Name: Channelrhodopsin2 stimolazione mediata dei potenziali Synaptic a Drosophila Giunzioni neuromuscolari (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2009-03-16T00:00:00.000+00:00
Duration: 9 min 12 s
Description: Scopri la stimolazione ottica dei potenziali sinaptici nelle giunzioni neuromuscolari di Drosophila usando Channelrhodopsin2. Questo metodo semplice e accessibile facilita la ricerca e l'insegnamento in neurofisiologia.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

playerTrialDesktop

Questo lavoro è stato sostenuto dal National Institutes of concede Salute RO1GM-33205 e MH-067284-LC Griffith e da una borsa di studio estiva Brandeis di ricerca dell&#39;Università di laurea a New Jersey Hornstein. Esperimenti preliminari per questa tecnica sono stati eseguiti presso il Marine Biological Laboratory come parte del 2008 e l&#39;estate dei sistemi neurali corso Behavior (NIMH sovvenzione: R25 MH059472) in Woods Hole, Massachusetts.

Parte 1: la cura degli animali e croci genetica <ol><li> Mantenere UAS-ChR2 e OK371-GAL4 linee di volare in bottiglie separate contenenti supporti standard 8 volare. </li><li> Raccogliere vergini di OK371-GAL4 linee volo ed i maschi di UAS-ChR2 linee. </li><li> Mettere maschi e femmine in una fiala contenente dei media volare miscela standard con 1 mM tutto-trans retinico (ATR). ATR cibo dovrebbe essere presa da primo media volare fusione regolare in un forno a microonde per circa 1 minuto. Una volta sciolto, lasciare raffreddare per circa 30 secondi a un minuto e poi aggiungere 100 ml di 100 mM ATR in 100 ETOH% per ogni 10 ml di media volare. Fiale luogo il ghiaccio, quindi memorizzare in una zona al buio a 4 ° C. </li><li> Lascia compagno di mosche e depongono le uova in una zona al buio a 22-25 ° C. </li><li> Attendere 3-4 giorni fino al 3 larve instar sono visibili, a quel punto, disporre di mosche adulte. </li></ol> Parte 2: configurazione Rig <ol><li> Allegare eventuali 10x dissezione oculare portata (nel nostro caso, da Carl Zeiss Inc., www.zeiss.com, Thornwood, NY), al blu sorgente luminosa a LED con dissipatore di calore (laboratori di Thor, www.thorlabs.com, Newton, NJ ). Fissare a base magnetica con post e morsetto. Coprire dissipatore con uno schermo a massa per ridurre il rumore elettrico generato dalla sorgente luminosa. </li><li> Luogo base magnetica con sorgente di luce sul tavolo aria di elettrofisiologia rig. </li><li> Collegare la fonte di luce per il controllo del circuito e collegare al circuito di controllo di tensione esterna (Powerlab 4 / 30, ADInstruments, www.adinstruments.com, Colorado Springs, CO). </li><li> Dare impulsi di 1-5 V per circuito di controllo per attivare la luce blu. </li><li> Regola base magnetica e la fonte di luce fino a fascio di luce blu è focalizzata sulla zona da occupata da dissezione larvale. </li></ol> Parte 3: Dissection <ol><li> Luogo sei pin 0,1 millimetri di insetti sul pavimento di una sylgard alberato piatto. </li><li> Rimuovere un 3 ° larve instar dai media cibo e il luogo in qualsiasi plastica Petri-piatto. </li><li> Sciacquare larve con soluzione salina per rimuovere gli alimenti. </li><li> Larve posto nella dissezione piatto vicino al pin tirato e aggiungere saline al livello ½. </li><li> Orientare le larve in modo che potete vedere due tubi argentati (trachea) che corre lungo la superficie dorsale dell&#39;animale. </li><li> Inserire un perno di grandi dimensioni direttamente in coda tra i tubi tracheali. Tenere le larve verso il basso e inserire un secondo perno di grandi dimensioni in testa, avendo cura di allungare il corpo in senso longitudinale. </li><li> Fai una piccola incisione vicino alla coda, e continuate in su la lunghezza del corpo. Assicurarsi che le punte delle forbici sono allevati in modo da non tagliare accidentalmente nervi ventrale e / o dei muscoli della parete del corpo. </li><li> Posto quattro perni sui quattro angoli del tronco dell&#39;animale ormai aperto. Metterli nel piatto dissezione in modo da raccordare l&#39;animale. Preparazione pin out insegnato. </li><li> Con pinze e forbici, togliere viscere dell&#39;animale, trachea e corpi grassi. </li><li> Sciacquare la preparazione con soluzione salina. </li><li> Individuare i lobi frontali (come si vede in Fig. A) e ganglio ventrale della preparazione. </li><li> Utilizzando micro-forbici, tagliare con attenzione attraverso il ganglio ventrale appena dietro i lobi frontali. </li></ol> Parte 4: la registrazione e la stimolazione muscolare azzurro <ol><li> Tirare un 10-20 elettrodo μω utilizzando un elettrodo estrattore elettronico (Sutter Instruments). </li><li> Riempire l&#39;elettrodo tirato con 3 M KCl. </li><li> Luogo pieno di elettrodi nel porta elettrodo e elettrodo punta manovra con un micromanipolatore vicino preparazione larvale sotto microscopio da dissezione elettrofisiologia su rig. </li><li> Identificare muscolare 6 (M6) in ogni segmento di parete del corpo (Fig. A). </li><li> Inserire con cautela elettrodo nella M6 e guardare per iperpolarizzazione rapida. Potenziali di membrana muscolare a riposo dovrebbe essere ovunque da -30 mV a -70 mV. </li><li> Regolare la luce blu in modo che la preparazione è centrata sezionato in fascio di luce. </li><li> Dare impulsi di tensione 20-100 ms per il controllo del circuito. Aumentare in misura apprezzabile tensione fornita al circuito di controllo. Guarda per i potenziali di giunzione eccitatori nella cellula muscolare (Figura 1B). </li></ol> Rappresentante dei risultati: La figura 1A mostra uno schema del sistema di registrazione e la preparazione in filetti. Figura 1B mostra EJP tipici evocato da brevi impulsi di luce. Ampiezza EJP mostrata è riassunta ampiezza da due neuroni motori conosciuta da entrambe le innervare M6. Intensità di luce inferiore solo attivato una unità di motore (dati non riportati). <img src="/files/ftp_upload/1133/figure1.png" alt="Figura 1" width="600" height="373" /> Figura 1: A) Schema generale di un impianto di registrazione intracellulare e con LED blu. Cervello (Br) viene rimosso per inibire l&#39;attività ritmica nel ganglio ventrale (VG). ChR2 è espresso in neuroni motori utilizzando il GAL4-UAS sistema. B) la registrazione intracellulare da un muscolo M6. 40 ms impulsi di luce blu (a 127 μW / mm 2) affidabile evocano grandi potenzialità sinaptiche (asterischi) in M6.

<ol><li>Keshishian, H., Broadie, K., Chiba, A., Bate, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+Drosophila+neuromuscular+junction%3A+a+model+system+for+studying+synaptic+development+and+function%5BTitle%5D)+AND+%22Annu+Rev+Neurosci%22%5BJournal%5D)">The Drosophila neuromuscular junction: a model system for studying synaptic development and function.</a> Annu Rev Neurosci. 19, 545(1996).</li>
<li>Collins, C. A., DiAntonio, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Synaptic+development%3A+insights+from+Drosophila%5BTitle%5D)+AND+%22Curr+Opin+Neurobiol%22%5BJournal%5D)">Synaptic development: insights from Drosophila.</a> Curr Opin Neurobiol. 17 (1), 35(2007).</li>
<li>Lagow, R. D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Modification+of+a+hydrophobic+layer+by+a+point+mutation+in+syntaxin+1A+regulates+the+rate+of+synaptic+vesicle+fusion%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+Biol%22%5BJournal%5D)">Modification of a hydrophobic layer by a point mutation in syntaxin 1A regulates the rate of synaptic vesicle fusion.</a> PLoS Biol. 5 (4), e72(2007).</li>
<li>Nagel, G., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Light+activation+of+channelrhodopsin-2+in+excitable+cells+of+Caenorhabditis+elegans+triggers+rapid+behavioral+responses%5BTitle%5D)+AND+%22Curr+Biol%22%5BJournal%5D)">Light activation of channelrhodopsin-2 in excitable cells of Caenorhabditis elegans triggers rapid behavioral responses.</a> Curr Biol. 15 (24), 2279(2005).</li>
<li>Nagel, G., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Channelrhodopsin-2%2C+a+directly+light-gated+cation-selective+membrane+channel%5BTitle%5D)+AND+%22Proc+Natl+Acad+Sci+U+S+A%22%5BJournal%5D)">Channelrhodopsin-2, a directly light-gated cation-selective membrane channel.</a> Proc Natl Acad Sci U S A. 100 (24), 13940(2003).</li>
<li>Schroll, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Light-induced+activation+of+distinct+modulatory+neurons+triggers+appetitive+or+aversive+learning+in+Drosophila+larvae%5BTitle%5D)+AND+%22Curr+Biol%22%5BJournal%5D)">Light-induced activation of distinct modulatory neurons triggers appetitive or aversive learning in Drosophila larvae.</a> Curr Biol. 16 (17), 1741(2006).</li>
<li>Lin, D. M., Auld, V. J., Goodman, C. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Targeted+neuronal+cell+ablation+in+the+Drosophila+embryo%3A+pathfinding+by+follower+growth+cones+in+the+absence+of+pioneers%5BTitle%5D)+AND+%22Neuron%22%5BJournal%5D)">Targeted neuronal cell ablation in the Drosophila embryo: pathfinding by follower growth cones in the absence of pioneers.</a> Neuron. 14 (4), 707(1995).</li>
<li>Ralph Greenspan, <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aRalph+Greenspan%2C++%22Fly+Pushing%3A+The+Theory+and+Practice+of+Drosophila+Genetics%2C+2nd+ed%22">Fly Pushing: The Theory and Practice of Drosophila Genetics, 2nd ed</a>. , Cold Spring Harbor Laboratory Press. Cold Spring Harbor, NY. (2004).</li>
</ol>

Noi non hanno conflitti di interesse da dichiarare.

Passaggi critici coinvolgono sia la dissezione iniziale e l&#39;ingresso delle cellule muscolari. Se i nervi vengono tagliati o muscolo viene danneggiato durante la dissezione iniziale è difficile continuare il resto della sperimentazione. Durante la dissezione, bisogna stare molto attenti a sezionare le forbici angolo verso l&#39;alto il più possibile durante l&#39;incisione dorsale. Durante il secondo passo fondamentale, entrando in una cellula muscolare, si deve guardare per un passato iperpolarizzazione ~ 30 mV. I v...

<table><tbody><tr><td>Sylgard</td><td>Ellsworth Adhesives</td><td>4019862</td><td>&lt;a href="http://www.ellsworth.com" target="_blank"&gt;www.ellsworth.com&lt;/a&gt;</td></tr><tr><td>Puntine minutens</td><td>Fine Science Tools</td><td>26002-10</td><td>&lt;a href="http://www.finescience.com" target="_blank"&gt;www.finescience.com&lt;/a&gt;</td></tr><tr><td>Piatto da dissezione</td><td>Fisher Scientific</td><td></td><td>&lt;a href="http://www.fishersci.com" target="_blank"&gt;www.fishersci.com&lt;/a&gt;</td></tr><tr><td>Amplificatore intracellulare Neuroprobe e stadio frontale</td><td>A-M Systems</td><td>680100</td><td>&lt;a href="http://www.a-msystems.com" target="_blank"&gt;www.a-msystems.com&lt;/a&gt;</td></tr><tr><td>&lt;a href="http://www.adinstruments.com/products/hardware/corporate/product/ML866/" target="_blank"&gt;Sistema di acquisizione dati Powerlab 4/30&lt;/a&gt;</td><td><a href="http://www.adinstruments.com" target="_blank"><img src="/img/new_window.png"> ADInstruments</a></td><td></td><td>&lt;a href="http://www.adinstruments.com" target="_blank"&gt;www.adinstruments.com&lt;/a&gt;</td></tr><tr><td>Stimolatore Grass</td><td>Grass Technologies</td><td></td><td>&lt;a href="http://www.grasstechnologies.com" target="_blank"&gt;www.grasstechnologies.com&lt;/a&gt;</td></tr><tr><td>Computer desktop</td><td>Dell</td><td></td><td>&lt;a href="http://www.dell.com" target="_blank"&gt;www.dell.com&lt;/a&gt;</td></tr><tr><td>Microscopio da dissezione</td><td>Leica Microsystems</td><td></td><td>&lt;a href="http://www.leica-microsystems.com" target="_blank"&gt;www.leica-microsystems.com&lt;/a&gt;</td></tr><tr><td>Sorgente luminosa</td><td>Dolan-Jenner Industries</td><td>41446-062</td><td>&lt;a href="http://www.dolan-jenner.com" target="_blank"&gt;www.dolan-jenner.com&lt;/a&gt;</td></tr><tr><td>Mezzo per Drosophila</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Retinale tutt-trans</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>116-31-4</td><td>&lt;a href="http://www.sigmaaldrich.com" target="_blank"&gt;www.sigmaaldrich.com&lt;/a&gt;</td></tr><tr><td>&lt;em&gt;OK-371 Gal4&lt;/em&gt; Drosofile</td><td>Bloomington Stock center</td><td></td><td></td></tr><tr><td>&lt;em&gt;UAS-ChR2&lt;/em&gt; Drosofile</td><td>laboratorio Fiala, laboratorio Griffith</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Circuito del controller LED</td><td>Costruito nel laboratorio Griffith</td><td></td><td>&lt;a href="http://www.ledsupply.com" target="_blank"&gt;http://www.ledsupply.com&lt;/a&gt;&lt;br/&gt;&lt;a href="http://www.futureelectronics.com" target="_blank"&gt;http://www.futureelectronics.com&lt;/a&gt;&lt;br/&gt;Composto da: &lt;br/&gt;1. Buck Puck da 200 mA&lt;br/&gt;2. LED blu&lt;br/&gt;3. Filo isolato&lt;br/&gt;4. Breadboard per circuiti&lt;br/&gt;</td></tr><tr><td>Dissipatore di calore per LED</td><td>Thorlabs Inc.</td><td></td><td>&lt;a href="http://www.thorlabs.com/" target="_blank"&gt;http://www.thorlabs.com/&lt;/a&gt;</td></tr><tr><td>Tavolo antivibrazioni</td><td>TMC</td><td></td><td>&lt;a href="http://www.techmfg.com/products/accessories/intro3.html" target="_blank"&gt;http://www.techmfg.com/products/accessories/intro3.html&lt;/a&gt;</td></tr><tr><td>Gabbia di Faraday</td><td>Costruita nel laboratorio Griffith</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Micro-manipolatore Leica Leitz M</td><td>Leica Microsystems</td><td>ACS01</td><td>&lt;a href="http://www.leica-microsystems.com" target="_blank"&gt;www.leica-microsystems.com&lt;/a&gt;</td></tr><tr><td>Portaelettrodi</td><td>Axon Instruments</td><td></td><td>&lt;a href="http://www.axon.com" target="_blank"&gt;www.axon.com&lt;/a&gt;</td></tr><tr><td>Vetro borosilicato</td><td>FHC, Inc.</td><td></td><td>&lt;a href="http://www.fh-co.com/p14-15.pdf" target="_blank"&gt;www.fh-co.com/p14-15.pdf&lt;/a&gt;</td></tr><tr><td>Tiratore di elettrodi</td><td>Sutter Instrument Co.</td><td></td><td>&lt;a href="http://www.sutter.com" target="_blank"&gt;www.sutter.com&lt;/a&gt;</td></tr><tr><td>Soluzione salina HL 3.1 con 0,8 mM Ca2+</td><td></td><td></td><td>Composizione (mM):&lt;br/&gt; NaCl:70 KCl:5 CaCl&lt;sub&gt;2&lt;/sub&gt;: 0,8&lt;br/&gt; MgCl&lt;sub&gt;2&lt;/sub&gt;:4 Saccarosio:115&lt;br/&gt;NaHCO&lt;sub&gt;3&lt;/sub&gt;: 10 Trehalosio: 5 HEPES</td></tr><tr><td>Strumenti per microdissezione</td><td>Fine Science Tools</td><td></td><td>&lt;a href="http://www.finescience.com" target="_blank"&gt;www.finescience.com&lt;/a&gt;</td></tr></tbody></table>

channelrhodopsin2 stimolazione mediata dei potenziali synaptic a drosophila giunzioni neuromuscolari

Channelrhodopsin2 Mediated Stimulation of Synaptic Potentials at Drosophila Neuromuscular Junctions

Il<em&gt; Drosophila</em&gt; Larvale preparazione neuromuscolare ha dimostrato di essere uno strumento utile per studiare la fisiologia sinaptica<sup&gt; 1,2,3</sup&gt;. Attualmente, l&#39;unico mezzo a disposizione per evocare i potenziali eccitatori giunzionale (EJPs) in questa preparazione prevede l&#39;utilizzo di elettrodi di aspirazione. In entrambi i laboratori di ricerca e di insegnamento, gli studenti spesso hanno difficoltà a manovrare e manipolare questo tipo di elettrodo stimolante. Nel presente lavoro, mostriamo come stimolare a distanza i potenziali sinaptici alla larvale NMJ senza l&#39;uso di elettrodi di aspirazione. Esprimendo channelrhodopsin2 (ChR2)<sup&gt; 4,5,6</sup&gt; In<em&gt; Drosophila</em&gt; Motoneuroni utilizzando il<em&gt; GAL4-UAS</em&gt; Sistema<sup&gt; 7</sup&gt;, E fare piccole modifiche ad un impianto di base di elettrofisiologia, siamo stati in grado di evocare affidabile EJPs con impulsi di luce blu. Questa tecnica potrebbe essere particolarmente utile nei laboratori didattici neurofisiologia dove rig studente a tempo pratica e le risorse sono limitate.

Questa procedura utilizza una luce blu-attivati ​​canali delle cellule algali e strumenti specifici per l&#39;espressione genetica di evocare i potenziali sinaptici con impulsi di luce a livello della giunzione neuromuscolare (NMJ) in<em&gt; Drosophila</em&gt; Larve. Questa tecnica è un poco costoso e facile da usare alternativa alla stimolazione dell&#39;elettrodo di aspirazione per gli studi di fisiologia sinaptica nella ricerca e laboratori didattici.

Channelrhodopsin2 stimolazione mediata dei potenziali Synaptic a Drosophila Giunzioni neuromuscolari

La preparazione neuromuscolare larvale di Drosophila si è dimostrata uno strumento utile per lo studio della fisiologia sinaptica1,2,3. Attualmente, l'unico mezzo disponibile...

Questa procedura inizia con la coltivazione di drosophila. Terzi larve in stadio di instar con il genotipo appropriato vengono allevati su cibo contenente retinolo tutto trans. Ogni larva viene fissata per testa e coda.Quindi FLA piatto. Il cervello e i nervi posteriori vengono quindi recisi per interrompere l'attività motoria ritmica. Successivamente, la sorgente di luce LED blu con scatola di controllo viene regolata e focalizzata sul preparato.Infine, utilizzare un elettrodo affilato per impalare il muscolo sei. Quindi erogare impulsi luminosi mediante una sorgente di tensione. Ciao, sono Nicholas Marstein del laboratorio della dottoressa Leslie Griffith, del Dipartimento di Biologia dell'Università di Brandeis.Ciao, sono Stefan Pulver, anch'io del laboratorio Griffith. Oggi vi mostreremo la procedura per evocare potenziali sinaptici con channelrhodopsin-2 alla giunzione neuromuscolare della larva di drosophila. Utilizziamo questa procedura nel nostro laboratorio per studiare la fisiologia sinaptica e la drosophila.Lo utilizziamo inoltre per insegnare la fisiologia sinaptica e per lezioni pratiche in laboratorio. Cominciamo dunque. Per iniziare questo protocollo, mantenere linee

channelrhodopsin2-mediated-stimulation-synaptic-potentials-at

Research

Ricerca

JoVE Journal

Biology

Biologia

Qui si descrivono i metodi elettrofisiologici per la misurazione della trasmissione sinaptica a livello della giunzione neuromuscolare larva di Drosophila. Rilascio evocato è iniziata artificialmente stimolando gli assoni dei motoneuroni, e la trasmissione attraverso il NMJ può essere misurata la risposta postsinaptica evocata nel muscolo.

Metodi elettrofisiologici per la registrazione Potenziali Synaptic dal NMJ Larve di Drosophila

Questo video dimostra la tecnica per registrare le correnti sinaptiche da un bottone sinaptico alla giunzione neuromuscolare della larva di Drosophila. Questa tecnica consente di monitorare l'attività di un singolo bottone sinaptico, che è importante per lo studio di linee di mosca mutanti con maggiore attività sinaptica spontanea o asincrona.

Registrazione delle correnti sinaptiche alla giunzione neuromuscolare larvale di Drosophila

Qui si descrive un protocollo per optogenetic manipolazione delle attività dei motoneuroni, mentre il monitoraggio dei cambiamenti in uscita del motore (contrazione muscolare) in...

Optogenetic Perturbazione di attività neurale con illuminazione laser in semi-intatte<em&gt; Drosophila</em&gt; Larve in Motion

I microelettrodi affilati consentono un'accurata caratterizzazione elettrofisiologica dell'output dei fotorecettori e degli interneuroni visivi in Drosophila vivente. Qui mostriamo come utilizzare questo metodo per registrare risposte di tensione di alta qualità delle singole cellule alla stimolazione luminosa controllata. Questo metodo è ideale per studiare l'elaborazione delle informazioni neurali negli occhi composti da insetti.

Metodo elettrofisiologiche per la registrazione intracellulare di tensione Risposte di<em&gt; Drosophila</em&gt; Fotorecettori e Interneuroni a luce stimoli<em&gt; In Vivo</em

Le registrazioni a cellule intere dai fotoricettori Drosophila melanogaster consentono di misurare scatti oscuri spontanei, urti quantici, risposte macroscopiche alla luce e relazioni di tensione-corrente in varie condizioni. In combinazione con gli strumenti di manipolazione genetica D. melanogaster , questo metodo consente di studiare il percorso iniettol-lipidico onnipresente e il suo target, il canale TRP.

Metodo elettrofisiologico per le registrazioni a morsetto di tensione a cellule intere da<em&gt; Drosophila</em&gt; Fotorecettori

Delle correnti sinaptiche possono essere registrate focale da visualizzati boutons sinaptici alla giunzione neuromuscolare larve instar terza della drosofila . Questa tecnica consente il monitoraggio dell'attività di una singola bouton sinaptica.

Macropatch focale registrazioni delle correnti sinaptiche da giunzione neuromuscolare larvale della drosofila

Questo articolo presenta un metodo per verificare le connessioni monosinaptica tra neuroni impiegando tetrodotossina e il canale del sodio tetrodotossina-resistente, NaChBac.

Esaminando monosinaptica connessioni in Drosophila utilizzando i canali di sodio tetrodotossina resistenti

Delle vescicole sinaptiche (SV) la bicicletta è il meccanismo di base della comunicazione intercellulare alle sinapsi neuronali. Rilascio e l'assorbimento della tintura di FM sono il mezzo primario di quantitativamente analizzante SV endo - ed esocitosi. Qui, mettiamo a confronto tutti i metodi di stimolazione per guidare FM1-43 ciclismo alla sinapsi Drosophila giunzione neuromuscolare (NMJ) modello.

Tintura di FM in bicicletta alla sinapsi: confronto tra alto potassio depolarizzazione, elettrica e stimolazione Channelrhodopsin

La mappatura dei circuiti assistiti da channelrhodopsin (CRACM) è una tecnica di precisione per la mappatura funzionale delle proiezioni neuronali a lungo raggio tra gruppi di neuroni anatomicamente e/o geneticamente identificati. Qui, descriviamo come utilizzare CRACM per mappare le connessioni uditive del tronco, incluso l'uso di un opsin in rosso, ChrimsonR.

Mappatura del circuito a lungo raggio assistita da Channelrhodopsin dei neuroni Colliculus inferiori con Channelrhodopsins blu e rosso

Presentiamo un protocollo per caratterizzare elettrofisiologicamente i fotopigmenti bistabili: (i) sfruttando gli spostamenti di carica all'interno delle molecole di fotopigmento a seguito dell'assorbimento dei fotoni e la loro enorme quantità nei fotorecettori, e (ii) sfruttando le differenze assorbimento-spettri degli stati di fotopigmento di rodopsina e metarodopsina. Questi protocolli sono utili per lo screening delle mutazioni che interessano i sistemi fotopigmenti bi-stabili.

Metodi elettrofisiologici per misurare i livelli di fotopigmento nei fotorecettori di Drosophila

Questo protocollo valuta l'attività sinaptica funzionale tra partner neuronali definiti in vivo nel sistema nervoso centrale delle larve di Drosophila melanogaster utilizzando strumenti codificati geneticamente. CsLa stimolazione optogenetica mediata da Chrimson dei neuroni sensoriali presinaptici cIVda induce la fotoconversione dipendente dal calcio di CaMPARI negli interneuroni postsinaptici del Bacino-4.

Caratterizzazione funzionale dei partner individuali pre- e postsinaptici nel sistema nervoso centrale larvale di Drosophila utilizzando CaMPARI

Scopri la stimolazione ottica dei potenziali sinaptici nelle giunzioni neuromuscolari di Drosophila usando Channelrhodopsin2. Questo metodo semplice e accessibile facilita la ricerca e l'insegnamento in neurofisiologia.

Channelrhodopsin2 stimolazione mediata dei potenziali Synaptic a Drosophila Giunzioni neuromuscolari

Esplora altri video