'anestetico. Utilizzare siti alternativi per le valutazioni del pizzico delle dita dei dita e dell'orecchio. La profondità dell'anestetico deve essere rivalutata ogni 10-30 minuti durante l'intervento chirurgico. 2
Gli studi hanno dimostrato che ci sono cambiamenti cardiorespiratori in un animale anestetizzato. Mentre anestetizzati con farmaci iniettabili, gli animali sperimentano una frequenza respiratoria stabile; tuttavia, dimostrano variabilità nella gittata cardiaca. La risposta agli anestetici iniettabili è stata segnalata per variare notevolmente tra i diversi ceppi, quindi è difficile standardizzare il dosaggio. 7 Gli agenti inalanti tendono a diminuire la frequenza respiratoria ma hanno un impatto minore sul sistema cardiovascolare. Poiché il dosaggio dell'anestesia inalante è facilmente regolabile per tutta la durata della procedura, è spesso il metodo preferito.
Fonte: Kay Stewart, RVT, RLATG, CMAR; Valerie A. Schroeder, RVT, RLATG. Università di Notre Dame, IN
La Guida per la cura e l'uso degli animali da lab…
La scelta corretta degli anestetici per la chirurgia e altre procedure potenzialmente dolorose deve essere determinata da un veterinario. Questo si basa su numerosi aspetti, tra cui l'estensione e la durata della procedura, la specie e il ceppo, l'età e lo stato fisiologico dell'animale.
Gli anestetici sono disponibili come inalanti o iniettabili. L'anestesia chirurgica può essere eseguita utilizzando una combinazione di anestetici iniettabili e inalanti. 2
1. Induzione dell'anestesia inalante
L'anestesia inalante comprende isoflurano, sevoflurano e desflurano, con l'isoflurano usato più comunemente. Questi anestetici sono usati più spesso perché, con loro, è più facile controllare la profondità dell'anestesia. L'induzione dell'anestesia mediante anestetici per inalazione può essere effettuata con un barattolo a campana o una camera di induzione montata su un vaporizzatore di precisione.
- Vaso a campana
- Attrezzatura: un barattolo a campana o un barattolo di essiccazione con una piattaforma perforata in ceramica o plastica, un batuffolo di cotone, un anestetico liquido (isoflurano, sevoflurano o desflurano) e una cappa aspirante ventilata all'esterno.
- Preparazione
- Utilizzare il barattolo a campana sotto un cappuccio, e non sul banco, per evitare l'esposizione del personale ai gas anestetici.
- Assemblare il barattolo a campana con la piattaforma nella parte inferiore, creando uno spazio tra il fondo del barattolo e la piattaforma. Questo è necessario per evitare che l'animale entri in contatto con l'anestetico liquido.
- Indossando guanti in nitrile o altri guanti impermeabili, saturare il batuffolo di cotone con anestetico.
- Posiziona il batuffolo di cotone sotto la piattaforma nel barattolo della campana.
- Fissare il coperchio al barattolo a campana per evitare la fuoriuscita del vapore anestetico.
- Induzione
- Metti l'animale nel barattolo della campana facendo scorrere il coperchio da un lato.
- Una volta che l'animale è nel barattolo, sarà necessario osservare la sua attività e la respirazione per determinare la profondità dell'anestesia.
- L'animale è esposto all'anestetico, per effetto.
- Una volta che l'animale è completamente anestetizzato, far scorrere il coperchio da un lato, lasciando uno spazio sufficiente per consentire l'introduzione di una mano. Afferra la coda, la collottola o il corpo dell'animale anestetizzato e rimuovilo delicatamente dal barattolo della campana.
- Vaporizzatori di precisione
I vaporizzatori di precisione possono essere utilizzati con una camera a induzione o una maschera facciale. La macchina anestetica deve essere ispezionata prima di ogni procedura. L'anestetico corretto dovrebbe essere aggiunto se i livelli sono bassi. Il sistema di scavenging dovrebbe essere controllato per garantire che i gas di scarico siano completamente rimossi. Per i sistemi passivi di anestesia con gas di scarico, il contenitore di scavenging deve essere pesato per determinare se è ancora efficace. Generalmente, un aumento di peso di 50 grammi sopra il peso iniziale è il punto in cui viene speso il contenitore.- Attrezzatura
- Una camera di induzione, un vaporizzatore di precisione, un'unità di spurgo dei gas di scarico (passiva o attiva) e un anestetico liquido (isoflurano, sevoflurano o desflurano, come determinato dal tipo di vaporizzatore in uso).
- Preparazione
- Assemblare la camera di induzione in modo tale che l'ingresso provenga dal vaporizzatore e l'uscita sia dal sistema di scarico dei gas di scarico.
- Induzione
- Posizionare l'animale nella camera di induzione. Alcune camere hanno un coperchio scorrevole e altre hanno un coperchio incernierato che si blocca.
- Una volta che l'animale è nella camera, il flusso di ossigeno viene avviato e il vaporizzatore di precisione viene acceso a un livello di induzione di 3-4 per l'isoflurano. Livelli di consegna anestetici più bassi si tradurranno in un tempo di induzione più lungo.
- L'animale è esposto all'anestetico, per effetto.
- Una volta che l'animale è completamente anestetizzato, lavare la camera con ossigeno prima di rimuovere l'animale per prevenire l'esposizione del personale ai gas anestetici. Se la camera di induzione è collocata in una cappa aspirante, non è necessario il lavaggio con ossigeno per eliminare l'anestetico dalla camera prima dell'apertura.
- Afferrare la coda, la collottola o il corpo dell'animale anestetizzato e rimuoverlo delicatamente dalla camera.
- Attrezzatura
- Maschera per il viso
- L'attrezzatura comprende un cono o una maschera per il naso del roditore, un vaporizzatore di precisione, un'unità di scavenging dei gas di scarico (passiva o attiva) e un anestetico liquido (isoflurano, sevoflurano o desflurano, come determinato dal tipo di vaporizzatore in uso).
- Preparazione
- Assemblare il cono nasale o la maschera in modo tale che l'ingresso provenga dal vaporizzatore e l'uscita sia dal sistema di spurgo dei gas di scarico.
- Le macchine per anestesia dei roditori hanno spesso un interruttore per commutare l'erogazione del vapore anestetico dalla camera di induzione al cono o alla maschera del naso del roditore. Assicurarsi che questo sia impostato correttamente per la consegna anestetica del cono del naso.
- Induzione
- Poiché i gas anestetici hanno un odore sgradevole, molti animali si opporranno all'essere mascherati per induzione. Il metodo preferito è quello di utilizzare la scatola di induzione seguita dalla manutenzione con il cono del naso. Una volta che il naso o il viso dell'animale è saldamente nella maschera, il flusso di ossigeno viene avviato e il vaporizzatore di precisione viene acceso a un livello di induzione di 5 per l'isoflurano. Livelli di consegna anestetici più bassi si tradurranno in un tempo di induzione più lungo e un aumento della lotta da parte dell'animale.
- È imperativo che l'animale sia monitorato per la respirazione, poiché una presa troppo ferma durante l'induzione può causare asfissia.
- Non appena l'animale inizia a rilassarsi, il naso o il viso possono essere regolati nel cono del naso o nella maschera e la consegna dell'anestetico viene ridotta a un livello di mantenimento di 1,5-0,5 per l'isoflurano una volta raggiunto il completo rilassamento.
2. Induzione dell'anestesia con anestetici iniettabili
Gli anestetici iniettabili sono principalmente una miscela di ketamina e sedativi o rilassanti muscolari.
Le combinazioni comuni sono: 1) Rodent Cocktail, che consiste di ketamina (100 mg / ml), xilazina (20 mg / ml), acepromazina (10 mg / ml) e soluzione salina sterile (0,9% NaCl); 2) ketamina / xilazina 2: 1, che consiste di ketamina (100 mg / ml), xilazina (20 mg / ml) e soluzione salina sterile (0,9% NaCl); e 3) ketamina / xilazina Mouse Mix, che consiste di ketamina (100 mg / ml), xilazina (20 mg / ml) e soluzione salina sterile (0,9% NaCl). Quando si utilizza la combinazione di ketamina / xilazina, il potenziamento deve essere fatto solo con ketamina, non con xilazina, a causa dell'emivita di questi farmaci.
La combinazione di ketamina con sedativi e/o miorilassanti deve essere preparata come soluzione stock da cui possono essere prelevate dosi individuali. Gli agenti devono essere misurati con precisione e diluiti con soluzione salina sterile per garantire che agli animali vengano somministrate dosi adeguate. Poiché la ketamina è una sostanza controllata, la quantità utilizzata dalle bottiglie deve essere annotata su un "Registro dei farmaci controllati" e le miscele devono avere singoli "Registri delle sostanze controllate". Quando si preparano le miscele, aggiungere lentamente la ketamina alla bottiglia, poiché tende a schiumare se iniettata con forza. Per la miscela viene utilizzato un flacone sterile da 20 ml con tappo. Le bottiglie devono essere adeguatamente etichettate con il nome dei composti, la data miscelata, la data di scadenza, il numero di lotto di ketamina (in quanto si tratta di una sostanza controllata) e il dosaggio suggerito. La data di scadenza può essere determinata dalla data di scadenza dell'ingrediente (dipende dalle regole / linee guida della struttura / stato). Per una registrazione accurata della ketamina, sia la bottiglia vuota che la bottiglia piena devono essere pesate. Quindi, i pesi devono essere registrati sull'etichetta della miscela e sul singolo foglio di registro della sostanza controllata che viene preparato per ogni bottiglia. Conservare le miscele di ketamina in un'area buia e a temperatura controllata per mantenere la potenza.
- Preparazione del cocktail di roditori
- L'attrezzatura per la preparazione della soluzione anestetica comprende siringhe da 3 cc, una siringa da 12 cc, aghi da 22 g x 1", 1,8 cc di ketamina iniettabile 100 mg/ml, 1,8 cc di xilazina iniettabile 20 mg/ml, 0,6 cc di acepromazina iniettabile 10 mg/ml, 15,8 cc di soluzione salina sterile per iniezione e un'etichetta anestetica.
- Prelevare 15,8 cc di soluzione salina sterile e iniettarla nel flacone. Utilizzare la siringa da 12 cc e una siringa da 3 cc ed eliminare le bolle d'aria per misurazioni accurate.
- Aggiungere la ketamina, la xilazina e l'acepromazina alla bottiglia.
- Induzione del cocktail di roditori
- In generale, Rodent Cocktail viene utilizzato per l'anestesia del topo. A causa della variazione in risposta al cocktail di roditori nei ratti adulti, è meglio usato nei ratti sotto le 5 settimane di età. Rodent Cocktail può essere usato in combinazione con l'anestesia per inalazione, specialmente nei ratti.
- Il cocktail di roditori viene generalmente somministrato ai topi in base al peso, utilizzando il seguente calcolo: (BW x 10) - 50 = microlitri Cocktail di roditori da pazienti da pazienti. Questo varierà in base allo sforzo, all'età e allo stato di salute.
- Questa soluzione viene somministrata solo per via intraperitoneale. Se iniettato per via intramuscolare, ci può essere una grave reazione nel tessuto.
- Preparazione di ketamina/xilazina 2:1
- L'attrezzatura per la preparazione della soluzione anestetica comprende siringhe da 3 cc, aghi da 22 g x 1", 10 cc di ketamina iniettabile 100 mg/ml, 5 cc di xilazina iniettabile 20 mg/ml, un flacone sterile da 20 ml con tappo e un'etichetta anestetica.
- Aggiungere la ketamina e la xilazina alla bottiglia.
- Induzione
- Ketamina / xilazina 2: 1 è usato per l'anestesia per i ratti e può essere usato in combinazione con l'anestesia per inalazione.
- Ketamina/xilazina 2:1 viene generalmente somministrata a partire da una dose di 0,3 cc e aumentata di 0,02 cc con successivi eventi anestetici. Questo varierà in base allo sforzo, all'età e allo stato di salute.
- Ketamina/xilazina 2:1 viene somministrata solo per via intramuscolare.
- Preparazione di ketamina / xilazina Mouse Mix
- L'attrezzatura Ketamine/xylazine Mouse Mix necessaria per la preparazione della soluzione anestetica comprende siringhe da 3 cc, aghi da 22 g x 1", 3,6 cc di ketamina iniettabile da 100 mg/ml, 0,4 cc di xilazina iniettabile 20 mg/ml, soluzione salina sterile da 16 cc (0,9% NaCl), un flacone sterile da 20 ml con tappo e un'etichetta anestetica.
- Aggiungere la ketamina e la xilazina al flacone, facendo una soluzione 9:1 di ketamina a xilazina.
- Aggiungere la soluzione salina al flacone, ottenendo una miscela 1:4 di ketamina / xilazina 9: 1 a soluzione salina.
- Induzione di ketamina/ xilazina Mouse Mix
- Ketamina / xilazina Mouse Mix può anche essere usato in combinazione con l'anestesia per inalazione.
- Ketamina/xilazina Mouse Mix viene generalmente somministrato ai topi in base al peso, utilizzando il seguente calcolo: (BW x 10) - 50 = microlitri ketamina/xilazina Mouse Mix da venire somministrato. Questo varierà in base allo sforzo, all'età e allo stato di salute.
- Ketamina/ xilazina Mouse Mix può essere somministrato per via intraperitoneale.
3. Valutazione dell'anestesia
La profondità anestetica può essere valutata testando la risposta a vari stimoli. Il movimento volontario deriverà da stimoli fisici del corpo. Vedere la Tabella 1 per un elenco dei metodi fisici utilizzati per la valutazione della profondità anestetica.
| Metodo | Procedimento | Risposta |
| Pizzicamento della dita dei dita dei | Estendere la gamba e isolare la cinghia tra le dita dei piedi. Quest'area viene saldamente pizzicata usando le unghie o la pinza atraumatica. | Un riflesso positivo è indicato dalla retrazione della gamba o dal ritiro del piede. L'animale non è su un piano chirurgico di anestesia se c'è movimento della gamba o del corpo, vocalizzazione o marcato aumento delle respirazioni. |
| Pizzico di coda | La punta della coda viene pizzicata usando le dita o la pinna atraumatica. | Una reazione positiva è indicata da contrazioni o movimenti della coda. L'animale non è su un piano chirurgico di anestesia se c'è movimento della coda, vocalizzazione o marcato aumento delle respirazioni. |
| Pizzico all'orecchio | Usando le dita o la pinna atraumatica, pizzicare la punta della pinna. | Una reazione positiva è scuotere la testa o il movimento dei baffi in avanti. Se c'è movimento della testa, baffi, vocalizzazione o marcato aumento delle respirazioni, l'animale non è su un piano chirurgico di anestesia. |
| Riflesso palpebrale | Usando la punta delle dita, toccare il canthus mediale (angolo interno) dell'occhio. | Un riflesso positivo è indicato da un battito di ciglia in risposta al tocco delle palpebre. Se c'è movimento delle palpebre, baffi o marcato aumento delle respirazioni, l'animale non è su un piano chirurgico di anestesia. |
| Riflesso corneale | Utilizzando un applicatore con punta di cotone, toccare delicatamente la cornea (bulbo oculare). | Una risposta positiva è indicata da un battito di ciglia. Se c'è movimento delle palpebre, baffi o marcato aumento delle respirazioni, l'animale non si trova su un piano sufficientemente profondo di anestesia chirurgica. |
Tabella 1. Metodi di stimoli fisici per la valutazione della profondità anestetica. 2
Dovrebbero essere utilizzati anche indicatori fisiologici come frequenza cardiaca, frequenza respiratoria, pressione sanguigna, colore delle mucose e tempo di ricarica capillare. Mentre le osservazioni generali possono essere utili per rilevare i cambiamenti nella frequenza respiratoria degli animali, per utilizzare la frequenza cardiaca o la pressione sanguigna per la valutazione della profondità, sono necessarie attrezzature specializzate. Se è disponibile un elettrocardiografo, è possibile misurare la velocità e la forza dei battiti cardiaci. Per misurare la pressione sanguigna, ci sono una varietà di dispositivi che sono montati sopra la coda o anche su tutto il corpo. Gli stimoli fisici descritti nella Tabella 1 causeranno un aumento di tutti e tre questi parametri.
Il colore delle mucose, degli occhi, delle orecchie, della bocca, del naso, dell'ano e, in misura minore, delle zampe e della coda sono osservati per i cambiamenti. Le aree dovrebbero essere rosa, indicando un'adeguata respirazione e funzione cardiaca. Quando l'animale passa all'anestesia allo stadio IV, le respirazioni cessano, con conseguente cianosi - indicata da un colore blu o grigio - alle mucose e alla pelle circostante.
Il tempo di ricarica capillare è definito come la quantità di tempo impiegata affinché il colore ritorni a un letto capillare esterno dopo che è stato sbollentato dall'applicazione di pressione sull'area. Un bastoncino applicatore o un dito viene premuto sulle gengive, sulla pinna o sui letti ungueale degli animali anestetizzati. Il numero di secondi necessari affinché l'area sbollentata ritorni a un colore rosa non deve essere superiore a 1-2 secondi. Un tempo di ricarica prolungato suggerisce una riduzione della frequenza cardiaca o della forza delle contrazioni cardiache, indicando che l'animale potrebbe essere troppo profondamente anestetizzato e vicino alla morte.
È importante utilizzare diversi parametri per valutare la profondità anestetica. L'uso dello stesso dito o orecchio per pizzichi ripetuti desensibilizzerà l'area e la risposta sarà repressa e non fornirà una valutazione accurata della profondità dell'anestetico. Utilizzare siti alternativi per le valutazioni del pizzico delle dita dei dita e dell'orecchio. La profondità dell'anestetico deve essere rivalutata ogni 10-30 minuti durante l'intervento chirurgico. 2
Gli studi hanno dimostrato che ci sono cambiamenti cardiorespiratori in un animale anestetizzato. Mentre anestetizzati con farmaci iniettabili, gli animali sperimentano una frequenza respiratoria stabile; tuttavia, dimostrano variabilità nella gittata cardiaca. La risposta agli anestetici iniettabili è stata segnalata per variare notevolmente tra i diversi ceppi, quindi è difficile standardizzare il dosaggio. 7 Gli agenti inalanti tendono a diminuire la frequenza respiratoria ma hanno un impatto minore sul sistema cardiovascolare. Poiché il dosaggio dell'anestesia inalante è facilmente regolabile per tutta la durata della procedura, è spesso il metodo preferito.
L'induzione e il mantenimento dell'anestesia costituiscono parte integrante delle cure veterinarie degli animali da laboratorio sottoposti a qualsiasi forma di procedura chirurgica. L'obiettivo dell'anestesia è immobilizzare adeguatamente l'animale e alleviare tutte le sensazioni di dolore. Oltre all'induzione, è necessario un monitoraggio preciso e costante per mantenere in sicurezza la corretta profondità dell'anestesia durante tutta la procedura.
In questo video, discuteremo brevemente i livelli di anestesia dei roditori e quale stadio si dovrebbe mirare a raggiungere. Successivamente, esamineremo i diversi metodi di induzione e mantenimento, i vari modi per garantire che l'animale sia sempre nella fase anestetica desiderata e, infine, alcuni esperimenti del mondo reale che prevedono l'uso di diversi anestetici per vari scopi.
Iniziamo discutendo i livelli. Ci sono quattro fasi di anestesia e quattro piani all'interno della fase tre o della fase chirurgica.
Durante la prima fase, l'animale diventa disorientato. La seconda fase è caratterizzata da una frequenza respiratoria irregolare e dalla perdita del riflesso raddrizzante. Nel primo piano del terzo stadio, i riflessi palpebrale e di deglutizione sono assenti. Durante il secondo piano, i riflessi laringei e corneali vengono persi. Fino a questo punto, l'anestetico non ha indotto amnesia o analgesia.
È al terzo piano che l'amnesia e l'analgesia progrediscono da parziali a complete e l'animale viene completamente anestetizzato per una procedura chirurgica. Il piano tre è anche indicato dalla paralisi dei muscoli intercostali, che si traduce in una respirazione diaframmatica che è una respirazione superficiale. Nel piano quattro, l'animale è stato sovradosato e può procedere rapidamente allo stadio quattro, dove c'è una paralisi completa sia dei muscoli intercostali che del diaframma, che può causare arresto respiratorio e infine portare alla morte.
Gli anestetici sono disponibili come inalanti o iniettabili e un veterinario deve decidere cosa usare per la procedura da eseguire. Questa scelta si basa su numerosi aspetti tra cui: l'entità e la durata della procedura, la specie e il ceppo, l'età e lo stato fisiologico dell'animale.
La classe degli anestetici inalanti comunemente usati comprende composti come l'isoflurano, il sevoflurano e il desflurano. Questi composti consentono un facile controllo della profondità dell'anestesia. Ci sono alcune opzioni di apparecchiature tra cui si può scegliere per somministrare anestetici inalanti.
Una delle scelte è una campana di vetro, che dovrebbe essere utilizzata sotto il cofano - e non sul banco - per evitare l'esposizione del personale ai gas anestetici. Assemblare il barattolo con una piattaforma forata in ceramica o plastica creando uno spazio tra il fondo del barattolo e la piattaforma. Successivamente, indossando guanti impermeabili, saturare un batuffolo di cotone con anestetico e posizionarlo sotto la piattaforma in modo che poggi sul fondo del barattolo. Quindi fissare immediatamente il coperchio per evitare la fuoriuscita del vapore anestetico. Per posizionare l'animale, far scorrere il coperchio da un lato, introdurre l'animale e fissarlo immediatamente. Successivamente, osservare l'attività e la respirazione per determinare la profondità dell'anestesia ed esporre l'animale all'inalante per effetto. Si noti che la piattaforma funge da barriera e impedisce all'animale di entrare in contatto diretto con l'anestetico liquido.
Un'alternativa alla campana di vetro è una camera di induzione utilizzata in combinazione con un vaporizzatore di precisione collegato a un serbatoio di ossigeno. Il primo passo è assicurarsi che il vaporizzatore sia riempito con una quantità adeguata di anestetico liquido. Quindi, controllare il sistema di evacuazione dei gas di scarico. Se si tratta del sistema passivo comunemente usato, pesare il contenitore per determinare se è ancora efficace. Generalmente un aumento di cinquanta grammi rispetto al peso iniziale è il punto in cui si spende la tanica. Il prossimo passo è assemblare la camera di induzione. Assicurarsi che l'ingresso provenga dal vaporizzatore e l'uscita sia al sistema di evacuazione dei gas di scarico.
Per iniziare, posizionare l'animale nella camera di induzione e chiudere il coperchio. Una volta che l'animale è nella camera, avviare prima il flusso di ossigeno alla velocità di 1 litro al minuto, quindi regolare l'impostazione del vaporizzatore di precisione su un livello di induzione del 3-4% per l'isoflurano. Come una campana di vetro, esponi l'animale all'anestetico per effetto. Una volta che l'animale è completamente anestetizzato, sciacquare la camera con l'ossigeno spegnendo l'isoflurano prima di rimuovere delicatamente l'animale. Questo per prevenire l'esposizione del personale ai gas anestetici.
Un altro metodo per l'induzione dell'anestesia è tramite cono nasale o maschera facciale, anch'essi collegati al vaporizzatore di precisione. Tuttavia, poiché i gas anestetici hanno un odore sgradevole, gli animali possono obiettare all'essere mascherati per l'induzione. Inoltre, c'è anche il rischio di causare asfissia a causa di una presa troppo salda. Pertanto, il metodo preferito è quello di utilizzare la scatola di induzione o la campana di vetro per indurre l'anestesia seguita dal mantenimento con il cono del naso. Il più delle volte, l'assemblaggio è tale che il cono e la camera di induzione sono entrambi collegati allo stesso vaporizzatore con una levetta intermedia per commutare l'erogazione del vapore anestetico dalla camera di induzione al cono del naso e viceversa. Dopo aver anestetizzato l'animale nella camera, fissare il suo muso nel cono e azionare la levetta sul tubo per reindirizzare il flusso di gas al cono anteriore. Monitorare la respirazione e, dopo aver verificato che l'animale è rilassato, ridurre l'anestetico a un livello di mantenimento dello 0,5 - 1,5 %. Inoltre, applicare un unguento oftalmico sugli occhi per prevenire l'essiccazione corneale.
Per gli anestetici iniettabili, una miscela di ketamina e altri sedativi o rilassanti muscolari tra cui xilazina e/o acepromazina. Diverse combinazioni possono essere preparate utilizzando questi composti. Vedere il testo seguente per i rapporti di uso comune. Si noti che la ketamina è una sostanza controllata e quindi la quantità utilizzata deve essere annotata nel registro delle droghe controllate e le miscele devono avere i loro registri di sostanze controllate individuali. A seconda della specie, dell'età e dello stato di salute dell'animale, vengono selezionate la miscela e la dose dell'anestetico e la soluzione può essere iniettata per via intraperitoneale o intramuscolare. Di solito, gli anestetici per iniezione e inalazione vengono utilizzati in combinazione per ottenere l'anestesia chirurgica.
Ora che sai come indurre l'anestesia, impariamo a conoscere la valutazione della profondità dell'anestesia, che è importante monitorare ogni 10-30 minuti per assicurarsi che l'animale non venga danneggiato durante la procedura. Esistono diversi metodi per farlo nei roditori.
Un metodo comunemente usato è il pizzicamento delle dita. Estendi la zampa dell'animale e isola la fettuccia tra le dita dei piedi. Quindi pizzica con decisione l'area usando le unghie o una pinza atraumatica. Un riflesso positivo è indicato dalla retrazione della gamba o dal ritiro del piede. Un altro metodo è il pizzicamento della coda eseguito sulla punta della coda. Una reazione positiva è dimostrata da contrazioni o movimenti della coda. Puoi anche pizzicare la punta del padiglione auricolare e, se c'è uno scuotimento della testa o il movimento dei baffi in avanti, l'animale non si trova sul piano chirurgico dell'anestesia.
Per controllare la profondità dell'anestesia, si può anche toccare il canto mediale o l'angolo interno dell'occhio per suscitare il riflesso palpebrale, indicato da un battito di ciglia in risposta al tocco delle palpebre. Anche se c'è movimento delle palpebre, dei baffi o un marcato aumento della respirazione, l'animale non si trova sul piano chirurgico dell'anestesia.
Infine, si può controllare il riflesso corneale toccando la cornea con un dito guantato o un applicatore con punta di cotone. Una risposta positiva è indicata da un lampeggio.
È importante alternare i siti per valutare la profondità dell'anestetico. L'uso dello stesso dito o orecchio per pizzichi ripetuti desensibilizzerà l'area e la risposta sarà repressa e non fornirà una valutazione accurata della profondità dell'anestetico.
Oltre a questi metodi di valutazione degli stimoli fisici, è necessario monitorare anche gli indicatori fisiologici tra cui la frequenza cardiaca, la frequenza respiratoria, la pressione sanguigna, il colore delle mucose e il tempo di riempimento dei capillari. Mentre le osservazioni generali possono essere utili per rilevare i cambiamenti nella frequenza respiratoria, per utilizzare la frequenza cardiaca per la valutazione della profondità, possono essere utilizzate apparecchiature specializzate come l'elettrocardiografo. Per misurare la pressione sanguigna, ci sono una varietà di dispositivi che possono essere montati sulla coda o anche su tutto il corpo. Anche il colore delle mucose, degli occhi, delle orecchie, della bocca, del naso, dell'ano, delle zampe e della coda può indicare la profondità dell'anestesia. Queste aree dovrebbero essere rosa, suggerendo una respirazione e una frequenza cardiaca adeguate.
Per controllare il tempo di ricarica capillare, premere sul padiglione auricolare degli animali anestetizzati e contare il numero di secondi necessari affinché l'area sbollentata torni a un colore rosa. Questo non deve essere più di 1 o 2 secondi. Un tempo di ricarica prolungato suggerisce una riduzione della frequenza cardiaca o della forza della contrazione cardiaca, indicando che l'animale potrebbe essere troppo profondamente anestetizzato e vicino alla morte. Dopo aver rimosso l'animale dall'anestesia, non deve essere riportato nella struttura di stabulazione fino a quando non si è ripreso dall'anestesia, a meno che non sia continuamente monitorato nell'area di stabulazione.
Ora che abbiamo appreso i principi e le procedure dell'induzione e del mantenimento dell'anestesia dei roditori, diamo un'occhiata ad alcune delle frequenti applicazioni degli anestetici nella ricerca biomedica di oggi.
Probabilmente l'uso più comune dell'anestesia dei roditori è prima e durante l'intervento chirurgico. Ad esempio, qui i ricercatori volevano sviluppare un modello di ictus causato dalla formazione di coaguli nel cervello. Per raggiungere questo obiettivo, hanno indotto l'anestesia nei topi e poi hanno perforato il cranio per creare una finestra sottile. E mentre l'animale era ancora sedato, questi scienziati hanno iniettato un colorante fotosensibile nella circolazione. Successivamente, hanno indotto la fotoattivazione con l'aiuto di un laser attraverso il cranio perforato per causare la formazione di un coagulo nel sistema vascolare cranico.
Un altro caso in cui è necessaria l'anestesia dei roditori è l'esecuzione di analisi fisiologiche. Ad esempio, gli scienziati usano spesso elettrodi ECG su animali anestetizzati per monitorare l'attività cardiaca. Oppure usano sonde a ultrasuoni per determinare la velocità di movimento del diaframma per quantificare in modo più accurato la frequenza respiratoria.
Infine, l'uso dell'anestesia è obbligatorio quando si eseguono esperimenti di sopravvivenza in utero. Ad esempio, l'elettroporazione in utero -- un metodo in cui una femmina incinta viene anestetizzata, viene praticata un'incisione per esporre gli embrioni in via di sviluppo e vengono utilizzati elettrodi per indurre l'assorbimento cellulare embrionale del materiale genetico iniettato.
Hai appena visto il video di JoVE sulla somministrazione e la manutenzione dell'anestesia. Poiché l'anestesia dei roditori facilita l'esecuzione di una così vasta gamma di esperimenti biologici, è imperativo che ogni scienziato possieda l'abilità di indurre e mantenere la corretta profondità dell'anestetico durante un esperimento. Come sempre, grazie per la visione!
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Q1: What are the four stages of anesthesia in rodents?
Stage one involves an increasing pain threshold with minimal behavioral changes. Stage two is characterized by disorientation and irregular breathing. Stage three, the surgical stage, has four planes where the animal progresses from loss of righting reflex to complete anesthesia suitable for surgery. Stage four represents overdose with complete paralysis, potentially leading to respiratory arrest and death.
Q2: How should you prepare equipment before inducing anesthesia with an inhalant anesthetic?
First, fill the precision vaporizer with appropriate liquid anesthetic. Check the waste gas scavenging system canister by weighing it; replace if it has increased fifty grams above starting weight. Assemble the induction chamber ensuring input connects from the vaporizer and output connects to the scavenging system. Verify all connections are secure before placing the animal in the chamber.
Q3: What is the preferred method for inducing anesthesia in rodents?
The preferred method is induction in a precision vaporizer-connected chamber at 3-5% isoflurane with 1 liter per minute oxygen flow. After the animal is fully anesthetized, flush the chamber with oxygen by turning off isoflurane before gently removing the animal. This reduces personnel exposure to anesthetic gases compared to using a nose cone or facemask, which animals may resist.
Q4: How do you assess anesthetic depth during a surgical procedure?
Assess anesthetic depth every 10-15 minutes using physical methods like toe pinch, tail pinch, or pinna pinch to check for withdrawal reflexes. Also evaluate the palpebral reflex by touching the medial canthus and the corneal reflex by touching the cornea. Monitor physiological indicators including heart rate, respiratory rate, blood pressure, mucous membrane color, and capillary refill time, which should not exceed 1-2 seconds.
Q5: What factors determine which anesthetic to use for a rodent procedure?
The choice of anesthetic depends on the extent and duration of the procedure, the species and strain, the animal's age, and its physiological status. Accurate body weight measurement is essential before anesthesia to ensure appropriate dose calculation, minimize overdose risk, and support animal welfare. Injectable anesthetics like ketamine combined with sedatives or muscle relaxers offer alternatives to inhalant compounds like isoflurane.
Q6: Why is thermal support necessary during rodent anesthesia?
Rodents are prone to hypothermia during anesthesia lasting longer than five minutes. Controlled thermal support is required to maintain body temperature and prevent overheating. Hypothermia can complicate recovery and compromise animal welfare. Temperature monitoring and appropriate heating devices should be used throughout the anesthetic procedure to maintain normal body temperature.
Q7: What should you do after anesthesia to ensure proper animal recovery?
Animals should recover in a controlled environment with thermal support and appropriate analgesia. Monitor animals continuously until they regain sternal recumbency, normal respiratory function, and appropriate responsiveness. Only fully recovered animals should be returned to their housing. Animals showing anesthetic complications like respiratory depression or delayed recovery require immediate humane intervention and veterinary consultation.
Capitoli in questo video
0:15
Overview
1:10
Levels of Anesthesia
2:49
Anesthesia Induction Procedures: Inhalation and Injection
8:25
Anesthetic Depth Assessment
11:55
Applications
13:34
Summary