Creazione di una colonna di Winogradsky: un metodo per arricchire le specie microbiche presenti in un campione di sedimento

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Creating a Winogradsky Column: A Method to Enrich the Microbial Species in a Sediment Sample

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08:08 min
April 30, 2023

Panoramica

Fonte: Elizabeth Suter1, Christopher Corbo1, Jonathan Blaize1
1 Dipartimento di Scienze Biologiche, Wagner College, 1 Campus Road, Staten Island NY, 10301

La colonna Winogradsky è un ecosistema in miniatura e chiuso utilizzato per arricchire le comunità microbiche dei sedimenti, in particolare quelle coinvolte nel ciclo dello zolfo. La colonna fu utilizzata per la prima volta da Sergei Winogradsky nel 1880 e da allora è stata applicata nello studio di molti microrganismi diversi coinvolti nella biogeochimica, come fotosintetizzatori, ossidanti dello zolfo, riduttori di solfato, metanogeni, ossidanti del ferro, ciclori di azoto e altro (1,2).

La maggior parte dei microrganismi sulla Terra sono considerati incoltibili, il che significa che non possono essere isolati in una provetta o su una capsula di Petri (3). Ciò è dovuto a molti fattori, tra cui il fatto che i microrganismi dipendono da altri per determinati prodotti metabolici. Le condizioni in una colonna di Winogradsky imitano da vicino l’habitat naturale di un microrganismo, comprese le loro interazioni con altri organismi, e consentono di farli crescere in laboratorio. Pertanto, questa tecnica consente agli scienziati di studiare questi organismi e capire quanto siano importanti per i cicli biogeochimici della Terra senza doverli coltivare in isolamento.

Gli ambienti della Terra sono pieni di microrganismi che prosperano in tutti i tipi di habitat,come suoli, acqua oceanica, nuvole e sedimenti di acque profonde. In tutti gli habitat, i microrganismi dipendono l’uno dall’altro. Man mano che un microrganismo cresce, consuma particolari substrati,inclusi combustibili ricchi di carbonio come zuccheri e sostanze nutritive, vitamine e gas respiratori come l’ossigeno. Quando queste importanti risorse si esauriscono, diversi microrganismi con diverse esigenze metaboliche possono quindi fiorire e prosperare. Ad esempio, nella colonna Winogradsky, i microbi consumano prima il materiale organico aggiunto mentre esauriscono l’ossigeno negli strati inferiori della colonna. Una volta esaurito l’ossigeno, gli organismi anaerobici possono quindi prendere il sopravvento e consumare diversi materiali organici. Questo sviluppo consecutivo di diverse comunità microbiche nel tempo è chiamato successione (4). La successione microbica è importante in una colonna di Winogradsky, dove l’attività microbica cambia la chimica del sedimento, che quindi influenza l’attività di altri microbi e così via. Molti microrganismi nei suoli e nei sedimenti vivono anche lungo gradienti, che sono zone di transizione tra due diversi tipi di habitat in base alle concentrazioni di substrati (5). Nel punto corretto del gradiente, un microbo può ricevere quantità ottimali di diversi substrati. Man mano che una colonna winogradsky si sviluppa, inizia a imitare questi gradienti naturali, in particolare nell’ossigeno e nel solfuro (Fig. 1).

Figure 1
Figura 1: Rappresentazione dei gradienti di ossigeno (O2) e solfuro (H2S) che si sviluppano in una colonna di Winogradsky.

In una colonna Winogradsky, il fango e l’acqua di uno stagno o di una zona umida sono mescolati in una colonna trasparente e lasciati incubare, in genere alla luce. Ulteriori substrati vengono aggiunti alla colonna per fornire alla comunità fonti di carbonio, di solito sotto forma di cellulosa e zolfo. I fotosintetizzatori in genere iniziano a crescere negli strati superiori del sedimento. Questi microrganismi fotosintetici sono in gran parte composti da cianobatteri, che producono ossigeno e appaiono come uno strato verde o rosso-marrone (Fig. 2, Tabella 1). Mentre la fotosintesi produce ossigeno, l’ossigeno non è molto solubile in acqua e diminuisce al di sotto di questo strato (Fig. 1). Questo crea un gradiente di ossigeno, che va da alte concentrazioni di ossigeno negli strati superiori a zero ossigeno negli strati inferiori. Lo strato ossigenato è chiamato strato aerobico e lo strato senza ossigeno è chiamato strato anaerobico.

Nello strato anaerobico, molte diverse comunità microbiche possono proliferare a seconda del tipo e della quantità di substrati disponibili, della fonte dei microbi iniziali e della porosità del sedimento. Nella parte inferiore della colonna, gli organismi che anaerobamente abbattono la materia organica possono prosperare. La fermentazione microbica produce acidi organici dalla scomposizione della cellulosa. Questi acidi organici possono quindi essere utilizzati dai riduttori di solfato, che ossidano quelle sostanze organiche usando il solfato e producono solfuro come sottoprodotto. L’attività dei riduttori di solfato è indicata se il sedimento diventa nero, perché ferro e solfuro reagiscono per formare minerali di solfuro di ferro nero (Fig. 2, Tabella 1). Il solfuro si diffonde anche verso l’alto, creando un altro gradiente in cui le concentrazioni di solfuro sono alte nella parte inferiore della colonna e basse nella parte superiore della colonna (Fig. 1).

Vicino al centro della colonna, gli ossidanti di zolfo sfruttano l’apporto di ossigeno dall’alto e solfuro dal basso. Con la giusta quantità di luce, gli ossidanti fotosintetici dello zolfo possono svilupparsi in questi strati. Questi organismi sono noti come batteri dello zolfo verde e viola e spesso appaiono come filamenti e macchie verdi, viola o rosso porpora (Fig. 2, Tabella 1). I batteri dello zolfo verde hanno una maggiore tolleranza per il solfuro e di solito si sviluppano nello strato direttamente sotto i batteri dello zolfo viola. Sopra i batteri dello zolfo viola, possono anche svilupparsi batteri viola non solforo. Questi organismi fotosintetizzano usando acidi organici come donatori di elettroni invece di solfuro e spesso appaiono come uno strato rosso, viola, arancione o marrone. Gli ossidanti di zolfo non fotosintetici possono svilupparsi sopra i batteri viola non solforati, e questi di solito appaiono come filamenti bianchi (Fig. 2, Tabella 1). Inoltre, le bolle possono anche formarsi nella colonna Winogradsky. Le bolle negli strati aerobici indicano la produzione di ossigeno da parte dei cianobatteri. Le bolle negli strati anaerobici sono probabilmente dovute all’attività dei metanogeni,organismi che anaerobicamente abbattono la materia organica e formano il metano come sottoprodotto.

Posizione nella colonna Gruppo funzionale Esempi di organismi Indicatore visivo
In alto Fotosintetizzatori Cianobatteri Strato verde o bruno-rossastro. A volte bolle di ossigeno.
Ossidanti dello zolfo non fotosintetici Beggiatoa, Thiobacilus Strato bianco.
Batteri viola nonsolforo Rhodomicrobium, Rhodospirilum, Rhodopseuodmonas Strato rosso, viola, arancione o marrone.
Batteri dello zolfo viola Cromatio Strato viola o rosso porpora.
Batteri dello zolfo verde Clorobio Strato verde.
Batteri che riducono il solfato Desulfovibrio, Desulfotomaculum, Desulfobacter, Desulfuromonas Strato nero.
Fondoschiena Metanogeni Metanococco, Metanosarcina A volte bolle di metano.

Tabella 1: I principali gruppi di batteri che possono apparire in una classica colonna Winogradsky, dall’alto verso il basso. Vengono forniti esempi di organismi di ciascun gruppo e vengono elencati gli indicatori visivi di ciascuno strato di organismi. Basato su Perry et al. (2002) e Rogan et al. (2005).

Procedura

1. Configurazione Per impostare una colonna Winogradsky, avrai bisogno di alcune forniture di base: Una pala, un secchio e una bottiglia per raccogliere i campioni sul campo Un recipiente verticale e trasparente, come un cilindro graduato o una bottiglia d’acqua di plastica di circa 1L Involucro di plastica e elastici grandi ciotole di miscelazione e cucchiaio grande per mescolare Una fonte di zolfo (tuorlo d’uovo o solfato di calcio) Una fonte di carbonio organico (cellulosa, sotto forma di giornale triturato) Una fonte di luce (finestra soleggiata o lampada da tavolo) Suolo o fango raccolti da una palude, zona umida, stagno o ruscello Acqua dello stesso habitat FACOLTATIVO Per alcuni degli esperimenti facoltativi descritti in questo protocollo sarà necessario quanto segue: Sale da tavola Cellophane di colore diverso Una fonte di ferro (come un chiodo o lana d’acciaio) Un frigorifero con una fonte di luce Un radiatore vicino a una fonte di luce Se si utilizza una bottiglia d’acqua di plastica, tagliare l’area del collo in modo che la colonna sia di forma cilindrica. Rimuovere eventuali involucri in modo che la luce possa penetrare attraverso la plastica. Le uova crude possono contenere Salmonella e devono essere maneggiate con cura. Dovrebbero essere seguite tecniche adeguate per il lavaggio delle mani. In alternativa, è possibile utilizzare l’uovo sodo. Inoltre, non c’è modo di sapere con certezza se fango o sedimenti sono contaminati da acque reflue o altre sostanze nocive. I guanti devono essere usati quando si mescola il fango e si imposta la colonna. 2. Assemblaggio di una colonna Winogradsky Usando la pala, scavare e raccogliere il fango nel secchio. I sedimenti dovrebbero essere vicino al bordo dell’acqua e completamente saturi di acqua. Avrai bisogno di abbastanza fango per riempire ogni colonna Winogradsky. Raccogliere un po ‘d’acqua dalla stessa fonte nella bottiglia del campione (sono necessari circa 3000 ml per colonna). In laboratorio, trasferisci abbastanza fango nella prima ciotola di miscelazione per riempire ~ 75% della colonna di volume da 1 litro. Quindi, setacciare per rimuovere grandi rocce, ramoscelli o foglie mentre si utilizza il cucchiaio per rompere i ciuffi. Aggiungi un po ‘dell’acqua che hai raccolto nella ciotola di miscelazione mentre mescoli. Aggiungere fino a quando la consistenza della miscela acqua-fango è come un frappè. Continua ad assicurarti che non ci siano grumi. Trasferire circa 1/3 del frappè di fango d’acqua nella seconda ciotola. Aggiungere il tuorlo d’uovo e una manciata di giornale tritato e mescolare. Aggiungere la miscela di fango, tuorlo d’uovo e giornale alla colonna fino a quando la colonna è piena di circa 1/4. Aggiungere la normale miscela acqua-fango nella colonna fino a quando la colonna è piena di circa 3/4. Aggiungi l’acqua aggiuntiva alla colonna, lasciando solo un piccolo spazio (~ 1/2 pollice) di aria in cima. Coprire la colonna con un involucro di plastica e fissare con un elastico. Incubare la colonna nella luce a temperatura ambiente. Per le prossime 4-8 settimane, monitorare i cambiamenti nella colonna Winogradsky per lo sviluppo di diversi strati colorati e la formazione di bolle, come descritto nella Tabella 1. Inoltre, è necessario registrare il tempo necessario per lo sviluppo di diversi livelli. 3. Modifiche opzionali alla colonna Winogradsky classica Aggiungere 25-50 g di sale per 1L di colonna Winogradsky al fango raccolto prima di aggiungere acqua e mescolare (passaggio 2.3). L’aggiunta di sale seleziona per i batteri alofili (amanti del sale). Substrati alternativi, come il ferro, sotto forma di chiodo o lana d’acciaio, possono essere aggiunti alla colonna insieme al tuorlo d’uovo e al giornale triturato (passaggio 2.4). Questo arricchirà i batteri ossidanti il ferro, come la Gallionella,e apparirà come uno strato color ruggine. Invece della temperatura ambiente (passaggio 2.9), la colonna può essere incubata vicino a un radiatore per selezionare i batteri termofili (amanti del calore) o in un frigorifero con una fonte di luce da selezionare per i batteri psicrofili (amanti del freddo). La quantità di luce che una colonna riceve durante l’incubazione (passaggio 2.9) può anche essere variata posizionando diverse colonne in condizioni di luce alta, scarsa illuminazione o oscurità. La lunghezza d’onda della luce in arrivo può essere limitata coprendo la colonna con cellophanes diversamente ombreggiati mentre incuba (passaggio 2.9) per determinare quali colori selezionano per diversi gruppi batterici. 4. Analisi dei dati Dopo 1-3 settimane, dovrebbe essere visibile una colorazione verde sulla parte superiore dello strato di fango della classica colonna Winogradsky (Fig. 2A). Questi sono i primi segni di crescita dello strato cianobatterico. Nel tempo, continuare a monitorare l’aspetto e l’evoluzione dei diversi strati, ognuno indicativo dei diversi tipi batterici. SUGGERIMENTO: Fare riferimento ai concetti e alla tabella 1 per capire quali batteri contribuiscono ai diversi strati. Figura 2A: Una foto di una classica colonna Winogradsky che ha incubato a temperatura ambiente per 21 giorni. Si noti il sedimento verde, indicativo di cianobatteri, nella parte superiore della colonna. Se sono state preparate anche modifiche alla classica colonna Winogradsky, confrontare i risultati di ciascuna colonna. Osservate i livelli in ciascuna delle colonne Winogradsky modificate. Prendi nota di quanto segue: Le colonne presentano lo stesso numero di livelli? Gli strati sono dello stesso colore e spessore? Gli strati si verificano alle stesse profondità? Quanto tempo ci è voluto per sviluppare ogni colonna? Una colonna si è sviluppata più lentamente delle altre? <!–5. Results In this experiment, water and sediment were collected from a freshwater habitat. Two Winogradsky columns were constructed and allowed to develop: a classical Winogradsky column incubated in the light at room temperature (Fig. 2A) and a Winogradsky column incubated in the dark at room temperature (Fig. 2B). Figure 2B: A photo of classical Winogradsky column (left), incubated at room temperature in light for 68 days and a Winogradsky column incubated at room temperature in the dark for 68 days (right). After allowing the columns to develop for 7-9 weeks, the layers in the classical column can be compared to the column incubated in the dark (Fig. 2B). In the classical Winogradsky column, a green cyanobacterial layer can be observed near the top of the tube. Near the center of the tube, a red-purple layer can be observed, indicative of purple nonsulfur bacteria. Under this layer, a purple-red layer is observed, indicative of purple sulfur bacteria. Directly under this layer, black sediment can be observed in the anaerobic region of the column, indicative of sulfate reducing bacteria. The column grown in the dark (Fig. 2B) developed differently than the classical Winogradsky column. Like the classical column, the dark column yielded black sediment near the bottom of the column, indicative of sulfate reducing bacteria. The dark column did not yield the green cyanobacterial layer, nor the red, purple, or green layers indicative of purple nonsulfur, purple sulfur, and green sulfur bacteria, respectively. These groups are dependent on light for growth, and therefore unable to grow in the dark. The precise results of each Winogradsky column will vary widely with their incubation conditions and their source habitats. Microbial communities originating from freshwater habitats will not be accustomed to high salt concentrations and the addition of salt may slow down or inhibit growth. Conversely, there may be sufficient halophilic bacteria in brackish and saltwater habitats so that the addition of salts makes no difference or even enhances the growth of particular layers when compared to a column without added salts. Sandy sediments are more porous than muddy sediments. If enough sulfide is produced in such porous sediments, sulfides can diffuse all the way to the top of the column and inhibit growth of aerobic organisms. In this case, the column may only contain layers indicative of anaerobes and may not contain any aerobes, such as the cyanobacteria. Freshwater generally contains less sulfate than saltwater. Sulfate is important for the growth of sulfate-reducing bacteria. Sulfate reducers create sulfide as a byproduct and are indicated by the development of a black layer in the bottom of the column. If sulfate is not supplemented to freshwater communities, sulfate reducers may not produce enough sulfide. The creation of the sulfide byproduct is important for the growth of green and purple sulfur bacteria and the nonphotosynthetic sulfur oxidizers. In these cases, sulfur oxidizers can still grow using the egg yolk as a source of sulfur, even if the sulfate reducers (black layer) never develop. Different wavelengths of light should select for organisms with different absorption pigments. A column kept in the dark will only allow for nonphotosynthetic organisms to grow, including sulfate reducers, iron oxidizers, and methanogens. Photosynthesizers have pigments that absorb light at different wavelengths within the visible range (~400-700nm). By covering a column with, for example, blue cellophane, blue light (~450-490nm) is blocked from entering the column. All of the photosynthesizers in the column have pigments which require the blue wavelengths (6) and their growth should be inhibited. On the other hand, red cellophane will block light of ~635-700nm. These wavelengths are important for the pigments used by cyanobacteria (6), while purple sulfur, green sulfur, and purple nonsulfur bacteria may still be able to grow. Different microbial communities may have vastly different adaptive abilities to cope with changes in temperatures. High temperatures can enhance rates of microbial activity when sufficient thermophiles are present. On the other hand, in the absence of thermophiles, high temperatures may decrease overall microbial activity. Similarly, low temperatures may decrease overall microbial activity unless the microbial community contains sufficient psychrophiles. –>

Risultati

In questo esperimento, acqua e sedimenti sono stati raccolti da un habitat di acqua dolce. Due colonne Winogradsky sono state costruite e lasciate sviluppare: una classica colonna Winogradsky incubata nella luce a temperatura ambiente (Fig. 2A) e una colonna Winogradsky incubata al buio a temperatura ambiente (Fig. 2B). Figura 2B: Una foto della classica colonna Winogradsky (a sinistra), incu…

Applications and Summary

La colonna Winogradsky è un esempio di ecosistema microbico interdipendente. Dopo aver mescolato fango, acqua e substrati aggiuntivi di carbonio e zolfo in una colonna verticale, l’ecosistema stratificato dovrebbe stabilizzarsi in zone separate e stabili per diverse settimane. Queste zone sono occupate da diversi microrganismi che prosperano in un punto particolare lungo il gradiente tra il sedimento ricco di solfuro nella parte inferiore e il sedimento ricco di ossigeno nella parte superiore. Manipolando le condizioni …

Riferimenti

  1. Zavarzin G. (2006). Winogradsky and modern microbiology. Microbiology 75(6): 501-511. doi: 10.1134/s0026261706050018
  2. Esteban DJ, Hysa B, and Bartow-McKenney C (2015). Temporal and Spatial Distribution of the Microbial Community of Winogradsky Columns. PLoS ONE 10(8): e0134588. doi:10.1371/journal.pone.0134588
  3. Lloyd KG, Steen AD, Ladau J, Yin J, and Crosby L. (2018). Phylogenetically novel uncultured microbial cells dominate Earth microbiomes. mSystems 3(5): e00055-18. doi:10.1128/mSystems.00055-18
  4. Anderson DC, and Hairston RV (1999). The Winogradsky Column & Biofilms: Models for Teaching Nutrient Cycling & Succession in an Ecosystem. The American Biology Teacher, 61(6): 453-459. doi: 10.2307/4450728
  5. Dang H, Klotz MG, Lovell CR and Sievert SM (2019) Editorial: The Responses of Marine Microorganisms, Communities and Ecofunctions to Environmental Gradients. Frontiers in Microbiology 10(115). doi: 10.3389/fmicb.2019.00115
  6. Stomp M, Huisman J, Stal LJ, and Matthijs HCP. (2007) Colorful niches of phototrophic microorganisms shaped by vibrations of the water molecule. ISME Journal. 1(4): 271-282. doi:10.1038/ismej.2007.59
  7. Perry JJ, Staley JT, and Lory S. (2002) Microbial Life, First Edition, published by Sinauer Associates
  8. Rogan B, Lemke M, Levandowsky M, and Gorrel T. (2005) Exploring the Sulfur Nutrient Cycle Using the Winogradsky Column. The American Biology Teacher, 67(6): 348-356. doi: 10.2307/4451860

Trascrizione

1. Configurazione Per impostare una colonna Winogradsky, avrai bisogno di alcune forniture di base: Una pala, un secchio e una bottiglia per raccogliere i campioni sul campo Un recipiente verticale e trasparente, come un cilindro graduato o una bottiglia d’acqua di plastica di circa 1L Involucro di plastica e elastici grandi ciotole di miscelazione e cucchiaio grande per mescolare Una fonte di zolfo (tuorlo d’uovo o solfato di calcio) Una fonte di carbonio organico (cellulosa, sotto forma di giornale triturato) Una fonte di luce (finestra soleggiata o lampada da tavolo) Suolo o fango raccolti da una palude, zona umida, stagno o ruscello Acqua dello stesso habitat FACOLTATIVO Per alcuni degli esperimenti facoltativi descritti in questo protocollo sarà necessario quanto segue: Sale da tavola Cellophane di colore diverso Una fonte di ferro (come un chiodo o lana d’acciaio) Un frigorifero con una fonte di luce Un radiatore vicino a una fonte di luce Se si utilizza una bottiglia d’acqua di plastica, tagliare l’area del collo in modo che la colonna sia di forma cilindrica. Rimuovere eventuali involucri in modo che la luce possa penetrare attraverso la plastica. Le uova crude possono contenere Salmonella e devono essere maneggiate con cura. Dovrebbero essere seguite tecniche adeguate per il lavaggio delle mani. In alternativa, è possibile utilizzare l’uovo sodo. Inoltre, non c’è modo di sapere con certezza se fango o sedimenti sono contaminati da acque reflue o altre sostanze nocive. I guanti devono essere usati quando si mescola il fango e si imposta la colonna. 2. Assemblaggio di una colonna Winogradsky Usando la pala, scavare e raccogliere il fango nel secchio. I sedimenti dovrebbero essere vicino al bordo dell’acqua e completamente saturi di acqua. Avrai bisogno di abbastanza fango per riempire ogni colonna Winogradsky. Raccogliere un po ‘d’acqua dalla stessa fonte nella bottiglia del campione (sono necessari circa 3000 ml per colonna). In laboratorio, trasferisci abbastanza fango nella prima ciotola di miscelazione per riempire ~ 75% della colonna di volume da 1 litro. Quindi, setacciare per rimuovere grandi rocce, ramoscelli o foglie mentre si utilizza il cucchiaio per rompere i ciuffi. Aggiungi un po ‘dell’acqua che hai raccolto nella ciotola di miscelazione mentre mescoli. Aggiungere fino a quando la consistenza della miscela acqua-fango è come un frappè. Continua ad assicurarti che non ci siano grumi. Trasferire circa 1/3 del frappè di fango d’acqua nella seconda ciotola. Aggiungere il tuorlo d’uovo e una manciata di giornale tritato e mescolare. Aggiungere la miscela di fango, tuorlo d’uovo e giornale alla colonna fino a quando la colonna è piena di circa 1/4. Aggiungere la normale miscela acqua-fango nella colonna fino a quando la colonna è piena di circa 3/4. Aggiungi l’acqua aggiuntiva alla colonna, lasciando solo un piccolo spazio (~ 1/2 pollice) di aria in cima. Coprire la colonna con un involucro di plastica e fissare con un elastico. Incubare la colonna nella luce a temperatura ambiente. Per le prossime 4-8 settimane, monitorare i cambiamenti nella colonna Winogradsky per lo sviluppo di diversi strati colorati e la formazione di bolle, come descritto nella Tabella 1. Inoltre, è necessario registrare il tempo necessario per lo sviluppo di diversi livelli. 3. Modifiche opzionali alla colonna Winogradsky classica Aggiungere 25-50 g di sale per 1L di colonna Winogradsky al fango raccolto prima di aggiungere acqua e mescolare (passaggio 2.3). L’aggiunta di sale seleziona per i batteri alofili (amanti del sale). Substrati alternativi, come il ferro, sotto forma di chiodo o lana d’acciaio, possono essere aggiunti alla colonna insieme al tuorlo d’uovo e al giornale triturato (passaggio 2.4). Questo arricchirà i batteri ossidanti il ferro, come la Gallionella,e apparirà come uno strato color ruggine. Invece della temperatura ambiente (passaggio 2.9), la colonna può essere incubata vicino a un radiatore per selezionare i batteri termofili (amanti del calore) o in un frigorifero con una fonte di luce da selezionare per i batteri psicrofili (amanti del freddo). La quantità di luce che una colonna riceve durante l’incubazione (passaggio 2.9) può anche essere variata posizionando diverse colonne in condizioni di luce alta, scarsa illuminazione o oscurità. La lunghezza d’onda della luce in arrivo può essere limitata coprendo la colonna con cellophanes diversamente ombreggiati mentre incuba (passaggio 2.9) per determinare quali colori selezionano per diversi gruppi batterici. 4. Analisi dei dati Dopo 1-3 settimane, dovrebbe essere visibile una colorazione verde sulla parte superiore dello strato di fango della classica colonna Winogradsky (Fig. 2A). Questi sono i primi segni di crescita dello strato cianobatterico. Nel tempo, continuare a monitorare l’aspetto e l’evoluzione dei diversi strati, ognuno indicativo dei diversi tipi batterici. SUGGERIMENTO: Fare riferimento ai concetti e alla tabella 1 per capire quali batteri contribuiscono ai diversi strati. Figura 2A: Una foto di una classica colonna Winogradsky che ha incubato a temperatura ambiente per 21 giorni. Si noti il sedimento verde, indicativo di cianobatteri, nella parte superiore della colonna. Se sono state preparate anche modifiche alla classica colonna Winogradsky, confrontare i risultati di ciascuna colonna. Osservate i livelli in ciascuna delle colonne Winogradsky modificate. Prendi nota di quanto segue: Le colonne presentano lo stesso numero di livelli? Gli strati sono dello stesso colore e spessore? Gli strati si verificano alle stesse profondità? Quanto tempo ci è voluto per sviluppare ogni colonna? Una colonna si è sviluppata più lentamente delle altre? <!–5. Results In this experiment, water and sediment were collected from a freshwater habitat. Two Winogradsky columns were constructed and allowed to develop: a classical Winogradsky column incubated in the light at room temperature (Fig. 2A) and a Winogradsky column incubated in the dark at room temperature (Fig. 2B). Figure 2B: A photo of classical Winogradsky column (left), incubated at room temperature in light for 68 days and a Winogradsky column incubated at room temperature in the dark for 68 days (right). After allowing the columns to develop for 7-9 weeks, the layers in the classical column can be compared to the column incubated in the dark (Fig. 2B). In the classical Winogradsky column, a green cyanobacterial layer can be observed near the top of the tube. Near the center of the tube, a red-purple layer can be observed, indicative of purple nonsulfur bacteria. Under this layer, a purple-red layer is observed, indicative of purple sulfur bacteria. Directly under this layer, black sediment can be observed in the anaerobic region of the column, indicative of sulfate reducing bacteria. The column grown in the dark (Fig. 2B) developed differently than the classical Winogradsky column. Like the classical column, the dark column yielded black sediment near the bottom of the column, indicative of sulfate reducing bacteria. The dark column did not yield the green cyanobacterial layer, nor the red, purple, or green layers indicative of purple nonsulfur, purple sulfur, and green sulfur bacteria, respectively. These groups are dependent on light for growth, and therefore unable to grow in the dark. The precise results of each Winogradsky column will vary widely with their incubation conditions and their source habitats. Microbial communities originating from freshwater habitats will not be accustomed to high salt concentrations and the addition of salt may slow down or inhibit growth. Conversely, there may be sufficient halophilic bacteria in brackish and saltwater habitats so that the addition of salts makes no difference or even enhances the growth of particular layers when compared to a column without added salts. Sandy sediments are more porous than muddy sediments. If enough sulfide is produced in such porous sediments, sulfides can diffuse all the way to the top of the column and inhibit growth of aerobic organisms. In this case, the column may only contain layers indicative of anaerobes and may not contain any aerobes, such as the cyanobacteria. Freshwater generally contains less sulfate than saltwater. Sulfate is important for the growth of sulfate-reducing bacteria. Sulfate reducers create sulfide as a byproduct and are indicated by the development of a black layer in the bottom of the column. If sulfate is not supplemented to freshwater communities, sulfate reducers may not produce enough sulfide. The creation of the sulfide byproduct is important for the growth of green and purple sulfur bacteria and the nonphotosynthetic sulfur oxidizers. In these cases, sulfur oxidizers can still grow using the egg yolk as a source of sulfur, even if the sulfate reducers (black layer) never develop. Different wavelengths of light should select for organisms with different absorption pigments. A column kept in the dark will only allow for nonphotosynthetic organisms to grow, including sulfate reducers, iron oxidizers, and methanogens. Photosynthesizers have pigments that absorb light at different wavelengths within the visible range (~400-700nm). By covering a column with, for example, blue cellophane, blue light (~450-490nm) is blocked from entering the column. All of the photosynthesizers in the column have pigments which require the blue wavelengths (6) and their growth should be inhibited. On the other hand, red cellophane will block light of ~635-700nm. These wavelengths are important for the pigments used by cyanobacteria (6), while purple sulfur, green sulfur, and purple nonsulfur bacteria may still be able to grow. Different microbial communities may have vastly different adaptive abilities to cope with changes in temperatures. High temperatures can enhance rates of microbial activity when sufficient thermophiles are present. On the other hand, in the absence of thermophiles, high temperatures may decrease overall microbial activity. Similarly, low temperatures may decrease overall microbial activity unless the microbial community contains sufficient psychrophiles. –>