Name: Visualizzazione RNA localizzazione in Xenopus Gli oociti (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2010-01-14T17:00:00.000+00:00
Duration: 7 min 6 s
Description: Impara a visualizzare il trasporto di RNA in vivo negli oociti di Xenopus mediante marcatura fluorescente e microscopia confocale. Questo metodo permette di studiare la localizzazione subcellulare dell'RNA in tempo reale.

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Il nostro lavoro sulla localizzazione di RNA è supportata da una sovvenzione da parte del NIH (R01GM071049) a KLM.

Parte 1: Trascrizione di mRNA fluorescente. <ol><li> Linearizzare DNA plasmidico contenente l'elemento di localizzazione di RNA o altre sequenze pertinenti e risospendere a 1 mg / mL con DEPC trattati con H 2 O. Il modello di DNA deve avere siti promotore a monte per la trascrizione da T7, SP6, o T3 RNA polimerasi. </li><li> Aggiungere i seguenti reagenti in una provetta sterile 1,5 ml: <table><tbody><tr><td> a. Tx tampone 10X (vedi M &amp; M) </td><td> 2 microlitri </td></tr><tr><td> b. 20X tappo / NTP mix (vedi M &amp; M) </td><td> 1 ml </td></tr><tr><td> c. 1 mM Alexa Fluor 546-14-UTP (Invitrogen) </td><td> 1 ml </td></tr><tr><td> d. UTP, [α-32 P] (1 μCi / mL) (Perkin Elmer) </td><td> 1 ml </td></tr><tr><td> e. DEPC-H 2 O </td><td> 11 microlitri </td></tr><tr><td> f. 0,2 M DTT </td><td> 1 ml </td></tr><tr><td> g. RNasin (Promega) </td><td> 1 ml </td></tr><tr><td> h. modello di DNA lineare </td><td> 1 ml </td></tr><tr><td> i. RNA polimerasi (Promega) </td><td> 1 ml </td></tr></tbody></table></li><li> Mescolare delicatamente i reagenti e centrifugare brevemente (10 sec. In una microcentrifuga). </li><li> Incubare per 2-4 ore a 37 ° C, coprendo il tubo con un foglio di alluminio per evitare photobleaching di fluoroforo. </li><li> Aggiungere 1 ml a 1 mg / ml RNasi-free DNasi (Promega) a degradare DNA stampo. </li><li> Incubare 15 minuti a 37 ° C. </li><li> Aggiungere 79 microlitri 20 mM EDTA (pH 8,0) per arrestare la reazione. </li><li> Togliere 1 ml ad un tubo separato, etichettato come "input" e salvare. </li><li> Spin reazione attraverso un G50 colonna 1 ml (vedi Materiali e Metodi), che includerà nucleotidi prive di personalità giuridica, escludendo l'mRNA pieno lunghezza. </li><li> Concentrare l'RNA per precipitazione dell'etanolo: <ol class="lalpha"><li> Aggiungere 250 microlitri di etanolo al 100%, 10 microlitri 7M CH 3 COONH 4, 1 ml vettore RNA (tRNA di lievito, 10 mg / mL) o 1 glicogeno microlitri (20 mg / ml). </li><li> Mescolare bene e congelare fino solido a -80 ° C per&gt; 30 minuti o in ghiaccio secco per 15 minuti. </li><li> Girare alla massima velocità in microcentrifuga per 15 minuti, il surnatante decantare. </li><li> Lavare con 150 ml di etanolo 75%. </li><li> Spin per 3 minuti a velocità massima in microcentrifuga, sopranatante decantare. </li><li> Asciugare il pellet a 37 ° C per 3 minuti, assicurando che tutti i etanolo è evaporato. </li></ol></li><li> Risospendere in 11 microlitri DEPC-H 2 O e togliere 1 ml ad un tubo separato, etichettato come "incorporati". </li><li> Determinare l'incorporazione per cento e diluire l'RNA a 50 Nm (vedi Materiali e Metodi di calcolo). </li><li> L'RNA devono essere congelati in 5 aliquote microlitri, ad uso singolo per evitare cicli gelo / disgelo e può essere conservato per diverse settimane a -80 ° C. </li></ol> Parte 2: Preparazione per microiniezione. <ol><li> RNA Preparazione: Scongelare una aliquota di RNA (50 nm) e denaturare l'RNA a 70 ° C per 3-5 minuti. Spin per 10 minuti in microcentrifuga temperatura ambiente alla massima velocità per rimuovere qualsiasi particelle, e tenere in ghiaccio. </li><li> Ovocita Preparazione: <ol class="lalpha"><li> Rimuovere chirurgicamente ovaie da femmine Xenopus laevis (Nasco). </li><li> Pezzi speciali di ovaio Xenopus laevis in una provetta da 50 ml contenente 25 ml di soluzione Collagenasi (vedi Materiali e Metodi). </li><li> Agitare delicatamente a 18 ° C per 15 minuti, o fino a quando gli ovociti sono visibilmente separati da ovaio. A causa di variazione tra le partite, tempo di trattamento collagenasi può variare e devono essere monitorati attentamente un'ispezione visuale per assicurare defoliculation. </li><li> Lasciare ovociti a stabilirsi in tubo, rimuovere la soluzione e lavare gli ovociti con tampone MBSH (vedi Materiali e Metodi). </li><li> Ripetere il lavaggio altre due volte per un totale di tre lavaggi. Questo protocollo isolamento degli ovociti è simile a quella dettagliata Cohen et al., 2009. </li><li> Manualmente sorta di stadio III / IV ovociti (Dumont, 1972) nel buffer MBSH al microscopio standard di dissezione. Ovociti stadio III sono completamente opache, ma bianco, mentre gli ovociti stadio IV, sono leggermente più grandi e punteggiato di pigmento. Ovociti che sono leggermente trasparenti sono troppo giovani e ovociti che completamente pigmentate o distribuzione del pigmento mostra polarizzati sono troppo vecchio. </li></ol></li><li> Ago Preparazione: Tirare e smusso aghi di un diametro esterno di circa 0,05 mm. (Utilizziamo Drummond scientifico capillari da 3,5 pollici (per n. 3-000-203-G / X), uno strumento Sutter Co. micropipetta estrattore e un WPI Inc. beveller.) </li></ol> Parte 3: Microiniezione <ol><li> Calibrare ago con DEPC-H 2 O per erogare 2 nl per iniezione. Siamo davanti carico nostro ago usando un gas-driven microinjector (vedi Materiali e Metodi), e calibrare dimensioni di caduta con un micrometro. </li><li> Carico RNA in ago. </li><li> Luogo ordinati ovociti in un piatto di iniezione contenente tampone MBSH. Noi microinject su un piatto con uno strato di gommapiuma nero. Gli ovociti pallido risaltare su un backgrou biancond. </li><li> Con attenzione iniettare ogni ovocita con 2 nl di RNA a 50 nm. </li><li> Espellere l'RNA, lavare ago con DEPC-H 2 O, e carico di RNA prossimo per l'iniezione. </li></ol> Parte 4: Cultura ovociti <ol><li> Ovociti posto in un pozzetto di una sterile 24 pozzetti (Sigma Aldrich). Ci cultura fino a mille ovociti per pozzetto. </li><li> Eliminare la soluzione tampone e sostituire con 400 microlitri O M C ultura ocyte edium (OCM, vedi Materiali e Metodi) per bene. Luogo piastra di coltura all'interno di un contenitore a tenuta stagna in plastica con un tovagliolo di carta umido per mantenere l'ambiente umido durante cultura. </li><li> Incubare ovociti a 18 ° C per intervalli di tempo compresi tra 8 e 48 ore. </li></ol> Parte 5: fissazione, disidratazione e conservazione degli ovociti <ol><li> Risolvere eventuali ovociti morti e il luogo ovociti sopravvissuti in flaconcini di vetro. Noi abitualmente osserviamo sopravvivenza&gt; 90%. </li><li> Ovociti posto in MEMFA fissativo (vedi Materiali e Metodi) e rock per 20 minuti. Proteggere gli ovociti dalla luce coprendo con un foglio di alluminio. </li><li> Lavare ovociti rimuovendo fissativo e la sostituzione con uguale volume di tampone MBSH. Ripetere questa lavare una volta di più per un totale di due lavaggi. </li><li> Lavare gli ovociti in metanolo anidro: <ol class="lalpha"><li> Rimuovere la metà del volume, sostituire con metanolo. </li><li> Ripetere il punto "a" due volte. </li><li> Rimuovere tutta la soluzione, sostituire con metanolo. </li><li> Ripetere il lavaggio metanolo. </li></ol></li><li> Ovociti possono essere conservati a -20 ° C fino al momento di immagine. </li></ol> Parte 6: Imaging localizzazione di RNA di microscopia confocale <ol><li> Prima di immagini, aggiungere Media Clearing Murray s (2:1 benzil benzoato-benzil alcool) ad un FluoroDish fondo di vetro (WPI Inc.) per coprire la superficie di imaging. </li><li> Trasferire accuratamente l'ovociti da metanolo a FluoroDish, riducendo al minimo il volume di metanolo trasferiti. </li><li> Immagine su un microscopio invertito confocale (Abbiamo utilizzato con successo un LSM510 Zeiss e di una Leica TCS SP2). </li></ol><img src="/files/ftp_upload/1704/1704fig1.jpg" alt="Figura 1" data-altupdatedat="1787634011000" data-alt="Figura 1"> Figura 1:.. Visualizzazione di localizzazione subcellulare RNA Microiniezione di trascrizioni fluorescente Etichettato microiniezione A. In seguito, l'RNA marcato con Alexa Fluor 546 è inizialmente limitato al nucleo B. Dopo otto ore di cultura, un RNA fluorescente di controllo può essere visto in modo uniforme distribuito nel citoplasma dell'ovocita. C. Tuttavia, l'RNA fluorescente contenente sequenze che reclutano i macchinari di trasporto può essere visto nel processo di localizzazione subcellulare al polo vegetale dell'ovocita (verso il basso). Barra di scala = 50 micron.

<ol><li>Cohen, S., Au, S., Pant, N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Microinjection+of+Xenopus+laevis+oocytes%5BTitle%5D)+AND+%22JoVE%22%5BJournal%5D)">Microinjection of Xenopus laevis oocytes.</a> JoVE. 24, (2009).</li>
<li>Dumont, J. N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Oogenesis+in+Xenopus+laevis+%28Daudin%29.+I.+Stages+of+oocyte+development+in+laboratory+maintained+animals%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Morphol%22%5BJournal%5D)">Oogenesis in Xenopus laevis (Daudin). I. Stages of oocyte development in laboratory maintained animals.</a> J. Morphol. 136, 153-179 (1972).</li>
<li>Gagnon, J. A., Mowry, K. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((RNA+transport+in+ovo%3A+Simultaneous+visualization+of+two+RNAs%5BTitle%5D)+AND+%22Mol+Reprod+Dev%22%5BJournal%5D)">RNA transport in ovo: Simultaneous visualization of two RNAs.</a> Mol Reprod Dev. 76, 1115-1115 (2009).</li>
<li>Gautreau, D., Cote, C. A., Mowry, K. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Two+copies+of+a+subelement+from+the+Vg1+RNA+localization+sequence+are+sufficient+to+direct+vegetal+localization+in+Xenopus+oocytes%5BTitle%5D)+AND+%22Development%22%5BJournal%5D)">Two copies of a subelement from the Vg1 RNA localization sequence are sufficient to direct vegetal localization in Xenopus oocytes.</a> Development. 124, 5013-5020 (1997).</li>
<li>Lewis, R. A., Gagnon, J. A., Mowry, K. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((PTB%2FhnRNP+I+is+required+for+RNP+remodeling+during+RNA+localization+in+Xenopus+oocytes%5BTitle%5D)+AND+%22Mol+Cell+Biol%22%5BJournal%5D)">PTB/hnRNP I is required for RNP remodeling during RNA localization in Xenopus oocytes.</a> Mol Cell Biol. 28, 678-6786 (2008).</li>
<li>Messitt, T. J., Gagnon, J. A., Kreiling, J. A., Pratt, C. A., Yoon, Y. J., Mowry, K. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Multiple+kinesin+motors+coordinate+cytoplasmic+RNA+transport+on+a+subpopulation+of+microtubules+in+Xenopus+oocytes%5BTitle%5D)+AND+%22Dev+Cell%22%5BJournal%5D)">Multiple kinesin motors coordinate cytoplasmic RNA transport on a subpopulation of microtubules in Xenopus oocytes.</a> Dev Cell. 15, 426-436 (2008).</li>
<li>Mowry, K. L., Melton, D. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Vegetal+messenger+RNA+localization+directed+by+a+340-nt+RNA+sequence+element+in+Xenopus+oocytes%5BTitle%5D)+AND+%22Science%22%5BJournal%5D)">Vegetal messenger RNA localization directed by a 340-nt RNA sequence element in Xenopus oocytes.</a> Science. 255, 991-994 (1992).</li>
<li>Yoon, Y. J., Mowry, K. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Xenopus+Staufen+is+a+component+of+a+ribonucleoprotein+complex+containing+Vg1+RNA+and+kinesin%5BTitle%5D)+AND+%22Development%22%5BJournal%5D)">Xenopus Staufen is a component of a ribonucleoprotein complex containing Vg1 RNA and kinesin.</a> Development. 131, 3035-3045 (2004).</li>
</ol>

Esperimenti su animali da laboratorio sono stati eseguiti secondo le linee guida e regolamenti stabiliti dalla Brown University.

Qui abbiamo presentato un protocollo per visualizzare la localizzazione mRNA in ovociti di Xenopus. Questo metodo, utilizzando fluorescente trascrizioni di RNA è più alto rapporto segnale-rumore di quanto precedentemente ottenuti con marcati con digossigenina trascrizioni ed è più semplice e più veloce di approcci basati in situ (Mowry e Melton, 1992, Gautreau et al., 1997). Utilizzando questo metodo, possiamo progettare mutazioni sequenza di RNA e rapidamente test per funzione in vivo. Inoltre, utiliz...

A correction to the step 2 of Part 1 for article Visualizing RNA Localization in Xenopus Oocytes.

Erratum: Visualizing RNA Localization in Xenopus Oocytes

Tx tampone 10X <ul><li class="none"> 60 mM MgCl 2 </li><li class="none"> 400 mM Tris-HCl (pH 7,5) </li><li class="none"> 20 mM spermidina-HCl </li></ul> 20x cap / NTP mix <ul><li class="none"> 10 mM CTP </li><li class="none"> 10 mM ATP </li><li class="none"> 9 mm UTP </li><li class="none"> 2 mM GTP </li><li class="none"> 20 mM G (ppp) G Cap analogico (New England Biolabs) </li></ul> G-50 colonna <ul><li class="none"> Idrato 5 g Sephadex G-50 perle (Sigma Aldrich) in 100 ml di acqua deionizzata H 2 O. DEPC-treat per 30 min. e autoclave. Conservare magazzino incompleto a temperatura ambiente. Prima dell&#39;uso, aggiungere il seguente RNasi-free soluzioni: </li><li class="none"> 0,5 ml 0,2 M EDTA </li><li class="none"> 1 ml 1 M Tris pH 8.0 </li><li class="none"> 0,5 ml 20% SDS </li><li class="none"> Conservare completa soluzione G-50 a 4 ° C. </li><li class="none"> Rimuovere e gettare lo stantuffo da una siringa da 3 ml (BD Biosciences) e posizionare il cilindro della siringa in un tubo da 15 ml (Corning). Collegare la siringa con una piccola quantità di lana di vetro (un tappo circa la metà delle dimensioni di un centesimo). </li><li class="none"> Swirl completo G-50 soluzione per risospendere le sfere. </li><li class="none"> Aggiungere 2 ml di soluzione G-50 alla colonna vuota. </li><li class="none"> Spin per 1 minuto a 1.000 x g in centrifuga da banco. </li><li class="none"> Aggiungere 200 ul DEPC trattati deionizzata H 2 O per ogni colonna. Spin. </li><li class="none"> Ripetere il lavaggio altre due volte per un totale di tre lavaggi. </li><li class="none"> Rimuovere il corpo della siringa per un nuovo tubo 15 ml. </li></ul> Collagenasi soluzione <ul><li class="none"> 75 mg di collagenasi da Clostridium histolyticum (Sigma Aldrich) </li><li class="none"> 25 ml 0,1 M KPO 3 + (pH 7,4) </li></ul> MBSH tampone <ul><li class="none"> 88 mm NaCl </li><li class="none"> 1 mM KCl </li><li class="none"> 2,4 mM NaHCO 3 </li><li class="none"> 0,82 mM MgSO 4 x 7H 2 O </li><li class="none"> 0,33 mm Ca (NO 3) 2 x 4H 2 O </li><li class="none"> 0,41 mM CaCl 2 X 6H 2 O </li><li class="none"> HEPES 10 mM (pH 7,6) </li></ul> Ovocita Cultura Media <ul><li class="none"> 50% di media L15 </li><li class="none"> HEPES 15 mM (pH 7,6) </li><li class="none"> 1 mg / ml di insulina </li><li class="none"> 100 mg / ml di gentamicina </li><li class="none"> 50 U / ml nistatina </li><li class="none"> 50 U / ml di penicillina </li><li class="none"> 50 mg / ml di streptomicina </li></ul> MEMFA soluzione <ul><li class="none"> MOPS 0,1 M (pH 7,4) </li><li class="none"> 2 mM EGTA </li><li class="none"> 1 mM MgSO 4 </li><li class="none"> 3,7% di formaldeide </li></ul> Computing RNA resa <ul><li class="none"> Determinare CPM in &quot;input&quot; e &quot;incorporato&quot; campioni utilizzando un normale contatore a scintillazione. </li><li class="none"> incorporazione = (&quot;integrato&quot;) / (10 x &quot;input&quot;) </li><li class="none"> I valori tipici compresi tra incorporazione ~ 0,03 e 0,10. </li><li class="none"> Tenore massimo teorico per polimerasi diverse: T7, T3, SP6 - 2,64 mg </li><li class="none"> Resa di reazione in mg = (resa massima di polimerasi utilizzato) X (incorporazione) </li><li class="none"> Diluire RNA a 50 Nm = (mg RNA) / 320 / (lunghezza di RNA nelle basi) / (5X10 -8) </li><li class="none"> La reazione solitamente produce ~ 50-100 ml di RNA di 50 nm. </li></ul>

visualizzazione rna localizzazione in xenopus gli oociti

Visualizing RNA Localization in Xenopus Oocytes

Localizzazione dell&#39;RNA è un meccanismo conservato di stabilire la polarità delle cellule. Vg1 mRNA localizza al polo vegetale ovociti di Xenopus laevis e atti a limitare spazialmente l&#39;espressione genica di VG1 proteine. Stretto controllo VG1 distribuzione in questo modo è richiesto per l&#39;indicazione corretta foglietto embrionale di un embrione in via di sviluppo. Elementi di sequenza di RNA nel 3 &#39;UTR del mRNA, il VG1 elemento di localizzazione (VLE) sono necessari e sufficienti per trasporto diretto. Per studiare il riconoscimento e il trasporto del VG1 mRNA in vivo, abbiamo sviluppato una tecnica di imaging che permette un&#39;analisi approfondita dei trans-fattore di meccanismi di trasporto diretto attraverso una semplice lettura visiva. Per visualizzare la localizzazione di RNA, che sintetizzano fluorescente RNA VLE e microinject questa trascrizione in ovociti individuali. Dopo la cultura degli ovociti per consentire il trasporto del RNA iniettato, gli ovociti vengono fissate e disidratate prima di imaging, microscopia confocale. Visualizzazione di modelli di localizzazione mRNA fornisce una lettura per il monitoraggio del percorso completo di RNA di trasporto e per l&#39;individuazione dei ruoli nel dirigere l&#39;RNA di trasporto per cis-acting elementi all&#39;interno della trascrizione e trans-acting fattori che si legano al VLE (Lewis et al., 2008, Messitt et al., 2008). Abbiamo esteso questa tecnica attraverso la co-localizzazione di RNA e proteine ​​addizionali (Gagnon e Mowry, 2009, Messitt et al., 2008), e in combinazione con la rottura del motore e di proteine ​​del citoscheletro (Messitt et al., 2008) di sondare meccanismi alla base di localizzazione mRNA.

Visualizzazione di<em&gt; In vivo</em&gt; RNA di trasporto si ottiene microiniezione di fluorescente trascrizioni di RNA in<em&gt; Xenopus</em&gt; Ovociti, seguito dalla microscopia confocale.

Visualizzazione RNA localizzazione in Xenopus Gli oociti

La localizzazione dell'RNA è un meccanismo conservato per l'instaurazione della polarità cellulare. L'mRNA di Vg1 si localizza al polo vegetale degli ovociti di Xenopus laevis e agisce per ...

In questo procedimento, l'RNA marcato con fluorocromo. I trascritti vengono iniettati nelle cellule XUS e la loro localizzazione viene monitorata. In primo luogo, l'RNA viene marcato con nucleotidi fluorescenti.In una reazione di trascrizione in vitro, l'RNA viene quindi caricato in un apparato di microiniezione. Gli oociti vengono posizionati su una piastra per iniezioni e microiniettati con attenzione. Infine, gli oociti vengono coltivati per permettere la localizzazione dell'RNA prima dell'analisi mediante microscopia confocale.Ciao, sono James Gagnan del laboratorio della dottoressa Kimberly Mallory presso il Dipartimento di Biologia Molecolare, Biologia Cellulare e Biochimica della Brown University. Oggi vi mostreremo un procedimento per visualizzare la localizzazione subcellulare dell'RNA negli oociti di Xap. Utilizziamo questo procedimento nel nostro laboratorio per studiare l'architettura dell'RNA e i fattori proteici necessari per la localizzazione dell'RNA durante lo sviluppo vertebrale precoce.Iniziamo. Per iniziare questa procedura, trascrivere l'mRNA, marcato sia radioattivamente che fluorescentemente come descritto nel protocollo scritto allegato. Aggiungere DS per degradare il DNA stampo, quindi arrestare la reazione aggiungendo EDTA.Rimuovere i nucleotidi non incorporati e altre molecole piccole centrifugando attraverso una colonna G 50. L'RNA viene quindi concentrato mediante precipitazione con etanolo, lavato e risospeso. Dopo aver determinato la concentrazione mediante conteggio con scintillazione, diluire l'RNA a 50 nanomolari e conservarlo in aliquote da cinque microlitri a meno 80 gradi Celsius.Quando si è pronti per eseguire la microiniezione, scongelare un Eloqua dell'RNA marcato e denaturare a 70 gradi Celsius per cinque minuti. Successivamente, centrifugare per 10 minuti alla velocità massima in una microcentrifuga a temperatura ambiente per rimuovere le particelle e mantenere in ghiaccio. Poi, isolare i citi tagliando pezzi di ovaio xap post lavu in un conico da 50 millilitri contenente 25 millilitri di tre milligrammi per millilitro.Collagenasi in un tampone di fosfato di potassio 0,1 M a pH 7,4. Agitare delicatamente a 18 gradi Celsius a causa della variabilità tra diversi lotti. Il tempo di trattamento con collagenasi può variare e deve essere monitorato attentamente mediante ispezione visiva.Per assicurare la defollicolazione, continuare ad agitare per 15 minuti o fino a quando gli oociti sono visibilmente separati dall'ovaio, quindi lasciare sedimentare gli oociti sul fondo del tubo conico. Rimuovere la soluzione e sostituirla con buffer MBSH. Ripetere questa operazione, eseguendo altre due lavature per un totale di tre lavaggi.Successivamente, eseguire manualmente la selezione delle cisti di stadio tre e quattro in tampone MBSH utilizzando un microscopio ottico standard. Le cisti di stadio tre sono completamente opache, ma di colore bianco. Le cisti di stadio quattro sono leggermente più grandi e punteggiate di pigmento.Le cellule che sono leggermente trasparenti sono troppo giovani, mentre quelle completamente pigmentate o che mostrano una distribuzione polarizzata del pigmento sono troppo vecchie. Infine, preparare gli aghi per la microiniezione utilizzando capillari da tre pollici e mezzo, tirandoli e affilandoli per ottenere aghi con un diametro esterno di circa 0,05 millimetri. Ora che gli oociti con mRNA e gli aghi sono pronti, procedere con la microiniezione.Iniziare calibrando l'ago con acqua desy per somministrare due nanometri per iniezione. Caricare l'ago utilizzando un microiniettore a controllo gassoso e calibrare la dimensione della goccia usando un micrometro. Dopo la calibrazione, caricare in avanti l'RNA da iniettare nell'ago. Successivamente, posizionare gli oociti ordinati in una piastra per iniezioni contenente buffer MBSH; la piastra contiene uno strato di gomma schiuma nera.Il citoplasma bianco risalta bene su uno sfondo nero. Quindi iniettare con attenzione ciascun oocita con due litri di RNA a 50 nanomolar. Assicurarsi di iniettare ogni oocita una sola volta e controllare regolarmente l'ago per eventuali ostruzioni al termine dell'iniezione.Espellere l'RNA rimanente, risciacquare l'ago con acqua deionizzata e caricare l'RNA successivo per l'iniezione. Dopo l'iniezione, trasferire i citi iniettati in una pozzetta di una piastra sterile a 24 pozzette, fino a un migliaio. I CITI possono essere coltivati per pozzetta.Rimuovere il buffer e sostituirlo con 400 microlitri di mezzo di coltura cellulare per pozzetto. Successivamente, posizionare la piastra di coltura all'interno di un contenitore di plastica con un tovagliolo di carta bagnato per mantenere un ambiente umido durante la coltura; incubare gli oociti a 18 gradi Celsius per intervalli di tempo compresi tra otto e 48 ore dopo il periodo di incubazione desiderato. Gli oociti possono essere preparati per la microscopia dopo l'incubazione degli oociti iniettati.Separare le oociti morte e collocare le oociti sopravvissute in vial di vetro. Si osserva di routine una sopravvivenza superiore al 90% delle oociti. Sostituire il buffer con fissativo M-E-M-F-A e agitare delicatamente le cellule per 20 minuti.Proteggere le ovociti dalla luce solare durante la fissazione, una volta completato il periodo di fissazione. Lavare le ovociti rimuovendo il fissativo e sostituendolo con un volume uguale di tampone MBSH. Ripetere questo lavaggio un'altra volta, per un totale di due lavaggi.Successivamente, lavare gli oociti in metanolo anidro. Per prima cosa, rimuovere metà del volume e sostituirlo con metanolo. Ripetere questa operazione altre due volte.Dopo questi lavaggi, rimuovere tutta la soluzione e sostituirla con metanolo. Ripetere questo lavaggio con metanolo un'altra volta. Gli ovociti fissati e disidratati possono essere conservati a meno 20 gradi Celsius fino al momento dell'acquisizione delle immagini.Prima dell'acquisizione delle immagini, aggiungere il mezzo di chiarificazione di Marie a una piastra fluoro WPI con fondo in vetro in modo da coprire la superficie di imaging. Trasferire con attenzione gli oociti dal metanolo alla piastra fluoro, minimizzando il volume di metanolo trasferito. Acquisire le immagini degli oociti mediante un microscopio confocale invertito; sia il Zeiss LSM five 10 che l'aica TCSs P forniscono buoni risultati. Ora mostreremo alcune immagini rappresentative della localizzazione subcellulare dell'RNA immediatamente dopo la microiniezione: l'RNA fluorescente può essere osservato nel nucleo dopo otto ore di coltura di un controllo marcato con fluorescenza.L'RNA può essere osservato distribuito uniformemente nel citoplasma dell'ovocita. Tuttavia, un RNA marcatto con fluorescenza contenente sequenze in grado di reclutare il macchinario del trasporto può essere visto nel processo di localizzazione subcellulare al polo vegetale dell'ovocita. Abbiamo appena mostrato come iniettare mediante microiniezione RNA marcati con fluorescenza in ovociti e osservare la localizzazione dell'RNA mediante microscopia confocale.Quando si esegue questa procedura, è importante utilizzare soluzioni trattate con DEPC per evitare contaminazioni da RNA nella coltura, mantenere le cellule in OCM contenente antibiotici e proteggere le cellule dalla luce solare ogni volta che possibile per evitare il fotoblecamento. È tutto. Grazie per aver guardato e buona fortuna con i vostri esperimenti.

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Qui, presentiamo un protocollo per la visualizzazione, il rilevamento, l'analisi e il monitoraggio del traffico di mRNA endogeno nel vivo Drosophila melanogaster camera d'uovo utilizzando fari molecolari, microscopia confocale del disco rotante, e analisi open-source software.

Visualizzazione e monitoraggio di mRNA endogeni nelle camere uovo di Drosophila melanogaster dal vivo

Per riproducibile contare i numeri dei mRNAs in singoli ovociti, in situ di fluorescenza di singola molecola del RNA (RNA-pesce) l'ibridazione è stato ottimizzato per cellule non aderenti. Gli ovociti sono stati raccolti, ibridata con le sonde specifiche di trascrizione e quantificati tramite un software di quantificazione di immagine.

Uso di singola molecola fluorescente ibridazione In Situ (SM-pesce) per quantificare e Localize mRNAs in ovociti murini

Questo protocollo ha lo scopo di dimostrare come microiniettare una miscela DNA/DOTAP in boccioli di occhiali di embrioni di Xenopus laevis di un giorno, e come immaginare e ricostruire singole proteine fluorescenti verdi (GFP) che esprimono arbori assonali ottici nei midbrain intatti, vivono girini Xenopus.

Microiniezione di DNA in boccioli di occhiali in embrioni di Xenopus lavis e imaging di GFP Expressing Optic Aboral Arbors in Intact, Living Xenopus Tadpoles

Descriviamo un metodo per la preparazione e l'imaging dal vivo di estratti citoplasmatici non diluiti da uova di Xenopus laevis .

Xenopus laevis Preparazione dell'estratto di uova e metodi di imaging dal vivo per la visualizzazione dell'organizzazione citoplasmatica dinamica

Questo protocollo fornisce un quadro sperimentale per documentare l'impatto fisico del citoscheletro sulla forma nucleare e sugli organelli interni privi di membrana nel sistema ovocitario di topo. Il framework può essere adattato per l'uso in altri tipi di cellule e contesti.

Cattura dell'agitazione basata sul citoscheletro del nucleo dell'ovocita di topo su scale spaziali

Descriviamo metodi per visualizzare la trascrizione nascente durante l'attivazione del genoma zigotico nelle singole cellule durante l'embriogenesi precoce.

Visualizzazione dell'attivazione del genoma zigotico nelle singole cellule degli embrioni precoci

Impara a visualizzare il trasporto di RNA in vivo negli oociti di Xenopus mediante marcatura fluorescente e microscopia confocale. Questo metodo permette di studiare la localizzazione subcellulare dell'RNA in tempo reale.

Visualizzazione RNA localizzazione in Xenopus Gli oociti

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