Name: Luso di diacetato Carboxyfluorescein succinimidile Ester (CFSE) per monitorare la proliferazione dei linfociti (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2010-10-12T17:00:00.000+00:00
Duration: 4 min 10 s
Description: Impara a marcare i linfociti con il colorante fluorescente CFSE per monitorare la proliferazione cellulare mediante citometria a flusso. Questo metodo consente di tracciare la divisione dei linfociti durante le risposte immunitarie in vivo e in vitro.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

playerTrialDesktop

Il lavoro riportato in questo articolo è stato supportato da una National Health and Medical Research Council (NHMRC) dell&#39;Australia Grant Program (CRP) e di un progetto NHMRC Grant (CRP e BJCQ). Anche BJCQ è un NHMRC Peter Doherty Postdoctoral Fellow.

1) installazione reagente 1.1) CFSE soluzione madre Il colorante CFSE viene acquistato come carboxyfluorescein succinimidile estere diacetato (CFDA, SE) (MW 557,47 g / mole), tipicamente in 25 fiale mg. Sciogliere il 25 mg a 8,96 ml di DMSO per una soluzione madre finale di 5 mM (negozio di 50-100 microlitri aliquote a -20 ° C per diversi mesi). CFDA, SE reagirà con soluzione acquosa ed è quindi fondamentale che tale esposizione essere evitati durante la conservazione. 1,2) Linfociti Isolare i linfociti da milza e nei linfonodi o da topi e risospendere in 1 ml di terreno di coltura (es. RPMI) con 5% di siero (HI) di siero fetale bovino (FCS), con una concentrazione di cellule tra 0,5 x 06-10 ottobre x 10 7 / mL. 2) CFSE Etichettatura 2.1) metodo di routine: <ol class="lalpha"><li> Accuratamente risospendere le cellule nel volume 1 ml di medie e posto con cura sul fondo di una nuova (non bagnate) tubo da 10 ml. </li><li> Posare il tubo orizzontale (con una non a contatto col tubo impedirà l'1 ml di cellule sospensione dal movimento e prematuramente miscelazione con l', CFDA SE soluzioni). </li><li> Aggiungere con cautela 110 ml di PBS a non a contatto col porzione di plastica nella parte superiore del tubo di garantire non fa contatto con la soluzione della cella. </li><li> Risospendere 1,1 l di stock 5 mm di CFDA, SE nei 110 microlitri di PBS. </li><li> Rapidamente tappo e capovolgere il tubo e agitare bene per ottenere uniforme rapida miscelazione delle soluzioni. Si noti che il colorante CFSE è ad una concentrazione finale di 5 mM, tuttavia, la concentrazione ottimale può essere determinato per ciascun lotto preparato, e poi controllato ogni 6 mesi per assicurarsi che sia efficace. </li><li> Incubare le cellule per 5 minuti a temperatura ambiente. Si noti che al momento della conversione del CFDA, SE CFSE (vedi la discussione) il colorante diventa fluorescente e quindi incline a sbiancamento da eccessiva esposizione alla luce. Quindi, è consigliabile proteggere il tubo dalla luce da questo punto in poi, ad esempio coprendolo con un foglio di alluminio. </li><li> Lavare le cellule diluendo in 10 volumi di 20 ° C PBS contenente il 5% HI FCS, sedimenta per centrifugazione a 300 xg per 5 min a 20 ° C e scartare il surnatante. Ripetere il lavaggio altre due volte. </li></ol> 2.2) metodo alternativo, che è anche adatto per numero di cellule superiore (10 - 30 x 10 7): <ol class="lalpha"><li> Preparare un 2 x (10 mM) CFDA, soluzione SE aggiungendo 2 ml di stock 5 mm a 1 ml di PBS e aggiungere rapidamente questo a 1 ml di cellule completamente risospeso, poi rapidamente tappo e capovolgere il tubo e agitare bene per ottenere uniforme rapida miscelazione. </li><li> Incubare le cellule per 5 minuti a temperatura ambiente e lavare come nei passi 2.1 (f) e 2.1 (g). </li></ol> 2.3) Le celle possono poi essere applicato a un protocollo di interesse per l'induzione della divisione cellulare. Cellule marcate possono essere utilizzati in vitro e in vivo. 2.4) Al termine del test di proliferazione, le cellule vengono raccolte e analizzate mediante citometria di flusso (vedi sotto per esempi rappresentativi). 3) Rappresentante Risultati Per valutare la proliferazione dei linfociti per diluizione CFSE, è utile conoscere la fluorescenza delle cellule indivisa (ovvero un massimo di fluorescenza) e non etichettati cellule (minimo cioè fluorescenza). Pertanto, il disegno sperimentale dovrebbe prendere in considerazione questi controlli. Qui di seguito sono esempi di in vitro e in vivo, utilizzando CFSE per misurare la divisione delle cellule CD8 + T mediante citometria di flusso. 3.1) In stimolazione in vitro La figura 1 mostra i profili di CFSE CFSE marcato ovalbumina (OVA)-specifici recettori delle cellule T CD8 + transgenici OT-I T cellule dopo coltura 3 giorni con cellule dendritiche pulsate con varie quantità di OVA. Cellule T CD8 + purificate dai nodi linfatici della milza e OT-I topi sono stati etichettati con CFSE e 1 x 10 5 cellule in coltura con 3,3 x 10 4 CC. DC dove pulsata con OVA per 1 ora a 37 ° C e lavati due volte prima di cultura. Dopo 3 giorni, in cui le cellule raccolte ed etichettato con anti-CD8-APC anticorpi e Hoechst 33258 e quindi analizzati mediante citometria di flusso (50.000 eventi raccolti). Live (Hoechst 33258 -) CD8 + sono mostrati. Come controlli, le cellule CD8 + T in coltura da solo, mostra l'intensità CFSE di non-diviso le cellule, mentre le cellule non etichettati mostra l'auto-fluorescenza delle cellule e dei limiti di divisioni cellulari rilevabili. Si noti che 4 picchi CFSE può essere visto in ognuno dei pannelli in questo esempio, indicando che le cellule hanno subito fino a 3 divisioni. 3.2) In stimolazione vivo La Figura 2 mostra i profili di CFSE CFSE marcato OVA specifici recettori delle cellule T CD8 + transgenici OT-I cellule T dopo 3 giorni in vivo in la presenza di 20 mcg OVA. Cellule T CD8 + purificate dai nodi milza e dei linfonodi CD45.1 congenic OT-I topi sono stati etichettati con CFSE e 5 x 10 6 cellule iniettate iv nella vena della coda laterale C56BL/6J (CD45.2 +) topi. Dopo 2 ore i topi sono stati iniettati iv con 20 mg di OVA. Dopo 3 giorni, milza di topi sono stati raccolti, trasformati in una sospensione di cellule singole, etichettate con anti-B220-PerCP, anti-CD8-APC-Cy7 e anti-CD45.1-PE-Cy7 anticorpi e Hoechst 33258 e poi analizzati mediante citometria di flusso (1.000.000 eventi raccolti). Live (Hoechst 33258 -) B220-cellule vengono mostrati nel pannello a sinistra e gated CD8 + + CD45.1 cellule mostrato nel pannello di destra. Come controlli, non stimolate CFSE marcati cellule T CD8 +, mostra l'intensità CFSE di non-diviso le cellule, mentre i non-etichetta cellule mostra l'auto-fluorescenza delle cellule e dei limiti di divisioni cellulari rilevabili. Si noti che l'uso della differenza CD45 allotypic è di vitale importanza per risolvere la trasferiti cellule T CD8 + da host, in quanto sono un sottoinsieme minore del totale cellule T CD8 + (pannello di sinistra). Si noti che la maggior parte delle cellule cadono entro 7 picchi CFSE in questo esempio (pannello di destra), indicando che le cellule hanno subito fino a 6 divisioni. <img src="/files/ftp_upload/2259/2259fig1.jpg" alt="Figura 1" data-altupdatedat="1787634011000" data-alt="Figura 1"> Figura 1. Capacità di CFSE marcato ovalbumina (OVA)-specifica delle cellule T del recettore transgenico CD8 + OT-I linfociti T di rispondere in vitro di DC pulsate con diverse concentrazioni di OVA, i dati riportati sono dopo 3 cultura giorni. Nota non diviso popolazione di CD8 + T cellule in assenza di antigene (luce istogramma grigio) e auto-fluorescenza della popolazione non etichettati (istogramma grigio scuro). La figura mostra cellule T CD8 + che hanno diviso 1-3 volte sulla base di cime di diluizione CFSE, con più cellule T che divide alle concentrazioni dell'antigene superiori. <img src="/files/ftp_upload/2259/2259fig2.jpg" alt="Figura 2" data-altupdatedat="1787634011000" data-alt="Figura 2"> Figura 2. Capacità di CFSE marcato ovalbumina (OVA)-specifica delle cellule T del recettore transgenico CD8 + OT-I linfociti T, quando adoptively trasferite in topi C57BL / 6 per rispondere alle OVA, dati indicata 3 giorni dopo il trasferimento adottivo pannello sinistro. CD8 +, CD45. 1 le cellule + OT-1 T nei topi destinatario. Pannello di destra: la proliferazione profilo CFSE. Nota non diviso popolazione di cellule T CD8 + nei topi destinatario non riceve l'antigene (luce istogramma grigio) e auto-fluorescenza di non etichettati linfociti (istogramma grigio scuro). La figura mostra cellule CD8 + T che hanno diviso 1-6 volte sulla base di cime di diluizione CFSE. <img src="/files/ftp_upload/2259/2259fig3.jpg" alt="Figura 3" data-altupdatedat="1787634011000" data-alt="Figura 3"> Figura 3. Una rappresentazione dei vari eventi molecolari che si verificano durante l'etichettatura di cellule con diacetato carboxyfluorescein succinimidile estere (CFDA, SE). Per i dettagli del processo si veda il testo di discussione. Nota: 'CFSE' La sigla generica e non CFDA, SE, è usato per descrivere il reagente etichettatura e la procedura di etichettatura in generale. Figura basata su Parrocchia 4.

<ol><li>Lyons, A. B., Parish, C. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Determination+of+lymphocyte+division+by+flow+cytometry%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Immunol.+Methods%22%5BJournal%5D)">Determination of lymphocyte division by flow cytometry.</a> J. Immunol. Methods. 171, 131-137 (1994).</li>
<li>Parish, C. R., Glidden, M. H., Quah, B. J., Warren, H. S. Use of the intracellular fluorescent dye CFSE to monitor lymphocyte migration and proliferation. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aParish%2C+CR+%22Current+protocols+in+immunology%22">Current protocols in immunology</a>. Coligan, J. E. , (2009).</li>
<li>Quah, B. J., Warren, H. S., Parish, C. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Monitoring+lymphocyte+proliferation+in+vitro+and+in+vivo+with+the+intracellular+fluorescent+dye+carboxyfluorescein+diacetate+succinimidyl+ester%5BTitle%5D)+AND+%22Nature+Protocols%22%5BJournal%5D)">Monitoring lymphocyte proliferation in vitro and in vivo with the intracellular fluorescent dye carboxyfluorescein diacetate succinimidyl ester.</a> Nature Protocols. 2, 2049-2056 (2007).</li>
<li>Parish, C. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Fluorescent+dyes+for+lymphocyte+migration+and+proliferation+studies%5BTitle%5D)+AND+%22Immunol+Cell+Biol%22%5BJournal%5D)">Fluorescent dyes for lymphocyte migration and proliferation studies.</a> Immunol Cell Biol. 77, 499-508 (1999).</li>
</ol>

Nessun conflitto di interessi dichiarati.

Al fine di apprezzare come funziona e perché CFSE etichettatura uniforme, rapido è richiesto per il suo utilizzo in analisi proliferazione, è utile per capire le basi molecolari di etichettatura CFSE cellulare. Questo può essere suddiviso in due fasi, 1) di cella e 2) l&#39;etichettatura delle proteine ​​(Figura 3). 1) iscrizione Cell: Entrata del colorante per la cellula è mediato dalla forma diacetilati del colorante, carboxyfluorescein succinimidile estere diacetato (CFDA, SE). Il acetati fare la tintura permeanti membrana altamente permettendo il suo flusso rapido attraverso la membrana plasmatica. Esterasi, presente all&#39;interno della cellula, fendere l&#39;acetati da CFDA, SE e quindi dar luogo alla forma CFSE del colorante che è molto meno permeanti membrana, concentrando così il colorante all&#39;interno della cellula. 2) l&#39;etichettatura delle proteine: Mentre entrambi CFDA, SE e CFSE sono amino-reattiva catene laterali succinimidile, solo il CFSE è fluorescente. L&#39;alta concentrazione intracellulare di CFSE facilita l&#39;etichettatura rapida e alto livello intracellulare di proteine. Etichettatura CFSE di cellule deve essere eseguita velocemente in modo da ottenere una popolazione omogenea di cellule etichettate, che è fondamentale per risolvere le cellule che hanno subito le divisioni diverse, come mostrato nei risultati di rappresentanza (Figura 1 e 2).

<table><tbody><tr><td>CFDA,SE</td><td>Molecular Probes, Life Technologies</td><td></td><td></td></tr><tr><td>DMSO</td><td>Cambridge Isotope Laboratories</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Linfociti</td><td>ad esempio di topo o umani</td><td></td><td></td></tr><tr><td>RPMI</td><td>GIBCO, by Life Technologies</td><td></td><td></td></tr><tr><td>FCS</td><td>SAFC Global</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Tubi conici da 10-15 ml</td><td>Falcon BD</td><td></td><td></td></tr><tr><td>PBS</td><td>GIBCO, by Life Technologies</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Foglio di alluminio</td><td>Capral Aluminium</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Vortex</td><td>Scientific Industries Inc.</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Centrifuga</td><td>Eppendorf</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Citometro a flusso</td><td>BD Biosciences</td><td></td><td></td></tr></tbody></table>

l&#39;uso di diacetato carboxyfluorescein succinimidile ester (cfse) per monitorare la proliferazione dei linfociti

The Use of Carboxyfluorescein Diacetate Succinimidyl Ester (CFSE) to Monitor Lymphocyte Proliferation

Carboxyfluorescein succinimidile estere (CFSE) è un mezzo efficace e popolare per il monitoraggio dei linfociti divisione 1-3. CFSE etichette covalentemente molecole intracellulari di lunga durata con il colorante fluorescente, carboxyfluorescein. Così, quando una cellula si divide CFSE marcato, la sua progenie sono dotati di metà il numero di carboxyfluorescein-tagged molecole e quindi ogni divisione cellulare può essere valutata misurando la corrispondente diminuzione della fluorescenza cellulare tramite citometria a flusso. La capacità di CFSE di etichettare popolazioni di linfociti con fluorescenza ad alta intensità di variazione eccezionalmente basso, insieme alla sua bassa tossicità delle cellule, ne fanno un colorante ideale per misurare la divisione cellulare. Dal momento che si tratta di un colorante a base di fluorescina è anche compatibile con una vasta gamma di fluorocromi altri che lo rende applicabile a più colori citometria a flusso. In questo articolo vengono descritte le procedure normalmente utilizzate per l&#39;etichettatura dei linfociti del mouse al fine di monitorare fino a 8 divisioni cellulari. Queste cellule marcate possono essere utilizzati sia in vitro e in vivo.

CFSE etichette covalentemente molecole intracellulari di lunga durata con il colorante fluorescente, carboxyfluorescein. Come tale, quando una cellula si divide CFSE marcato, la sua progenie sono la metà della quantità di fluorescenza, che può così essere utilizzato per valutare la divisione cellulare. In questo articolo vengono descritte le procedure normalmente utilizzate per l&#39;etichettatura dei linfociti mouse con CFSE.

L&#39;uso di diacetato Carboxyfluorescein succinimidile Ester (CFSE) per monitorare la proliferazione dei linfociti

L'estere succinimidilico della carbossifluoresceina (CFSE) è un mezzo efficace e diffuso per monitorare la divisione dei linfociti1-3. Il CFSE marca covalentemente le cellule a lunga vita...

L'obiettivo generale di questo esperimento è etichettare i linfociti con il colorante fluorescente intracellulare CFSE, in modo da poter monitorare la divisione cellulare dei linfociti mediante citometria a flusso. Questo risultato si ottiene mescolando i linfociti con CFDA se, la forma diacetilata del CFSE. I due gruppi acetilici permettono al colorante di entrare rapidamente all'interno delle cellule linfocitarie.Le esterasi rimuovono i gruppi acetile da C-F-D-A-S-E, formando la forma CFSE del colorante. Senza i gruppi acetile, CFSE diventa fluorescente ed è anche meno permeabile alla membrana, concentrandosi così all'interno delle cellule. La catena laterale reattiva verso i gruppi amminici del CFSE si lega quindi covalentemente alle proteine intracellulari, rendendo le cellule quasi permanentemente fluorescenti.CFSE può essere utilizzato per monitorare la divisione dei linfociti in base alla riduzione sequenziale dell'intensità di fluorescenza delle cellule figlie. Il principale vantaggio di questa tecnica rispetto ai metodi esistenti, come l'incorporazione di timidina triziata, è che è possibile monitorare singole cellule per quanto riguarda la divisione cellulare. A dimostrare la procedura sarà Ben Qua, un ricercatore del mio laboratorio, al fine di etichettare le cellule.Iniziare con linfociti appena isolati da milza o linfonodi di topi e aggiungere una concentrazione compresa tra mezzo e 10 milioni di cellule per millilitro di mezzo di coltura, integrato con siero di vitello fetale inattivato al 5%. Sospendere accuratamente le cellule e trasferire con attenzione un millilitro sul fondo di un nuovo tubo conico da 10 millilitri. Posizionare il tubo orizzontalmente con cautela.Aggiungere 110 microlitri di PBS nella parte superiore del tubo, nella zona non bagnata della plastica, assicurandosi che non entri in contatto con la soluzione cellulare. Aggiungere una soluzione fresca di colorante costituita da 1,1 microlitro della soluzione madre di C-F-D-A-S-E a cinque millimolari ai 110 microlitri di PBS. Chiudere rapidamente il tubo, capovolgerlo e vortexare accuratamente per ottenere una rapida miscelazione uniforme delle soluzioni, poiché il colorante diventa fluorescente e quindi soggetto a sbiancamento.Proteggere il tubo dalla luce coprendolo con della carta d'alluminio. Incubare le cellule per cinque minuti a temperatura ambiente, lavare le cellule diluendo in 10 volumi di PBS a 20 gradi Celsius contenente 5% H-I-F-C-S, centrifugando a 300 G per cinque minuti a 20 gradi Celsius e rimuovendo il soprannatante. Ripetere il lavaggio altre due volte.Le cellule possono quindi essere sottoposte a un protocollo di interesse per l'induzione della divisione cellulare. Le cellule marcate possono essere utilizzate sia in saggi in vitro che in vivo. Al termine del saggio di proliferazione, le cellule vengono raccolte e analizzate mediante citometria a flusso.In questo esempio, l'etichettatura con CFSE viene utilizzata in vitro per misurare come le cellule T provenienti da topi transgenici geneticamente modificati rispondono a cellule dendritiche trattate con diverse concentrazioni di antigene. I picchi di diluizione del CFSE non ombreggiati rappresentano cellule T transgeniche CD otto positive che si sono divise da una a tre volte. Si può osservare che un numero maggiore di cellule T si divide alle concentrazioni più elevate dell'antigene.Il metodo di marcatura con CFSE è adatto anche a saggi in vivo, come esperimenti di trasferimento adottivo. Qui il fax viene utilizzato per identificare la popolazione di cellule T di interesse nei topi riceventi. Un successivo profilo di proliferazione con CFSE mostra le cellule T positive per CD8 che si sono divise da una a sei volte, in base ai picchi di diluizione del CFSE dopo il suo sviluppo.Questa procedura ha aperto la strada ai ricercatori e all'immunologia per esplorare la proliferazione dei linfociti durante una risposta immunitaria.

the-use-carboxyfluorescein-diacetate-succinimidyl-ester-cfse-to

Research

Ricerca

JoVE Journal

Immunology and Infection

Immunologia e Infezioni

Molte infezioni provocano una forte risposta CTL, ma a volte, la quantità di cellule rispondono non è correlata al controllo del...

Antigene specifico In Vivo Analisi Uccidere utilizzando cellule bersaglio CFSE etichetta

Questo protocollo video dimostra l'applicazione del colorante fluorescente carbossifluoresceina succinimmidil estere (CFSE) per l'identificazione e la separazione di differenti sottopopolazioni di cellule di glioblastoma umano basati sulla frequenza di divisione cellulare.

Identificazione e isolamento di Slow-divisione delle cellule nel glioblastoma umano per mezzo di Carboxy fluoresceina succinimidile Ester (CFSE)

Il video mostra un test basato sulla citometria a flusso per analizzare l'immunodominanza nei linfociti T citotossici o le risposte CTL. Le cellule bersaglio fluorescenti iniettate mostrano una fluorescenza variabile corrispondente agli epitopi immunogenici. La raccolta e lo smistamento post-milza rivelano una riduzione delle cellule fluorescenti ad alta intensità, confermando l'immunodominanza nelle risposte CTL.

Un test per valutare l'immunodominanza nelle risposte citotossiche dei linfociti T

Questo video mostra un test in vitro per esplorare l'influenza immunomodulatoria delle cellule staminali mesenchimali (MSC) sulla proliferazione delle cellule T effettrici. Il test include la co-coltura di MSC con PBMC per indurre la popolazione di monociti ad acquisire un fenotipo immunomodulatore, portando alla secrezione di interleuchina-10 (IL-10). Dopo l'incubazione con cellule T CD4+ attivate, i monociti indotti sopprimono efficacemente la proliferazione delle cellule T.

Un test in vitro per valutare l'impatto immunomodulatorio dei monociti sulla proliferazione leucocitaria

La capacità di monitorare le risposte delle cellule T in dettaglio in vivo è importante per lo sviluppo della nostra comprensione della risposta immunitaria. Qui si descrive l'uso di array di destinazione fluorescenti (ALS) in un test in vivo di cellule T in che valuta&gt; 250 parametri contemporaneamente mediante citometria a flusso.

L&#39;uso di fluorescenti target matrici per la valutazione delle cellule T risposte<em&gt; In vivo</em

I macrofagi sono cellule plastiche del sistema ematopoietico che hanno un ruolo fondamentale nell'immunità protettiva e nell'omeostasi. In questa relazione, descriviamo tecniche ottimizzate in vitro per caratterizzare fenotipicamente e funzionalmente macrofagi regolatori infiltranti che si accumulano nell'organo trapiantato in condizioni tolerogene.

Caratterizzazione funzionale dei macrofagi regolatori che inibiscono l&#39;immunità reattiva dell&#39;inferta

I linfociti sono i principali attori nelle risposte immunitarie adattative. Qui, presentiamo un protocollo di purificazione dei linfociti per determinare le funzioni fisiologiche delle molecole desiderate nell'attivazione dei linfociti in vitro e in vivo. Le procedure sperimentali descritte sono adatte per confrontare le capacità funzionali tra linfociti di controllo e linfociti geneticamente modificati.

L&#39;isolamento e l&#39;attivazione di linfociti murini

L'imaging di cellule vascolari delle cellule ematiche in circolo oculare può fornire informazioni sull'infiammazione e l'ischemia nella retinopatia diabetica e nella degenerazione maculare legata all'età. Viene descritto un protocollo per etichettare le cellule del sangue e l'immagine delle cellule etichettate nella circolazione retinica.

Etichettatura fluorescente colorante di eritrociti e leucociti per studiare la dinamica del flusso nella circolazione retinica del mouse

Presentato qui è un protocollo per la misurazione delle cellule CD4 - T proliferanti in risposta a proteine antigeniche o peptidi utilizzando la diluizione del tinri. Questo analisi è particolarmente sensibile alle rare cellule T specifiche dell'antigene e può essere modificato per facilitare la clonazione delle cellule specifiche dell'antigene.

Quantificazione delle cellule CD4 specifiche dell'antigene umano che proliferano utilizzando Carboxyfluorescein Succinimidyl Ester

Un protocollo per valutare l'uccisione quantitativa delle cellule tumorali da parte delle cellule Jurkat che esprimono il recettore dell'antigene chimerico (CAR) mirato all'antigene tumorale singolo. Questo protocollo può essere utilizzato come piattaforma di screening per una rapida ottimizzazione dei costrutti di cerniera CAR prima della conferma nelle cellule T derivate dal sangue periferico.

Valutazione rapida della citotossicità in vitro del recettore dell'antigene chimerico che esprime Jurkat mediante imaging fluorescente

Impara a marcare i linfociti con il colorante fluorescente CFSE per monitorare la proliferazione cellulare mediante citometria a flusso. Questo metodo consente di tracciare la divisione dei linfociti durante le risposte immunitarie in vivo e in vitro.

L'uso di diacetato Carboxyfluorescein succinimidile Ester (CFSE) per monitorare la proliferazione dei linfociti

Esplora altri video