Name: La zona subventricolare En-face: colorazione Wholemount e flusso ependimale (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2010-05-06T16:22:00.000+00:00
Duration: 14 min 33 s
Description: Impara la tecnica wholemount per studiare le pareti del ventricolo laterale nel cervello di mammifero. Questo metodo consente di analizzare la neurogenesi e il flusso ependimale con microsfere fluorescenti.

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Lavoro sostenuto da NIH concedere HD-32116, la Famiglia Sandler Sostenere Foundation, The John Bowes Fondo di cellule staminali, MEXT, MHLW, e HFSP. ZM sostenuto dalla Fondazione Baldoceda Carlos e UCSF Krevans Fellowship. AA-B. detiene il Heather e Melanie Muss presidente Dotata.

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<li>Kohwi, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+subpopulation+of+olfactory+bulb+GABAergic+interneurons+is+derived+from+Emx1-+and+Dlx5%2F6-expressing+progenitors%5BTitle%5D)+AND+%22J+Neurosci%22%5BJournal%5D)">A subpopulation of olfactory bulb GABAergic interneurons is derived from Emx1- and Dlx5/6-expressing progenitors.</a> J Neurosci. 27, 6878-6891 (2007).</li>
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La maggior parte degli studi di neurogenesi in zone ventricolare e subventricolare hanno fatto affidamento su tecniche classiche di sezionamento per esaminare la microanatomia e le relazioni cellulare in queste regioni. Qui si descrive una tecnica alternativa, prima utilizzato per analizzare la rete di catene migratorie dei neuroblasti generati nella SVZ 1, poi utilizzati per studiare la rigenerazione della popolazione progenitore SVZ seguenti anti-mitotico trattamento di 6, e più recentemente utilizzato per studiare il apicale preciso basali e interazioni cellula-cellula di cellule staminali neurali SVZ 2,3,4. È interessante notare che questa tecnica ha rivelato che le cellule staminali neurali, o cellule di tipo B1, dell&#39;adulto SVZ sono parte di un neuroepitelio mescolato con differenziate non si dividono le cellule ependimali. En-faccia con l&#39;imaging wholemounts ha dimostrato che questa architettura ha misto neuroepitelio girandola consistente delle terminazioni apicale delle cellule di tipo B1 circondata da ampie superfici apicale delle cellule ependimali 4. Questo en-faccia analisi ha chiarito la nostra comprensione della stirpe di cellule staminali neurali nel cervello embrionali e adulte come composto di cellule con terminazioni apicali in superficie ventricolo e dei processi basali contattando una nicchia vascolare. Questi risultati sarebbe stato quasi impossibile con le tecniche classiche di sezionamento. Wholemounts anche facilitare l&#39;identificazione delle cellule staminali neurali tramite il loro ventricolo-contattando processo apicale. Come marcatori più specifici per queste cellule staminali si trovano, wholemounts sarà parte integrante di identificare e analizzare il comportamento delle cellule staminali neurali. Wholemounts delle pareti ventricolo laterale forniscono anche la prospettiva ideale per studiare la polarità planare delle cellule ependimali. Cellule ependimali sono cellule multiciliated rivestimento dei ventricoli che la funzione di spingere CSF in modo coordinato. Con la tecnica wholemount, l&#39;epitelio intero ependimali è esposto en-face e può essere colorato e studiato ampiamente dalla sua anteriore confini ventrale e dorsale posteriore al. Inoltre, le analisi di flusso ependimali eseguita su acutamente sezionato, wholemounts vivere robustamente dimostrare il flusso planare polarizzata generata da ciglia ependimali. Un recente lavoro utilizzando approcci wholemount ha scoperto determinanti cellulari di questa polarità planare ependimali 5. È interessante notare che gli studi wholemount hanno anche suggerito che ependimali-ha generato un flusso CSF stabilisce gradienti di chemorepellents che guidano la migrazione dei neuroni giovani nel SVZ 7. Approcci Wholemount che inizialmente individuato la rete di catene migratorie neuronali sono quindi continuando a fornire conoscenze sui meccanismi che regolano la migrazione a catena. Analisi del VZ e SVZ da wholemount di imaging aggiunge un nuovo approccio per entrambi gli studi futuri e un modo per chiarire la nostra comprensione degli studi già esistenti. Per esempio, un recente studio ha suggerito che le cellule staminali neurali nel SVZ adulti erano CD133 + / CD24-cellule a contatto con il ventricolo 8. Sulla base delle loro immunostaining in sezioni, questi autori hanno affermato che queste cellule erano una sottopopolazione di cellule ependimali multiciliated. Tuttavia, nel nostro studio, utilizzando l&#39;approccio wholemount, che dà una visione più completa dell&#39;epitelio intero ependimali, abbiamo scoperto che tutte le cellule ependimali esprimere CD24 ed il solo ventricolo a contatto le cellule che sono state CD133 + / CD24-sono un sottoinsieme del tipo B1 cellule 4. Inoltre, la tecnica wholemount promette di essere utili in studi futuri esaminando l&#39;organizzazione mosaico recentemente descritta delle cellule staminali neurali nel cervello adulto 9. Diversi studi hanno dimostrato che le cellule staminali neurali nel cervello adulto non sono una popolazione omogenea, ma sono specificati regionale e normalmente producono solo specifici sottotipi di interneuroni bulbo olfattivo. Questi studi hanno proposto che diverse sottopopolazioni di cellule staminali neurali possono essere distinti sia per l&#39;espressione di specifici fattori di trascrizione 10,11,12,13,14 e / o dalla loro localizzazione regionale lungo le estensioni dorso-ventrale e antero-posteriore del parete laterale 9,15,16. Come più marcatori molecolari di sottopopolazioni regionale specificato di cellule staminali neurali adulte sono identificate, l&#39;imaging wholemount dovrebbe fornire una visione completa della parcelation di questi domini progenitore diversi lungo la parete ventricolare. La dissezione wholemount e tecniche di immagini presentate qui possono anche essere utilizzati per analizzare le pareti ventricolari nell&#39;embrione. La dissezione della parete laterale embrionale viene eseguita, passo dopo passo, nella stessa maniera. Ci sono solo piccole differenze nel livello di difficoltà, i ventricoli embrionali sono relativamente più grandi rendendo più facile la dissezione, ma il tessuto è più morbido rende più difficile la manipolazione. In particolare, una simile esposizione del ventricolo laterale può essere utilizzato in Embryos a sezionare la parete corticale del ventricolo per studiare neurogenesi corticale. Prove recenti suggeriscono che l&#39;eredità asimmetrica centrosoma mantiene glia radiale sulla superficie ventricolare durante la neurogenesi corticale 17. En-faccia immagini di superfici radiali gliali apicale possa fornire indicazioni su come centrosomi all&#39;interno di queste cellule che si dividono asimmetricamente sono ereditate. Come la maggior parte delle tecniche, specialmente quelle che implicano l&#39;abilità precise, padronanza richiede pratica. Ci sono, tuttavia, alcuni elementi della dissezione che sono fondamentali per ottenere risultati migliori: 1) l&#39;illuminazione regolare l&#39;illuminazione del campione per creare ombre fornisce contrasto prezioso durante la dissezione dei tessuti che altrimenti relativamente omogenea, 2) usando le pinze, come due perni insetti la pinza in questa tecnica non sono mai usati per pizzicare insieme o prendere tessuti, ma sono utilizzati come perni maneggevole che può essere continuamente riadattato per stabilizzare il tessuto durante il taglio, 3) un equilibrio di dolce ritrattazione e il taglio del coltello non deve essere usato solo per tagliare ma anche per fornire retrazione dolce per separare le pareti mediale e laterale, ricordando che la maggior parte di questa dissezione viene effettivamente eseguita attraverso rientro dolce solo con il taglio intermittente.

la zona subventricolare en-face: colorazione wholemount e flusso ependimale

The Subventricular Zone En-face: Wholemount Staining and Ependymal Flow

Le pareti dei ventricoli laterali contengono la più grande regione germinale nel cervello adulto dei mammiferi. La zona subventricolare (SVZ) di queste mura è un modello di sistema ampiamente studiati per capire il comportamento delle cellule staminali neurali e la regolazione della neurogenesi adulta. Tradizionalmente, questi studi si sono basati su tecniche classiche di sezionamento per l&#39;analisi istologica. Qui vi presentiamo un approccio alternativo, la tecnica wholemount, che fornisce un approccio globale, en-faccia vista di questa regione germinale. Rispetto alle sezioni, wholemounts preservare la citoarchitettura cellulare completo e le relazioni all&#39;interno della SVZ. Questo approccio ha recentemente rivelato che le cellule nervose adulte o cellule di tipo B1, fanno parte di un neuroepitelio mescolato con differenziate cellule ependimali rivestimento dei ventricoli laterali. Inoltre, questo approccio è stato utilizzato per studiare la polarizzazione planare delle cellule ependimali e il flusso del fluido cerebrospinale che esse generano nel ventricolo. Con i recenti evidenze che cellule staminali neurali adulte sono una popolazione eterogenea che è regionale specifica, l&#39;approccio wholemount probabilmente sarà uno strumento essenziale per comprendere l&#39;organizzazione e la parcellizzazione di questa nicchia delle cellule staminali.

Le pareti del ventricolo laterale contiene la più grande regione germinale nel cervello adulto dei mammiferi. Tradizionalmente, gli studi sulla neurogenesi in questa regione hanno fatto affidamento su tecniche classiche di sezionamento per l&#39;analisi istologica. Qui vi presentiamo un approccio alternativo, la tecnica wholemount, che fornisce un approccio globale, en-faccia vista di questa regione germinale.

La zona subventricolare En-face: colorazione Wholemount e flusso ependimale

Le pareti dei ventricoli laterali contengono la regione germinale più ampia del cervello dei mammiferi adulti. La zona sottoventricolare (SVZ) in queste pareti è un...

Ciao, sono Zaman. Sono Arturo Alvarez Bia. Oggi siamo nel laboratorio di Arturo, parte del Dipartimento di Neurochirurgia e del Centro Eli Edith Broad per la Medicina Rigenerativa e la Ricerca sulle Cellule Staminali, e vi mostreremo come prepariamo i preparati in toto delle pareti dei ventricoli laterali.Questi preparati interi possono essere utilizzati fissati per la colorazione immunoistochimica oppure come preparati vitali per analizzare il flusso penale. La tecnica del preparato intero che Mann illustrerà oggi è stata sviluppata nel corso degli anni in laboratorio e perfezionata per lo studio dell'intera parete dei ventricoli laterali, inclusi le cellule penali e l'attività germinale sottostante nella zona subventricolare, dove si trovano le cellule staminali neurali. Tale tecnica fu inizialmente sviluppata da Fiona Dutch e successivamente perfezionata da HIE Victor e Casu Moto.Tutti loro non sono più in laboratorio. I seguenti diagrammi illustrano come preparare un preparato in toto della parete laterale del ventricolo laterale. Il cervello viene innanzitutto diviso in due emisferi.Un taglio coronale viene effettuato posteriormente per evidenziare l'ippocampo, la cui sezione trasversale è mostrata qui in viola. La parete mediale, che ricopre l'ippocampo ed è mostrata in viola, viene quindi staccata dalla parete laterale, che ricopre il lobo amigdaloide e viene mostrata in rosa. Le due pareti verranno allargate l'una rispetto all'altra come nell'apertura di un libro, e la parete mediale verrà rimossa lasciando esposta la parete laterale.La prima sezione di questo video illustra la dissezione in toto, ma questo potrebbe non essere il primo passaggio. Cronologicamente, se si prevede di analizzare un flusso penale, si prega di fare riferimento al protocollo scritto per i dettagli. Prima di ogni dissezione, assicurarsi che tutti gli strumenti siano sterili e a portata di mano. Posizionare una piastra di dissezione da sei centimetri contenente mezzo L 15 Leitz a 37 gradi Celsius sotto un microscopio stereoscopico a fluorescenza, quindi collocare un cervello di topo appena dissezionato nella piastra sotto il microscopio stereoscopico.Utilizzare pinzette fini per dissezionare i bulbi olfattivi. Usare un coltello da dissezione per dividere il cervello nei suoi due emisferi. Tagliare in senso coronale all'estremità posteriore di un emisfero.Per esporre l'ippocampo cordale e la sezione trasversale, inserire il coltello da dissezione nel piccolo spazio ventricolare tra la corteccia e l'ippocampo e tagliare per staccare la corteccia nel punto in cui si collega dorsalmente all'ippocampo. Rimuovere una porzione a cuneo di corteccia all'angolo e utilizzare pinzette fini per staccarla lentamente dall'ippocampo. Continuare a staccare la corteccia man mano che si avvolge fino al margine ventrale dell'ippocampo.Utilizzare un coltello a punta per staccare l'ippocampo dalle parti ventrali della corteccia. Usare il coltello e pinzette fini per allontanare l'ippocampo dalla corteccia. Procedere con attenzione in direzione anteriore senza danneggiare le pareti dei ventricoli.Le due pareti dovrebbero aprirsi in direzioni opposte. Come un libro con un coltello, rimuovere le parti della corteccia che sporgono oltre la parete laterale. Per visualizzare meglio questa superficie man mano che la resistenza alla retrazione aumenta, sarà necessario effettuare due tagli aggiuntivi.Un taglio dorsale in corrispondenza del punto in cui si incontrano la parete mediale e quella laterale, e un taglio simile in posizione ventrale. Utilizzare piccoli movimenti del bisturi per eseguire questi tagli. Questi tagli aggiuntivi permettono una maggiore retrazione della parete mediale, rivelando così l'antere della ventricolo.Regolare l'illuminazione in modo che le ombre evidenzino il giunto tra le pareti mediale e laterale, come un solco tra le due pareti. Utilizzare il coltello per tagliare esattamente lungo il solco, rimuovendo il talamo e qualsiasi corteccia sovrastante.Il montaggio forato deve essere utilizzato immediatamente per un'analisi del flusso di penalizzazione. Se si esegue la dissezione dei montaggi forati per la colorazione immunoistochimica, è possibile dissezionare più montaggi in una sola seduta, a condizione che vengano immersi nel fissativo non appena completati. La sezione successiva del video illustrerà come eseguire saggi sul flusso di fluido generato dalle ciglia delle cellule ependimali.Utilizzo di microsfere fluorescenti. Il foro della parete laterale appena dissezionato viene inizialmente fissato alla piastra di dissezione con due spilli per insetti. La punta di una micropipetta di vetro riempita con microsfere fluorescenti viene quindi abbassata sulla superficie del preparato intero, e le microsfere fluorescenti vengono delicatamente depositate sulla superficie durante l'acquisizione di immagini in time-lapse.Il video registra il movimento delle perle per il saggio di flusso appendicolare. Una pipetta microscopica di vetro deve essere preparata prima della dissezione in preparato intero, come descritto nella parte scritta di questo protocollo. La pipetta finita deve presentare un restringimento liscio e graduale e una smussatura di 45 gradi con un diametro interno di circa 100 micrometri.Riempire per capillarità la pipetta con olio minerale fino a circa metà. Inserire un pistone ricoperto di grasso da vuoto nella parte posteriore della pipetta. Quindi spingerlo in avanti per far avanzare il menisco dell'olio fino alla punta della pipetta.Fissare la pipetta con il pistone a un micromanipolatore montato su un braccio regolabile. Caricare anteriormente la pipetta con una soluzione contenente il 50% di microsfere fluorescenti, il 5% di glicerolo e il 45% di acqua. Dissezionare frescamente un preparato con foro come mostrato in precedenza e trasferirlo, con il lato del ventricolo rivolto verso l'alto, in una capsula di Petri pulita riempita con acqua a 37 gradi Celsius.Con mezzo Leitz, fissare il supporto forato alla piastra per dissezione utilizzando due puntine da insetto nel talamo e nella corteccia dorsale anteriore. Posizionare la base del braccio fisso che sostiene il micromanipolatore vicino al microscopio stereoscopico, mantenendo il braccio sollevato per evitare di rompere l'ago della micropipetta. Immergere la punta della micropipetta in un tubo contenente del mezzo per rimuovere le microperle presenti sulla superficie esterna della punta.Avendo cura di non rompere la punta. Posizionare la punta delle pipette sulla superficie dorsale della parete laterale e abbassare il braccio per portare la punta della pipetta appena sopra la superficie del tessuto. Concentrarsi su un campo visivo che comprenda la metà anteriore del preparato, e iniziare a registrare le immagini desiderate.Utilizzare lo stantuffo per espellere circa cinque litri di microperline sulla superficie del supporto forato. Una volta che il flusso di rifiuto ha rimosso la prima somministrazione di perline dalla superficie, utilizzare lo stantuffo per espellere ulteriori quantitativi di cinque nanolitri di microperline. Il flusso, la direzione e la velocità possono essere analizzati mediante il video registrato.L'ultima sezione di questo video illustra come gli innesti circolari vengano immunoistocolorati e montati su vetrini per l'analisi confocale. Gli innesti circolari appena dissecati vengono inizialmente trasferiti in una piastra a 24 pozzetti e fissati per immersione in paraformaldeide. Segue una serie di incubazioni con anticorpi primari e successivamente con anticorpi secondari coniugati a fluorocromi, intervallate da lavaggi.Dopo la colorazione, i preparati interi vengono sottoposti a dissezione per separare unicamente lo strato sottile della parete laterale contenente la zona subventricolare dal resto del preparato che comprende lo strato st e la corteccia sottostanti. Questo sottile frammento piatto di tessuto viene quindi trasferito su un vetrino e coperto con un coverslip per fissare i preparati destinati all'immunocolorazione. Una piastra a 24 pozzetti contenente paraformaldeide al 4% e Triton X-100 allo 0,1% su ghiaccio.In una cappa chimica, immergere delicatamente un preparato con il ventricolo rivolto verso l'alto in una pozzetta della piastra. Fissare il campione tutta la notte a quattro gradi Celsius, aspirare il fissativo ed utilizzare una pipetta di trasferimento per lavare con attenzione il preparato in una XPBS con 0,1% di Triton X-100 per 3 volte, per cinque minuti ciascuna. In tutti i passaggi di manipolazione dei liquidi, pipettare delicatamente lungo il bordo della pozzetta per evitare di rovesciare il preparato e danneggiare il tessuto.Aggiungere una soluzione di blocco contenente Triton X e siero di capra normale al 10% in 1x PBS, utilizzando fino al 2% di Triton X a seconda della profondità di penetrazione dell'anticorpo richiesta. Incubare il preparato intero nella soluzione di blocco per un'ora. A temperatura ambiente, rimuovere la soluzione di blocco.Aggiungere gli anticorpi primari diluiti nella soluzione di blocco e incubare a quattro gradi Celsius per 24 o 48 ore, a seconda dell'antigene bersaglio. Lavare con due risciacqui rapidi di 1x PBS con Triton X, seguiti da tre lavaggi di 20 minuti ciascuno a temperatura ambiente. Aggiungere gli anticorpi secondari diluiti nella soluzione di blocco e incubare a quattro gradi Celsius per lo stesso periodo di tempo previsto per l'anticorpo primario, quindi lavare nello stesso modo utilizzato per gli anticorpi primari. La serie successiva di passaggi illustra come dissezionare soltanto la parete laterale dal resto del preparato in toto, ottenendo un singolo campione piatto, che potrà poi essere montato per l'analisi con imaging ad alta risoluzione.Riportare il preparato con il foro per l'immunomarcatura, con la superficie ventricolare rivolta verso l'alto, in una piastra per dissezione pulita contenente un volume di XPBS sotto il microscopio stereoscopico, spostandosi da posteriori ad anteriori. Utilizzare un coltello da dissezione per rimuovere la corteccia dorsale e il corpo calloso bianco sottostante, al fine di visualizzare l'interfaccia tra la zona subventricolare e lo striato. Successivamente, effettuare un lungo taglio orizzontale lungo l'aspetto ventrale dell'intero preparato.Utilizzare pinzette fini per orientare il tessuto su questo nuovo margine piano in modo che la superficie dorsale sia rivolta verso l'alto. La zona subventricolare è una sottile banda di tessuto omogeneamente rosa, mentre lo striato è infiltrato da cordoni di sostanza bianca. Utilizzare le pinzette come due perni nello stri AUM per ancorare il tessuto senza danneggiare la parete ventricolare.Iniziare anteriormente. Utilizzare il coltello da dissezione per iniziare con attenzione a tagliare tra il corpo striato e la zona subventricolare. È importante mantenere i tagli paralleli alla superficie ventricolare e conservare lo spessore del tessuto dissezionato.Man mano che la zona subventricolare si assottiglia in direzione posteriore, rimuovere con attenzione tutti i tessuti circostanti dai preparati a membrana che non fanno parte della parete ventricolare. Il preparato a membrana deve avere uno spessore uniforme compreso tra 200 e 300 micrometri.Usare una pinzetta per sollevare la sottile striscia di tessuto dal basso e trasferirla su un vetrino da microscopio. Applicare un mezzo di montaggio, quindi un coprioggetto. Evitare di introdurre bolle d'aria.Conservare i vetrini in posizione orizzontale in un portavetrini a quattro gradi Celsius per uno o due giorni, in modo da permettere alle lamelle di assestarsi prima dell'acquisizione delle immagini dei campioni. Di seguito sono riportati alcuni risultati rappresentativi di immunomarcature su preparati interi e saggi di appendice in flusso. La prima immagine è una vista a basso ingrandimento di una marcatura su preparato intero per la doppia cottina, un marcatore dei neuroblasti che evidenzia la rete di catene di giovani neuroni in migrazione nella zona subventricolare adulta.Di seguito è riportata un'altra vista a basso ingrandimento di un preparato con montaggio su foro, colorato per KI67 in verde e per i vasi sanguigni in rosso, che illustra a ingrandimento maggiore l'interazione ravvicinata, recentemente descritta, tra cellule in divisione e il sistema vascolare nella zona subventricolare. L'immagine successiva mostra un'immagine confocale della superficie ventricolare, con la superficie apicale delle cellule che rivestono il ventricolo delineata dalla colorazione in verde per la beta-catenina e i corpi basali di queste cellule marcati in rosso per la gamma-tubulina. L'ultima immagine ad alto ingrandimento è una proiezione massima di uno stack confocale ottenuto da un preparato intero colorato per GFAP, che mostra la lunga fibra basale positiva per GFAP delle cellule di tipo B1 della SVZ, utilizzata per analizzare flusso, direzione e velocità del liquido cerebrospinale sulla superficie ventricolare.Frame consecutivi provenienti da filmati del flusso degli apicoplasti possono essere uniti in un'unica immagine composita. Queste immagini composite mostrano la posizione di singole perle in diversi momenti temporali mentre attraversano l'apicoplasto o la superficie. Ecco un esempio dell'aspetto dei risultati quando completi.È stato appena illustrato come preparare preparati in toto dalla zona subventricolare della parete laterale del ventricolo laterale. Questo metodo fornisce una visione d'insieme dell'intera parete ed ha permesso numerose scoperte nel corso degli anni, tra cui l'osservazione che questa zona ventricolare è organizzata come una rete di percorsi per la migrazione a catena. Ha inoltre consentito di studiare come il flusso del liquido cerebrospinale scorra su questa parete, suggerendo indirettamente anche i meccanismi con cui queste cellule guidano la propria migrazione attraverso questa vastissima rete di percorsi.Più recentemente, questa tecnica ci ha permesso di scoprire che la zona ventricolare subordinata è organizzata a forma di mulinelli, con le cellule staminali al centro di questi mulinelli, rivelando la fine ottica delle cellule staminali all'interno di questa struttura. Poiché il preparato intero consente una visione d'insieme di questa zona ventricolare, fornisce una prospettiva che le sezioni non possono offrire, e per questo motivo lo rendiamo disponibile a tutti, in quanto dovrebbe risultare utile per molti altri studi. Esistono alcuni punti chiave da ricordare durante la preparazione dei preparati interi che miglioreranno le vostre dissezioni.Il primo consiste nell'usare un'illuminazione adeguata, regolando la luce in modo da proiettare ombre sul supporto del foro. Questo fornirà contrasto e indicherà dove effettuare i tagli. Il secondo consiste nell'utilizzare la pinzetta come due perni mobili.Non si desidera utilizzare la pinzetta per comprimere o sollevare il tessuto. Piuttosto, usatela come due perni mobili che fissino il tessuto mentre si effettua il taglio. Il terzo metodo consiste nell'utilizzare una combinazione di retrazione generale e taglio.Come si può notare nelle dissezioni, viene effettuato effettivamente molto poco taglio del tessuto. La maggior parte della dissezione avviene mediante una semplice retrazione durante il secondo passaggio della dissezione, quando si rimuove la parete laterale dal resto del preparato intero.La cosa più importante è orientare i tagli in un piano parallelo al piano della superficie ventricolare. Questo garantisce uno spessore uniforme da anteriore a posteriore lungo la parete laterale. Inoltre, assicura che, durante l'acquisizione confocale ad alta risoluzione, tutte le immagini risultino a fuoco in un singolo piano. Speriamo che questo video sia utile per i vostri studi. In bocca al lupo per i vostri esperimenti.

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Immunoistochimica Wholemount per rivelare Topografia Cervello Complex

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Preparazione di acuta fette zona subventricolare for Imaging di calcio

Utilizzando scansioni MRI (umane), software di imaging 3D e analisi immunoistologica, documentiamo i cambiamenti nei ventricoli laterali del cervello. La mappatura 3D longitudinale delle variazioni di volume del ventricolo laterale e la caratterizzazione dei cambiamenti cellulari periventricolari che si verificano nel cervello umano a causa dell'invecchiamento o della malattia vengono quindi modellati nei topi.

Modellazione 3D del laterale ventricoli e istologica Caratterizzazione del Tissue periventricolare di esseri umani e il mouse

Qui descriviamo una procedura basata sull'uso di particelle lentivirali per la modificazione genetica a lungo termine delle cellule staminali neurali e/o delle loro cellule ependimali adiacenti nella nicchia neurogenica ventricolare-subventricolare adulta che consente l'analisi separata degli effetti autonomi e non autonomi delle cellule staminali neurali.

Stabile ed efficiente Modificazione genetica di cellule nel topo adulto V-SVZ per l&#39;analisi di cellule staminali neurali autonoma ed effetti non autonomi

Qui presentiamo un protocollo basato su microscopia per imaging ad alta risoluzione e una ricostruzione tridimensionale del mouse unità neurovascolare e barriera emato - encefalica utilizzando sezioni digalleggiante del cervello. Questo metodo consente la visualizzazione, analisi e quantificazione degli organelli intracellulari a BBB.

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