Name: Scatter microscopia ottica Sulla base bidimensionale Filtri di Gabor (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2010-06-02T17:15:00.000+00:00
Duration: 14 min 58 s
Description: Scopri la microscopia a diffusione ottica con filtri di Gabor per quantificare la frammentazione mitocondriale durante l'apoptosi nelle cellule. Questo metodo non invasivo consente di studiare la dinamica subcellulare senza marcatura fluorescente.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Il micro-specchio dispositivo in questa ricerca è stato finanziato dalla sovvenzione della Fondazione Whitaker RG-02-0682 a N. Boustany. I lavori in corso è finanziato da concedere NSF-DBI-0852857 a N. Boustany. Pasternack RM è stato parzialmente sostenuto da una borsa di studio Rutgers presidenziale Graduate. Vorremmo anche ringraziare il Dott. E. White per le cellule iBMK utilizzati nei nostri studi e il Dr. Metaxas DN di discussione utile per quanto riguarda le strategie di filtraggio ottico.

<ol><li>Pasternack, R. M., Qian, Z., Zheng, J. -Y., Metaxas, D. N., White, E., Boustany, N. N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Measurement+of+Subcellular+Texture+by+Optical+Gabor-Like+Filtering+with+a+Digitial+Micromirror+Device%5BTitle%5D)+AND+%22Optics+Letters%22%5BJournal%5D)">Measurement of Subcellular Texture by Optical Gabor-Like Filtering with a Digitial Micromirror Device.</a> Optics Letters. 33 (19), 2209-2211 (2008).</li>
<li>Pasternack, R. M., Qian, Z., Zheng, J. -Y., Metaxas, D. N., Boustany, N. N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Highly+sensitive+size+discrimination+of+submicron+objects+using+optical+Fourier+filtering+based+on+two-dimensional+Gabor+filters%5BTitle%5D)+AND+%22Optics+Express%22%5BJournal%5D)">Highly sensitive size discrimination of submicron objects using optical Fourier filtering based on two-dimensional Gabor filters.</a> Optics Express. 17 (14), 12001-12012 (2009).</li>
<li>Zheng, J. -Y., Pasternack, R. M., Boustany, N. N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Optical+scatter+imaging+with+a+digital+micromirror+device%5BTitle%5D)+AND+%22Optics+Express%22%5BJournal%5D)">Optical scatter imaging with a digital micromirror device.</a> Optics Express. 17 (22), 20401-20414 (2009).</li>
</ol>

Alcuni aspetti dei metodi sono stati inclusi nella divulgazione e invenzione, Rutgers University Docket # 09-049.

Il metodo sopra descritto produce mappe morfometriche dell&#39;oggetto che possono codificare la dimensione delle particelle o di orientamento per esempio. Queste informazioni strutturali possono essere utilizzati in diversi modi: <ol><li> Può essere utilizzato come una schermata iniziale per identificare le regioni tessuti o cellule che sono state modificate nel corso di un trattamento specifico e poi analizzare ulteriormente queste regioni, con specifiche analisi molecolari e biochimici. </li><li> Può essere utili...

<table><tbody><tr><td>DMEM</td><td>Invitrogen</td><td></td><td>DMEM a basso contenuto di glucosio</td></tr><tr><td>Mezzo Liebowitz L15</td><td>Invitrogen</td><td></td><td>Senza rosso fenolo</td></tr><tr><td>L-glutammina</td><td>Invitrogen</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Mitotracker Green</td><td>Invitrogen</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Estratto cerebrale bovino</td><td>Clonetics</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Siero fetale bovino</td><td>Gemini Bio Products</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Eparina</td><td>Sigma-Aldrich</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Staurosporina</td><td>Sigma-Aldrich</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Dimetilsulfossido</td><td>Sigma-Aldrich</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Microscopio invertito</td><td>Carl Zeiss, Inc.</td><td>Axiovert 200M</td><td></td></tr><tr><td>DMD</td><td>Texas Instruments</td><td>TI 0.7 XGA DMD 1100</td><td></td></tr><tr><td>CCD</td><td>Roper Scientific</td><td>Cascase 512B</td><td>CCD ad alto (16 bit) intervallo dinamico</td></tr><tr><td>CCD</td><td>Roper Scientific</td><td>Coolsnap cf</td><td></td></tr></tbody></table>

scatter microscopia ottica sulla base bidimensionale filtri di gabor

Optical Scatter Microscopy Based on Two-Dimensional Gabor Filters

Si dimostra uno strumento microscopici in grado di misurare struttura subcellulare derivanti dalla morfologia degli organelli e organizzazione all&#39;interno delle cellule viventi senza macchia. Lo strumento proposto estende la sensibilità di etichetta senza microscopia ottica a cambiamenti nelle dimensioni degli organelli nanoscala e la forma e può essere utilizzato per accelerare lo studio della relazione struttura-funzione degli organelli dinamiche relative alla base dei processi biologici fondamentali, come la morte cellulare programmata o cellulare differenziazione. Il microscopio può essere facilmente implementata su piattaforme microscopia esistenti, e può quindi essere diffusi ai laboratori, dove gli scienziati possono implementare e utilizzare i metodi proposti con accesso illimitato. La tecnica proposta è in grado di caratterizzare la struttura subcellulare osservando la cellula attraverso filtri ottici bi-dimensionale Gabor. Questi filtri possono essere sintonizzati con senso su scala nanometrica (10 di nm) sensibilità, specifici attributi morfologici riguardanti le dimensioni e l&#39;orientamento di organuli subcellulari non sferiche. Mentre in base al contrasto generato dalla diffusione elastica, la tecnica non si basa su un modello dettagliato scattering inverso o sulla teoria di Mie per estrarre le misurazioni morfometriche. Questa tecnica è quindi applicabile alle obbligazioni extracontrattuali sferiche organelli per i quali una descrizione precisa dispersione teorica non è facilmente dato, e fornisce distintivo parametri morfometrici che possono essere ottenuti all&#39;interno di cellule viventi senza macchia per valutare la loro funzione. La tecnica è vantaggiosa in confronto con l&#39;elaborazione digitale delle immagini, nel senso che opera direttamente sul campo dell&#39;oggetto trasformare piuttosto che l&#39;intensità dell&#39;oggetto discretizzato è. Non si basa su alti tassi di campionamento delle immagini e può quindi essere usata per selezionare rapidamente l&#39;attività morfologica all&#39;interno di centinaia di cellule alla volta, facilitando in tal modo lo studio della struttura degli organelli organello di là di singoli segmentazione e ricostruzione di microscopia confocale di fluorescenza molto ingrandito le immagini digitali del campo di visuale limitato. In questa dimostrazione si mostrano i dati da una diatomea marina per illustrare la metodologia. Mostriamo anche i dati preliminari raccolti da cellule viventi per dare un&#39;idea di come il metodo può essere applicato in un contesto rilevante biologico.

Noi dimostrare un campo scuro metodo di microscopia in base a Gabor-come filtro per misurare la dinamica sub-cellulari all&#39;interno delle cellule viventi singolo. La tecnica è sensibile alle alterazioni nella struttura degli organelli, quali la frammentazione mitocondriale.

Scatter microscopia ottica Sulla base bidimensionale Filtri di Gabor

Dimostriamo uno strumento microscopico in grado di misurare la trama subcellulare derivante dalla morfologia e dall'organizzazione degli organelli all'interno di cellule vive non colorate...

In questo video, la microscopia a dispersione ottica viene utilizzata per quantificare la frammentazione mitocondriale durante l'apoptosi. Sebbene la microscopia a dispersione ottica normalmente non richieda fluorescenza in questo protocollo, verranno acquisite immagini fluorescenti a scopo di validazione. Dopo aver configurato il sistema di acquisizione immagini, le cellule vengono marcate con MIT tracker green e trattate con stor sporin per indurre l'apoptosi.I dati ottici vengono acquisiti per rilevare cambiamenti nell'orientamento degli organelli cellulari entro due ore. L'inizio della frammentazione mitocondriale può essere misurato utilizzando i dati di scattering ottico, che mostrano una riduzione del grado di orientamento delle particelle subcellulari. I dati vengono quindi convalidati correlando i dati di scattering ottico con le regioni fluorescenti contenenti mitocondri.Ciao, sono Nada Bustani del Laboratorio di Bio-ottica del Dipartimento di Ingegneria Biomedica della Rutgers University. Sono Rob Pak del Laboratorio di Bio-ottica, e sono Deen, anch'io del Bio Lab. Oggi vi mostreremo un procedimento per quantificare la dinamica morfologica subcellulare mediante un metodo che non si basa su coloranti fluorescenti.Utilizziamo questa tecnica nel nostro laboratorio per studiare i cambiamenti dinamici della struttura subcellulare durante l'apoptosi o la morte cellulare programmata. Cominciamo dunque. Iniziare la procedura sterilizzando le mani guantate con etanolo al 70%.Quindi posizionare una soluzione madre pronta da 100 nanomolari di miot tracker green e il mezzo di coltura cellulare BAEC preriscaldato nell'incubatore a luce spenta e sterilizzare tutte le superfici. Successivamente, posizionare una piastra da coltura a sei pozzetti con cellule seminate su coprivetrino sotto l'incubatore. Utilizzando una pipetta Pasteur collegata a una linea di vuoto.Rimuovere il mezzo cellulare dai pozzetti. Quindi aggiungere immediatamente due millilitri del mezzo marcato in ciascun pozzetto per etichettare le cellule.Mitochondria. Coprire la piastra per colture cellulari per evitare l'esposizione alla luce diretta dell'ambiente e reinserire rapidamente le cellule nell'incubatore.Incubare per 45 minuti a 37 gradi Celsius mentre le cellule incubano. Preparare prima l'impostazione ottica accendendo la lampada a arco di mercurio. Quindi accendere i computer, le telecamere del microscopio e il laser, collegando il dispositivo microelettromeccanico digitale o DMD nel diffusore rotante.Successivamente, osservare attraverso l'oculare del microscopio per verificare se il lancio ottico è allineato. Il campo visivo dovrebbe essere illuminato uniformemente dalla luce laser. Per caricare il campione, posizionare una o due piccole gocce di olio di immersione su un obiettivo a immersione in olio da 63 x mentre si trova nella posizione più bassa.Quindi, montare sulla piastra un vetrino costituito da una griglia di linee a intervalli regolari di 10 micrometri chiamata gradi e sollevare l'obiettivo in modo che l'olio ne catturi il fuoco. Successivamente, mettere a fuoco il bordo esagonale del condensatore del campo. Fermarsi quando risulta allineato con l'illuminazione centrale di Kohler.Il bordo esagonale deve essere centrato nell'oculare e messo a fuoco con precisione. Quindi, utilizzando le manopole di posizionamento dello stop di campo del condensatore, centrare lo stop di campo del condensatore rispetto al campo visivo. Avviare il software IP lab e inserire le impostazioni per far funzionare la telecamera.Verificare che la fotocamera sia impostata sulla modalità di trasferimento frame. Eseguire il comando di acquisizione del fuoco per avviare l'anteprima in tempo reale. Impostare quindi il prefisso dell'indice e il percorso del file in cui verranno salvate le immagini.Successivamente, avviare l'immagine RS. Impostare le configurazioni per il funzionamento della fotocamera cool snap. La modalità di clocking deve essere impostata su normale.Avviare il software DMD. Posizionare l'iride per campo scuro nel menu script. Quindi fare clic su carica e reimposta.Per eseguire manualmente lo script, impostare la barra ottica del microscopio nel viewport su LSM. Questo invierà l'immagine attraverso il DMD nell'ottica allineata. Proiettare l'immagine in campo scuro sul CCD della fotocamera Cascade five 12.L'immagine in campo oscuro dovrebbe apparire nell'anteprima in tempo reale su IP lab. Se necessario, mettere a fuoco l'immagine nell'anteprima in tempo reale. Impostare il tempo di esposizione sufficientemente alto da garantire almeno 10.000 conteggi di segnale nell'immagine.Quindi acquisire un'istantanea del campo visivo utilizzando il comando acquisizione singola dopo l'acquisizione. Utilizzare il comando salva come indicizzato per salvare l'immagine sul disco. L'immagine del GTI misura le dimensioni del campo visivo.Ora spostare il campione GTI in modo che si trovi al di fuori del campo visivo e sia visibile solo lo sfondo. Acquisire un'immagine di sfondo del campo con un tempo di esposizione sufficiente per ottenere almeno 5.000 conteggi. Questa immagine sarà utile per la sottrazione dello sfondo dalle immagini non filtrate.Ora, per acquisire immagini filtrate con filtro di Gabor dello sfondo, caricare lo script della banca di filtri di Gabor nel software di controllo del DMD. Eseguire l'intero script per caricare i filtri nella memoria integrata del DMD. Ciò potrebbe richiedere alcuni minuti una volta completato il caricamento dell'intero script.Utilizzare i marcatori di inizio e fine all'interno del software DMD per assicurarsi che un solo set di filtri corrispondente a un singolo filtro di tipo Gabor venga caricato alla volta. Eseguire lo script per acquisire immagini filtrate dello sfondo. L'anteprima dell'immagine in tempo reale dovrebbe passare da campo scuro all'immagine filtrata.Per quel filtro, aprire lo script di acquisizione in IP lab dal disco. Regolare il tempo di esposizione per garantire che vengano acquisiti almeno 2000 conteggi. Mentre lo script DMD è in esecuzione, annullare l'anteprima in tempo reale in IP lab ed eseguire lo script di acquisizione.Questo acquisirà automaticamente l'indice e salverà l'immagine filtrata su disco. Una volta acquisita la prima immagine, arrestare lo script in esecuzione in DMD. Eliminare i comandi utilizzati dallo script.Sostituire quindi i marcatori di inizio e fine all'inizio e alla fine del successivo set di filtri. Ripetere l'acquisizione nel laboratorio di IP fino a quando non è stato utilizzato l'intero banco di filtri e sono state acquisite e salvate tutte le immagini filtrate. Prepararsi a seminare le cellule collegando un saldatore al banco del laboratorio e riscaldando il mezzo L 15 a 37 gradi Celsius.Preparare una postazione di lavoro con un tovagliolo di carta e una salvietta Kim per assorbire qualsiasi mezzo versato e mantenere l'area pulita. Preparare diversi stoppini strappando e arrotolando le salviette Kim. Gli stoppini verranno utilizzati per aspirare il liquido attraverso la piastra cellulare.Successivamente, utilizzare il portacampioni in metallo per creare un sandwich cellulare. Usare una siringa per applicare un sottile filo di grasso da vuoto lungo la periferia superiore del foro nella piastra in metallo lavorata, estendendosi per circa metà della distanza fino alle estremità delle scanalature su ciascun lato. Far scivolare delicatamente un coprioggetto pulito numero uno sul grasso.Rovesciare la piastra e applicare il grasso attorno al foro. Spegnere le luci della stanza indossando guanti per esame NI sterilizzati con etanolo. Prelevare le cellule dall'incubatore.Rimuovere il vetrino coprioggetto che verrà utilizzato per l'esperimento dalla piastra a sei pozzetti. Asciugare con cura il vetrino coprioggetto. Quindi premere il vetrino coprioggetto con il lato delle cellule rivolto verso il basso sulla piastra metallica unta, sopra il foro di osservazione.Inserire le cellule all'interno della piastra. Assicurarsi che non rimangano bolle d'aria e che il grasso abbia formato un sigillo impermeabile in modo da poter caricare il mezzo. Ora capovolgere nuovamente la piastra, aggiungendo 200 microlitri alla volta mediante pipetta.Aggiungere il mezzo L 15 preriscaldato nel sandwich attraverso la scanalatura tra il coprivetrino superiore e la piastra metallica fino a quando il liquido non raggiunge quasi la scanalatura sul lato opposto. Successivamente, lavare le cellule posizionando una micropipetta all'estremità della scanalatura opposta ed aggiungendo con una pipetta ulteriori 200 microlitri di mezzo nel sandwich. Il mezzo fluirà da un lato all'altro mentre la micropipetta rimuove il mezzo vecchio.Si tenga attenzione a evitare la formazione di bolle all'interno del liquido durante questo passaggio. Ripetere questa procedura da due a tre volte utilizzando una nuova micropipetta ad ogni risciacquo. Ora capovolgere nuovamente la piastra, sorreggendola dai bordi in modo da trattenere il liquido nel serbatoio della cella.Immergere il saldatore nel becher di veap per sciogliere rapidamente una certa quantità di veap, che aderirà quindi alla punta del saldatore. Utilizzando con attenzione la punta del saldatore, applicare il veap fuso lungo i bordi del coprioggetto inferiore. Continuare a immergere e applicare lungo tutto il perimetro del coprioggetto, sigillandolo sulla piastra metallica.Questo crea un buon sigillo meccanico in modo che il vetrino non si stacchi dalla piastra durante l'osservazione. Rimuovere eventuali residui dalla parte inferiore. Pulire la superficie del vetrino arrotolando un fazzoletto di carta kim e utilizzandolo per la pulizia del vetrino.Fare scivolare in un unico movimento per garantire che il coprioggetto sia più pulito al centro, dove verrà osservato. Riposizionare la piastra a sei pozzetti nell'incubatrice. Portare le cellule piastrate al laboratorio di ottica e montarle sull'obiettivo.Come in precedenza, individuare un campo di cellule dall'aspetto sano ed acquisire un'immagine in campo scuro del campo visivo. Successivamente, allineare il microscopio in contrasto di interferenza differenziale (DIC) e verificare che i tempi di esposizione siano adeguati. Acquisire un'immagine DIC mediante una camera a cascata.In questa configurazione, le immagini fluorescenti vengono acquisite utilizzando la fotocamera cool SNAP mentre il microscopio è ancora allineato in DIC. Impostare il valore VAR del microscopio su 1x e il mirino al 100% binoculare, quindi deviare l'immagine dall'oculare alla fotocamera. Posizionare un LED blu sopra il condensatore per illuminare il campo.Quindi visualizzare in anteprima il campo visivo nell'immagine RSS e regolare con precisione il fuoco. Se necessario, acquisire un'immagine DIC e salvarla su disco. Osservare come il campo visivo differisca da quello ottenuto con la fotocamera a cascata.Queste immagini dovranno essere registrate durante la fase di analisi dell'esperimento. Successivamente, posizionare il cubo del filtro fluorescente e acquisire un'immagine in fluorescenza attivando brevemente l'eccitazione della fluorescenza mediante l'otturatore del microscopio, quindi disattivarla non appena l'acquisizione è completata. Per ridurre al minimo il fotoblesamento, salvare l'immagine in fluorescenza su disco.Per acquisire immagini filtrate, reimpostare il microscopio sul campo e inviare la luce attraverso la porta LSM. Come in precedenza, eseguire l'intero script della banca di filtri di Gabor come prima per completare l'acquisizione dei dati per un singolo punto temporale, mentre le cellule sono ancora sulla piastra e senza disturbare il campo visivo. Utilizzare il metodo di drenaggio per sostituire il normale mezzo L 15 con lo stesso contenente una soluzione di STS ad una concentrazione di un micromolare.Durante l'esperimento, aggiungere ulteriore mezzo per evitare l'essiccamento, pipettando il mezzo nella scanalatura della piastra cellulare senza rimuoverla dal palchetto né disturbare il campo visivo. A questo punto, ripetere questi passaggi per i successivi punti temporali fino al completamento dell'esperimento. I dati raccolti comprenderanno un elevato numero di immagini filtrate che dovranno essere elaborate per estrarre i dati strutturali subcellulari.Qui sono mostrati due esempi di esperimenti. Questa figura mostra immagini sequenziali di un campione di alghe diatomee marine. Le caratteristiche orientate sono chiaramente visibili.Nell'immagine in campo scuro. Le immagini otticamente filtrate, etichettate da cinque uguale a zero gradi a cinque uguale a 160 gradi, sono mostrate accanto all'immagine non filtrata del campione. A scopo comparativo, l'insieme delle nove immagini filtrate con il filtro di Gabor della diatomea è stato elaborato pixel per pixel per determinare l'orientamento dell'oggetto.In ogni pixel, il segnale massimo è stato diviso per il segnale medio in funzione dell'orientamento del filtro, ottenendo un valore di rapporto dimensionale. Un rapporto dimensionale vicino a uno, indicato in blu, è presente nelle aree in cui non vi è un angolo di risposta preferito. Valori più elevati, indicati in rosso, indicano aree in cui è presente una risposta a un angolo preferito più alto.L'intensità luminosa e il significato del codice della risposta totale del filtro GABOR, nonché l'orientamento del filtro, forniscono il segnale massimo in corrispondenza di ciascun pixel lungo la direzione perpendicolare all'orientamento dell'oggetto sottostante. L'orientamento delle sottostrutture particellari è codificato in un grafico a frecce (quiver plot), in cui ogni linea rispecchia fedelmente l'orientamento locale dell'oggetto sottostante visibile nel campo scuro non filtrato. Il grafico a frecce mostra l'orientamento degli oggetti con intensità di risposta superiori al 10% del valore massimo.Queste immagini in campo scuro e con filtro ottico di un campo contenevano cellule endoteliali bovine vive; successivamente, le immagini filtrate sono state acquisite ogni 20 minuti per un periodo di tre ore dopo il trattamento con l'induttore dell'apoptosi stor sporin. Qui, la mappa del rapporto di aspetto nel pannello superiore e l'immagine di fluorescenza dei mitocondri nel pannello inferiore sono mostrate in funzione del tempo. La tonalità del colore rappresenta il grado di orientamento; come in precedenza, questi grafici temporali confrontano la riduzione del grado di orientamento del rapporto di aspetto delle particelle nelle cellule endoteliali trattate con s thoro sporin, mentre le tracce individuali rappresentano grafici temporali all'interno di singole cellule.L'orientamento dei drop-in è limitato alle regioni delle cellule che corrispondono alle aree fluorescenti. A questo punto, la validazione rispetto alla fluorescenza è stata completata. Diventa archiviale.Pertanto, nei prossimi esperimenti, le misurazioni mitocondriali possono essere effettuate omettendo i passaggi di imaging della fluorescenza e utilizzando direttamente il metodo dello scattering ottico. Vi abbiamo appena mostrato come monitorare la frammentazione mitocondriale durante l'apoptosi mediante firme di scattering della luce basate su filtri di Gabor. Quando si esegue questa procedura, è importante predisporre correttamente il campione e assicurarsi che l'allestimento ottico sia ben allineato e calibrato.Quindi, prendiamo in considerazione l'utilizzo di Sense per l'osservazione e CoLab con esperimenti con interfaccia utente.

optical-scatter-microscopy-based-on-two-dimensional-gabor-filters

Research

Ricerca

JoVE Journal

Biology

Biologia

Fonte: Espinoza, R., et al. Imaging di scattering Raman stimolato a due colori in tempo reale del cervello di topo per la diagnosi dei tessuti. J. Vis. Exp. (2022).  Il video mostra l'imaging a due colori di scattering Raman stimolato (SRS) di sezioni di tessuto cerebrale di topo. Due raggi laser sincronizzati sono diretti sulla sezione di tessuto per eccitare le vibrazioni molecolari, determinando un cambiamento di intensità relativa nei raggi. I lipidi e le proteine nel tessuto vengono...

Imaging a diffusione Raman stimolato a due colori del tessuto cerebrale del topo

Presentiamo un metodo non distruttivo per il campionamento variazione spaziale nella direzione della luce diffusa da materiali di struttura complessa. Mantenendo intatto il materiale, noi preserviamo comportamento dispersione lordo scala, mentre contemporaneamente l'acquisizione contributi direzionali a scala fine con l'imaging ad alta risoluzione. I risultati sono visualizzati in software alle posizioni e scale biologicamente rilevanti.

Misurare spazialmente e Directionally-variante Light Scattering da materiale biologico

Dimostriamo metodi per l'individuazione di distorsione architettonica mammografie precedenti. Strutture orientate vengono analizzati utilizzando filtri di Gabor e ritratti di fase per individuare i siti di irradiamento modelli di tessuto. Ogni sito è caratterizzato e classificata utilizzando misure per rappresentare modelli spiculating. I metodi dovrebbero contribuire all'individuazione di cancro al seno.

Rilevamento di distorsione architettonica in mammografia precedenti Via Analisi dei modelli Oriented

Le posizioni tridimensionali di oggetti debolmente scattering possono essere identificati univocamente tramite linea digitale microscopia olografica (DIHM), che comporta una modifica minore ad un microscopio standard. Il nostro software utilizza un semplice euristica di imaging accoppiato con Rayleigh-Sommerfeld back-propagation cedere la posizione tridimensionale e la geometria di un oggetto fase microscopico.

Digital Inline Holographic Microscopy (DIHM) dei soggetti debolmente di scattering

Questo articolo fornisce una guida approfondita per l'assemblaggio e il funzionamento di un microscopio a illuminazione strutturata operante con illuminazione a fluorescenza a riflessione interna totale (TIRF-SIM) per visualizzare processi biologici dinamici con super-risoluzione ottica in più colori.

Una guida per Strutturato illuminazione TIRF Microscopia a alta velocità con colori multipli

Non agitata polimerizzazione precipitazione fornisce un rapido, riproducibile approccio prototipazione alla sintesi di stimoli-sensibili poli (N -isopropylacrylamide) microgel di distribuzione dimensionale ristretta. In questa sintesi protocollo, luce caratterizzazione dispersione e unico rilevamento di fluorescenza delle particelle di questi microgel in una configurazione di microscopia a largo campo sono dimostrati.

Sintesi controllata e fluorescenza di monitoraggio altamente uniforme Poli (<em&gt; N</em&gt; -isopropylacrylamide) microgel

Questo protocollo descrive il profilatore di scansione della luce di scansione (SLSP) che consente la valutazione quantitativa a tutto angolo della diffusione avanzata e indietro della luce dalle lenti intraoculari (IOL) usando i principi di goniopoptometro.

Metodologia basata sulla scansione della luce di scansione (SLPS) per valutare quantitativamente la diffusione della luce avanti e indietro dalle lenti intraoculari

L'obiettivo generale di questa metodologia è quello di dare le condizioni sperimentali ottimali dalla preparazione del campione per acquisizione di immagini e la ricostruzione al fine di eseguire immagini dSTORM 2D doppio colore dei microtubuli e filamenti intermedi in celle...

I filamenti intermedi e microtubuli con microscopia di ricostruzione ottico stocastico diretto 2-dimensionale di imaging

Gli anticorpi che si legano ai recettori bersaglio sulla superficie delle cellule possono conferire conformazione e alterazioni clustering. Questi cambiamenti dinamici hanno implicazioni per caratterizzare lo sviluppo di farmaci nelle cellule bersaglio. Questo protocollo utilizza la microscopia confocale e spettroscopia di correlazione di immagine attraverso ImageJ/FIJI per quantificare l'entità del recettore sulla superficie cellulare di clustering.

Microscopia confocale rivela l'aggregazione di recettore di superficie delle cellule tramite spettroscopia di correlazione di immagine

Qui, presentiamo un protocollo per ottenere un ampio campo visivo (FOV) tridimensionale (3D) fluorescenza e immagine retinica OCT utilizzando una nuova piattaforma di imaging multimodale. Introdurremo l'installazione del sistema, il metodo di allineamento e i protocolli operativi. In vivo imaging sarà dimostrato, e saranno forniti risultati rappresentativi.

Multimodale Imaging retinico volumetrica da Oblique scansione Laser oftalmoscopia (oSLO) e tomografia a coerenza ottica (OCT)

In questo protocollo, delineiamo gli elementi di progettazione concettuale e lo sviluppo strutturale di un apparato di acuità dell'abbagliamento. Inoltre, viene descritto il design di un dispositivo per misurare la disfotopsia positiva (aloni, raggi) e le soglie di luce a due punti.

Misurare gli effetti comportamentali della dispersione intraoculare

Scopri la microscopia a diffusione ottica con filtri di Gabor per quantificare la frammentazione mitocondriale durante l'apoptosi nelle cellule. Questo metodo non invasivo consente di studiare la dinamica subcellulare senza marcatura fluorescente.

Scatter microscopia ottica Sulla base bidimensionale Filtri di Gabor

Esplora altri video