Name: Iperinsulinemico-euglicemico pinza nei topi (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2011-02-07T17:00:00.000+00:00
Duration: 11 min 12 s
Description: Impara la tecnica del clamp iperinsulinemico-euglicemico per valutare la sensibilità all'insulina nei topi. Questo metodo permette misurazioni dirette del tasso di utilizzo del glucosio a livelli fisiologici elevati di insulina.

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Questo studio è stato sostenuto dal Canadian Institutes of Health Research e Genome Canada.JS detiene premi stipendio il sostegno della ricerca sul patrimonio Alberta Foundationfor medica, Heart and Stroke Foundation del Canadaand Diabetes Association canadese. Un ringraziamento speciale a David Wasserman e Bracy Bingle per insegnare questa procedura per il laboratorio di Shearer.

R: cateterizzazione chirurgica di circolazione venosa e arteriosa Parte 1: catetere arterioso e venoso Preparazione <ol><li> Tagliare 15 cm di PE-50 (diametro interno di 0,58 millimetri (0,023 ") x un diametro esterno di 0,965 millimetri (0,038"). Tagliare una sezione di tubo silastic 1 millimetro (0,76 mm (0.030 ") di diametro interno x 1,65 millimetri (0,065 ") di diametro esterno) per l'utilizzo come contenimento tallone. Il contenimento tallone impedisce al ratto di tirare fuori il catetere una volta che è a posto. </li><li> Inserire la punta delle micro dissettore nel lume del cordone frenare dolcemente e tenere le punte della pinza a parte per allungare l'apertura più ampio. Utilizzando un altro paio di micro dissettore, far scorrere il tubo silastic nel lume del contenimento tallone. Fissarlo con colla adesiva forte (Loctite Super Glue). Il tallone deve essere piatto intorno al catetere. Lasciare catetere a secco (24 ore). </li><li> Per un ratto 300 grammi, la linea arteria è ~ 2,7 centimetri dal tallone frenare mentre la linea giugulare è ~ 3,2 centimetri. Lunghezze catetere dalla frenanti sono regolati da 0,5 centimetri per ogni aumento di 100g di peso corporeo. Non smusso gli spigoli del catetere come questa puntura può nave nel corso di inserimento. </li><li> Immediatamente prima dell'intervento, riempire le linee con soluzione fisiologica eparinata (10U/ml), sigillare entrambe le estremità con un tappo di tubi in acciaio inox e il luogo in etanolo (70%) per sterilizzare. Aria secca prima dell'inserimento. </li></ol> Parte 2: Preparazione Chirurgica <ol><li> Procedure sono state approvate dalla University of Animal Care Calgary e Usa Comitato e rispettare theCanadian Association for Animal Science Laboratory linee guida per la sperimentazione. Le procedure descritte di seguito sono stati eseguiti su adulti, maschi Sprague-Dawley (~ 300g). Tutte le procedure vengono eseguite sotto isoflurano, anche se è possibile utilizzare anestetici iniettabili. Tutte le procedure chirurgiche vengono eseguite garantendo tecniche asettiche. Attrezzature chirurgiche, bicchieri e soluzione salina eparinata sono sterilizzati in autoclave. Guanti chirurgici, siringhe e applicatori di cotone sterilizzati punta vengono acquistati dal fornitore. </li><li> Pesare il ratto e registrare il risultato. Il peso sarà importante nel periodo post-chirurgico di monitoraggio degli animali. Solo gli animali che per ritrovare il peso pre-intervento i livelli dovrebbero essere utilizzati per la sperimentazione. Anestetizzare ratto (3% isoflurano) in una scatola di anestetico. Tenere il ratto a ~ 2% isoflurano durante l'intervento chirurgico utilizzando un cono. La chirurgia deve essere condotta in una zona disinfettata che promuove asepsi. </li><li> Preparare l'animale dalla depilazione del sito chirurgico (collo e scapole). Un tagliatore di capelli di piccole dimensioni o depilatori chimici possono essere utilizzati. Eseguire questa procedura in una zona separata dalla quale l'intervento deve essere effettuata. </li><li> Sicuro animale tavolo operatorio. Garantire animale è completamente anestetizzato controllando la presenza di piede / occhi riflessi. Preparare i siti chirurgici con un disinfettante appropriato pelle (70% etanolo seguita da betadine scrub seguito da 70% etanolo). </li></ol> Parte 3: Chirurgia <ol><li> Fai la piccola incisione verticale 1 centimetro linea mediana superiore allo sterno (Pick up della pelle longitudinalmente lungo l'asse mediano con una pinza e taglio con forbici o bisturi). </li><li> Blunt sezionare con micro dissettore per esporre il muscolo sternocleidomastoideo sinistro. Riflettere questo muscolo per esporre circa 1 cm della arteria carotide sinistra. Usa micro dissettore sotto carotide per tenere l'arteria in posizione. Delicatamente stuzzicare fuori del tessuto connettivo dalla carotide. E 'importante isolare il nervo vago dalla arteria senza danneggiare l'arteria e il nervo. Isolare l'arteria poi legare la fine cefalica con sutura in seta 4-0 (questo sarà usato per manipolare l'arteria carotide durante l'intervento chirurgico). Nota: 4-0 punti di sutura devono essere sterilizzati con etanolo al 70% prima dell'uso. </li><li> Bloccare il vaso con seghettato, micro dissezione pinze. Puntura alla fine legatura con un calibro 21 VENOJECT Multi-Sample adattatore Luer. Togliere il tappo tubi in acciaio inox e inserire con cautela catetere con l'ausilio di un introduttore catetere sterile ammetterlo nell'arteria. Assicurare il catetere è sicuro con le pinze, parzialmente rilascio micro dissettore bloccaggio l'arteria e continuare a inserire il catetere per il tallone. A questo punto, la punta del catetere deve essere in aortico. Fare attenzione a non rilasciare catetere, la pressione del vaso lo costringerà ad uscire. </li><li> Legare due punti di sutura 4-0 saldamente sotto tallone e uno sopra e confermare che il catetere campione. Lavare il catetere con soluzione fisiologica eparinata 10U/ml. Re-inserire l'estremità esterna del catetere con un tappo in acciaio tubi di acciaio. </li><li> Utilizzando la stessa incisione, smussato sezionare per esporre destra vena giugulare esterna. Isolare accuratamente e legare la fine cefalica con sutura di seta. Puntura della vena con un calibro 21 VENOJECT Multi-Sample adattatore Luer. Togliere il tappo tubi in acciaio inox e inserire catetere con una soluzione sterile catheter introduttore al tallone e cravatta due punti di sutura sotto il tallone. Tie una sutura terza sopra tallone e confermare che i campioni. A filo con la linea venosa 10U/mL eparinizzato salina. Re-inserire l'estremità del catetere esterno con spina in acciaio tubi di acciaio. </li><li> Tunnel 14-gauge ottuso sotto la pelle e fare incisione nella parte posteriore tra le scapole. Infilare il catetere attraverso l'ago di esteriorizzare loro nella parte posteriore del ratto. Circa 4cm di linea è visibile. 0,5 centimetri di taglio Tygon S-50-HL Tubazione medica, si svolge intorno entrambi i cateteri esteriorizzato e fissare con un nastro come richiesto (per la vena blu, rosso per le arterie). Retest cateteri per garantire la pervietà, lavare e riempire con soluzione fisiologica eparinata 150U/ml per prevenire la coagulazione. </li><li> Chiudere tutte le incisioni con 3-0 sutura seta. Luogo ratto prona, in pre-riscaldato, gabbia pulita con il cibo sul fondo della gabbia. </li></ol> B: Cura postoperatoria Parte 1: Immediato cure post-operatorie e di monitoraggio <ol><li> Una volta che il ratto riacquista piena capacità ambulatoriale e la vigilanza restituire il ratto di stabulazione degli animali. </li><li> Lasciare che il ratto di recuperare per 3-5 giorni. </li><li> Daily Monitor per le infezioni, dolore e variazioni di peso. L'infezione può essere problematica se scarico da siti incisione, letargia generale e / o dolore si osserva. Il dolore è indicato dalla postura ricurva, pelo arruffato schiena e l'assenza di comportamenti ambulatoriali e / o mangiare. Una perdita di peso può essere vissuto immediatamente dopo l'intervento fino a tre giorni post-intervento chirurgico, tuttavia, il peso dovrebbe stabilizzarsi e / o aumentare entro il 10% del pre-chirurgica peso entro 5 giorni. Grave perdita di peso può indicare una infezione, ictus e / o dolore. </li><li> Retest cateteri quotidianamente per garantire la pervietà. </li></ol> Parte 2: Mantenimento pervietà del catetere <ol><li> Ogni giorno, durante il recupero post-operatorio, riempire 1ml Siringhe Suggerimento slip con 150U/ml soluzione salina eparinata e cappuccio con un ago da 22 gauge smussato. L'ago viene inserito nel ottuso 20cm di tubo in PE-50 con 23 tubi di attacco in acciaio inox calibro all'altra estremità. </li><li> Rimuovere le bolle d'aria, ponendo fine con l'accoppiatore tubo superiore rispetto al resto della siringa da 1 ml e spingendo le bolle fuori dalla linea. </li><li> Morsetto dalla linea arteriosa esternato dal ratto con hemostats appena sotto il tappo. </li><li> Togliere il tappo del catetere d'acciaio con la seconda coppia di hemostats. </li><li> Inserire l'accoppiatore tubo collegato alla siringa nella linea arteriosa e rilasciare il hemostats occludere il catetere arterioso esternalizzati. </li><li> Aspirare il sangue arterioso del catetere nella siringa. Se il catetere non disegna facilmente può essere necessario spingere molto delicatamente in una piccola quantità di soluzione di flush mediante il catetere per spostare la punta del catetere nel caso sia incastrato contro il muro nave. Il catetere è stato completamente eliminato quando il sangue raggiunge la siringa. </li><li> Bloccare il vicino PE-50 tubo alla siringa 1 ml e gettare la siringa. Sostituire con una nuova siringa piena di soluzione salina fresca 150U/ml eparinizzato. Sbloccare il tubo e tenendo la siringa nuova in posizione verticale, leggermente la siringa nuovo con un dito per rimuovere eventuali bolle d'aria nuova possibile verso l'alto e lontano dalla linea. Nota: Si deve essere garantita come bolle d'aria possono provocare un ictus. </li><li> Iniettare la soluzione salina 150U/ml heparinzed finché la linea catetere sia limpida e priva di sangue. </li><li> Morsetto dalla linea arteriosa esternato dal ratto con hemostats appena sotto l'attacco tubo. Rimuovere il connettore siringa dalla linea di catetere arterioso e sostituirlo con il tappo di tubi di acciaio inox. </li><li> Rilasciare il hemostats occludere il catetere arterioso esternalizzati. </li><li> Ripetere l'operazione per linea venosa. Tuttavia, a causa della bassa pressione venosa campionamento spesso non è possibile. Se la soluzione salina 150U/ml heparinzed può essere infusa con una resistenza minima è probabile che il catetere è ben posizionata nella vena. </li></ol> C: iperinsulinemici-euglicemico morsetto Parte 1: Morsetto di set-up e preparazione <ol><li> Pesare il ratto e registrare il peso. Questo sarà necessario per determinare i tassi di infusione di insulina e glucosio. Veloce il ratto per almeno 5 ore prima di sperimentare. In questo modo l'animale è in uno stato post-prandiale e l'apporto di glucosio da fonti alimentari è ridotto al minimo. Posizionare il topo in un piccolo contenitore / gabbia con biancheria da letto, che limita il movimento eccessivo. L'animale deve essere in grado di girarsi e lo sposo liberamente. </li><li> Impostare le linee e le pompe di infusione come si vede nella figura 1. P50 lunghezze di tubazioni di collegamento sono le seguenti: siringa a Y connettore è da 8 cm, connettore a Y per ratto è 15 cm, linea arteriosa è 20cm, e la linea venosa è 10 cm di lunghezza. Rimuovere le spine in acciaio tubi di acciaio e filo linee giugulare e per assicurare l'infusione arteriosa e di campionamento rispettivamente con 10U/ml soluzione salina eparinata. </li><li> Determinare l'insulina volume richiesto. Questo può variare a seconda del livello di insulina e il peso del topo. Qui, 4mU/kg/min viene somministrato ad una velocità di 2uL/min. Si tratta di una dose elevata fisiologico. Ove possibile, i tentativi dovrebbe essere fatto per limitare il volume di infusione. Insulina deve essere opportunamente diluita e possono essere somministrati in presenza di plasma. Una soluzione al 3% nel plasma di ratto in soluzione salina viene utilizzato per diluire l'insulina in questo laboratorio. L'insulina è HumulinR 100U/ml (Eli Lily), anche se altri l'insulina ad azione rapida può essere impiegato. Garantire l'insulina diluita è ben miscelati prima di mettere in infusione siringa. </li><li> Preparare il 50% destrosio. Questo può essere inserito direttamente nella siringa sulla pompa di infusione. Segna pompa con 'glucosio' per evitare confusioni. Ricordatevi di garantire volumi sufficienti di insulina e glucosio per lo studio. Morsetti durano generalmente ~ 2h. Nel presente protocollo, siringhe da 3 ml sono utilizzati. </li><li> Luogo glucosio e siringhe da insulina sul modello di Harvard Apparatus 11 Plus pompe siringa. Anticipo glucosio connettore a Y e la linea con un morsetto hemostat. Insulina anticipo per animali, morsetto linea con hemostat. Morsetto linee e permettere ratto di rilassarsi per 30 minuti prima di iniziare l'esperimento. NOTA: le guardie punta hemostat sono suggeriti al fine di evitare permanente crimpatura delle linee. </li><li> Preparare centrifuga e EDTA rivestite tubi per la raccolta del plasma. Nel presente studio, i campioni di sangue supplementari saranno ottenute una volta che l'animale è bloccato. </li></ol> Parte 2: protocollo sperimentale <ol><li> Un campione di insulina basale e campione dell'ematocrito devono essere acquisite. Campionamento ematocrito assicura il volume del sangue è mantenuto per tutto l'esperimento. In generale, i livelli di ematocrito non deve scendere oltre il 10% del valore iniziale. </li><li> Ottenere un campione di glucosio al basale (One Touch Ultra, LifeScan, Inc.) e determinare il livello di glucosio nel sangue intero da bloccare. Qui, morsetto a euglicemia, o 5.0-5.5 mm (Figura 2). Dopo ogni campione di sangue, lavare la linea arteriosa con un piccolo volume di soluzione salina 10U/ml eparinato per prevenire la coagulazione. NOTA: Assicurarsi che nessun grumi o bolle d'aria sono in prima linea prima di infondere. Questi possono dare l'animale un colpo. </li><li> Avviare l'infusione di insulina. Prendere glicemia a 5-10min intervalli, il monitoraggio della glicemia in ogni punto. Regolare la velocità di infusione del glucosio come richiesto fino ad uno stato stazionario è raggiunto. Questo processo è generalmente un processo di tentativi ed errori e può richiedere 30 minuti per&gt; 2 ore. I livelli di glucosio necessario per mantenere la glicemia dipendono dal protocollo di sperimentazione, le specie e le condizioni presenti (Figura 2). </li><li> Costante dei livelli di glucosio sono stato tre letture consecutive entro un range definito. Qui, tre letture in ~ 1 mM è considerato bloccato (ad esempio 4.8, 5.2, 5.6mm). Una volta allo stato stazionario è raggiunto, registrare la velocità di infusione glucosio tenuti a mantenere la glicemia per un periodo di 30 min. Durante questo periodo i campioni di sangue complementare sono disponibili. Come minimo, un secondo campione di insulina plasmatica e il campione ematocrito dovrebbe essere ottenuto. </li><li> Una volta pinza è stata completata, gli animali possono essere utilizzati per ulteriori test o di eutanasia e tessuti raccolti per ulteriori analisi. A seconda che l'animale, le linee catetere può rimanere brevetto per 5-7 giorni. </li></ol> D: iperinsulinemici-euglicemico (insulina) Risultati morsetto Quando eseguito correttamente, la procedura di clamp valuta la costante sensibilità all'insulina stato del ratto. Nel presentare i dati ottenuti dal morsetto, è fondamentale per documentare i livelli di glucosio e la velocità di infusione glucosio. I livelli di glucosio stabile nel tempo un corso da un minimo di 30 minuti (Figura 3) sono indicativi di uno stato stazionario. Il glucosio è considerato stabile solo se il glucosio nel sangue intero sia mantenuta entro ~ 1 mm. Velocità di infusione glucosio mostrano i livelli di glucosio esogeno tenuti a mantenere la glicemia. Ove possibile, queste cifre devono essere visualizzati come un corso di tempo, piuttosto che singoli, valore medio (Figura 4). Altre misure raccomandate da segnalare sono l'insulina plasmatica e dell'ematocrito. La determinazione della glicemia sia a digiuno e bloccato i livelli di insulina confermare che l'insulina è stato somministrato con successo e in grado di rilevare eventuali differenze di livello tra i gruppi di trattamento (Figura 5). Misure di ematocrito ottenere al basale e alla conclusione della pinza insulina vengono suggerite (Figura 6). Questo per garantire i livelli di ematocrito non rientrano più del 5% durante l'esperimento e le alterazioni che accompagnano in volume del sangue e il flusso non influenza lo smaltimento del glucosio. <img src="/files/ftp_upload/2432/2432fig1.jpg" alt="Figura 1" data-altupdatedat="1787634011000" data-alt="Figura 1"> Figura 1. Set-up sperimentale. La figura 1 mostra sfrenato, ratto cosciente durante la procedura di clamp. Cateteri permettere il prelievo di sangue e infusi senza manipolazione l'animale. Le pompe a sinistra contengono insulina e glucosio. t "&gt; <img src="/files/ftp_upload/2432/2432fig2.jpg" alt="Figura 2" data-altupdatedat="1787634011000" data-alt="Figura 2"> Figura 2. Attesi dati durante la procedura di clamp. Per ottenere una pinza a livelli basali (euglicemia, 5mm), i livelli di glucosio esogeno (D50) sono manipolati fino a quando la linea di base o 'pinza' è raggiunto. <img src="/files/ftp_upload/2432/2432fig3.jpg" alt="Figura 3" data-altupdatedat="1787634011000" data-alt="Figura 3"> Figura 3. Attesi risultati di glucosio plasmatico della procedura di clamp. Quando l'animale è 'bloccato', la glicemia è relativamente stabile nel tempo e gruppi sperimentali. <img src="/files/ftp_upload/2432/2432fig4.jpg" alt="Figura 1" data-altupdatedat="1787634011000" data-alt="Figura 1"> Figura 4. Rappresentante tassi di glucosio infusione della procedura di clamp. La quantità di glucosio esogeno tenuti a mantenere euglicemia diverso. Questo è illustrato con un controllo (chow alimentato) e ricca di grassi nutrito (insulino-resistenti) animali. L'alta grassi animali nutriti richiede meno di glucosio infusa per mantenere la glicemia, soprattutto perché è insensibile all'insulina infusa. <img src="/files/ftp_upload/2432/2432fig5.jpg" alt="Figura 5" data-altupdatedat="1787634011000" data-alt="Figura 5"> Figura 5. Insulina plasmatica Rappresentante del ratto. L'insulina plasmatica durante il morsetto insulina deve essere superiore al digiuno, l'insulina plasmatica basale. In questo modo l'insulina è stato correttamente somministrato all'animale durante il morsetto insulina. <img src="/files/ftp_upload/2432/2432fig6.jpg" alt="Figura 6" data-altupdatedat="1787634011000" data-alt="Figura 6"> Figura 6. Segnalazione ematocrito. L'ematocrito basale e ematocrito dopo l'esperimento deve essere ottenuto e segnalati. Questo assicura livelli di ematocrito non rientrano più del 5% dei livelli basali che derivi dalla eccessivo prelievo di sangue arterioso.

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</ol>

Procedure sono state approvate dalla University of Animal Care Calgary e Usa Comitato e rispettare l&#39;Associazione canadese per le linee guida Animal Science Laboratory per la sperimentazione. Gli autori non hanno interessi in conflitto o divulgazioni.

Inizialmente sviluppato per l&#39;indagine della sensibilità all&#39;insulina negli esseri umani, la procedura di clamp è stato adattato ad altre specie tra cui ratti e topi di laboratorio. Modelli animali di accertamento della resistenza all&#39;insulina fornisce un aiuto importante nella comprensione della fisiopatologia della sensibilità all&#39;insulina e le patologie associate, nonché l&#39;individuazione di interventi terapeutici che possiedono 1,2 clinico valore. Diversi metodi per valutare la sensibil...

<table border="1"><tbody><tr valign="top"><td> Nome del reagente </td><td> Azienda </td><td> Numero di catalogo </td><td> Commenti (opzionale) </td></tr><tr valign="top"><td> Tubi in polietilene Intramedic (PE-50) </td><td> Fisher Scientific </td><td> 14-170-12B </td><td> Diametro interno di 0,58 millimetri (0,023 &quot;) x diametro esterno di 0,965 millimetri (0,038&quot;) </td></tr><tr valign="top"><td> Dow Corning Silastic Laboratorio Tubi </td><td> Fisher Scientific </td><td> 11-189-15C </td><td> Diametro interno di 0,76 millimetri (0.030 &quot;) x diametro esterno di 1,65 millimetri (0.065&quot;) </td></tr><tr valign="top"><td> Tygon S-50-HL Medical Tubing </td><td> Harvard Apparatus </td><td> PY2 72-1251 </td><td> Diametro interno di 3,2 mm (0.125 &quot;) x diametro esterno di 4,7 millimetri (0,1875&quot;) </td></tr><tr valign="top"><td> Loctite Super Glue </td><td> Grand &amp; Toy </td><td> 32237 </td><td> Gel di controllo </td></tr><tr valign="top"><td> Sterile lama chirurgica </td><td> VWR </td><td> BD371610 </td><td></td></tr><tr valign="top"><td> Curve Pinza Micro Dissezione </td><td> George Tiemann &amp; Co. </td><td> 160-20 </td><td> x 2 </td></tr><tr valign="top"><td> Dissettore dritto Micro </td><td> George Tiemann &amp; Co. </td><td> 160-15 </td><td> x 2 </td></tr><tr valign="top"><td> Emostatica curve </td><td> George Tiemann &amp; Co. </td><td> 105-1135 </td><td> x 2 </td></tr><tr valign="top"><td> Emostatica retta </td><td> George Tiemann &amp; Co. </td><td> 105-1130 </td><td> x 2 </td></tr><tr valign="top"><td> Emostatica Suggerimento Guardie </td><td> Robbins Instruments, Inc. </td><td> 15.09-2-004 </td><td></td></tr><tr valign="top"><td> Forbici Chirurgia dritto </td><td> George Tiemann &amp; Co. </td><td> 105-402 </td><td></td></tr><tr valign="top"><td> VENOJECT Multi-Sample adattatore Luer </td><td> Terumo Medical Products </td><td> 810127A </td><td> 21 gauge, 1 pollici </td></tr><tr valign="top"><td> Catetere introduttore sterile </td><td> Becton Dickinson </td><td> 406999 </td><td></td></tr><tr valign="top"><td> 14-gauge Blunt </td><td> Becton Dickinson </td><td> 511310 </td><td> Calibro 14, 2 in </td></tr><tr valign="top"><td> Sterile sutura chirurgica </td><td> Johnson &amp; Johnson Medical Products </td><td> 1679H </td><td> Seta, dimensioni 3-0 </td></tr><tr valign="top"><td> Non sterili sutura chirurgica </td><td> Angiotech Pharmaceuticals, Inc. </td><td> SP116 </td><td> Seta, dimensioni 4-0 </td></tr><tr valign="top"><td> Tamponi di cotone </td><td> VWR </td><td> 10806-005 </td><td></td></tr><tr valign="top"><td> Garze 4ply </td><td> VWR </td><td> CA43845-062 </td><td></td></tr><tr valign="top"><td> Clippers animali piccola batteria </td><td> Harvard Apparatus </td><td> 729063 </td><td></td></tr><tr valign="top"><td> Isoflurano </td><td> Halocarbon Products Corp. </td><td> IPN-45 </td><td></td></tr><tr valign="top"><td> Anestetico carrello </td><td> Benson Medical Industries, Inc. </td><td></td><td></td></tr><tr valign="top"><td> 70% di etanolo </td><td> Fisher Scientific </td><td> HC-1000 </td><td></td></tr><tr valign="top"><td> Betadine soluzione antisettica </td><td> Occidentale Drug Distribution Centre Ltd. </td><td> 105267 </td><td></td></tr><tr valign="top"><td> Modello 11 Plus pompa a siringa </td><td> Harvard Apparatus </td><td> 702208 </td><td></td></tr><tr valign="top"><td> Tubi in acciaio inossidabile Accoppiatori </td><td> Harvard Apparatus </td><td> 72-4434 </td><td> 23 gauge, 0,3 pollici </td></tr><tr valign="top"><td> Tubi acciaio inossidabile Spine </td><td> Harvard Apparatus </td><td> 72-4436 </td><td> 23 gauge, 0,5 pollici </td></tr><tr valign="top"><td> Acciaio Blunt Needles </td><td> Instech Laboratories, Inc. </td><td> LS22 </td><td> 22 gauge </td></tr><tr valign="top"><td> 60 gradi Y-Connettori </td><td> Parti piccole </td><td> STCY-22-05 </td><td> 22 gauge </td></tr><tr valign="top"><td> CritSpin Micro-ematocrito Centrifuga </td><td> Iris Sample Processing </td><td> CS12 </td><td></td></tr><tr valign="top"><td> Centrifuga Mini </td><td> Fisher Scientific </td><td> 05-090-100 </td><td></td></tr><tr valign="top"><td> Tubi Centrifuga Micro </td><td> VWR </td><td> 53550-778 </td><td></td></tr><tr valign="top"><td> Centrifuga in polipropilene da 50 ml tubi </td><td> VWR</td><td> 89004-364 </td><td></td></tr><tr valign="top"><td> 1 ml di plastica di slittamento Suggerimento Siringhe </td><td> Becton Dickinson </td><td> 309602 </td><td></td></tr><tr valign="top"><td> 3ml di plastica Luerlok Suggerimento Siringhe </td><td> Becton Dickinson </td><td> 309585 </td><td></td></tr><tr valign="top"><td> Anticoagulante iniezione di eparina </td><td> Occidentale Drug Distribution Centre Ltd. </td><td> 102824 </td><td> Produttore: LEO Pharma Inc. Conc. 1000 UI </td></tr><tr valign="top"><td> Soluzione EDTA </td><td> Promega Corp. </td><td> V4231 </td><td> 0,5 M, pH 8,0 </td></tr><tr valign="top"><td> Salino </td><td> Occidentale Drug Distribution Centre Ltd. </td><td> ABB7983154 </td><td> Produttore: cloruro di sodio Hospira 0,9% </td></tr><tr valign="top"><td> 50% di destrosio </td><td> Vétoquinol </td><td> 8DEX012D </td><td></td></tr><tr valign="top"><td> Humulin-R </td><td> Eli Lilly </td><td> HI-210 </td><td> 100U/ml </td></tr><tr valign="top"><td> Siringhe da insulina da 1 ml </td><td> Becton Dickinson </td><td> 309311 </td><td></td></tr><tr valign="top"><td> Fisherbrand * emato-Seal Sigillante </td><td> Fisher Scientific </td><td> 02-678 </td><td></td></tr><tr valign="top"><td> Fisherbrand * microematocrito tubi capillari </td><td> Fisher Scientific </td><td> 22-362-574 </td><td></td></tr><tr valign="top"><td> Strisce reattive One Touch Ultra </td><td> LifeScan, Inc. </td><td> AW 085-314H </td><td></td></tr><tr valign="top"><td> One Touch Ultra Sangue glucometro </td><td> LifeScan, Inc. </td><td> AW 085-314 ter </td><td></td></tr><tr valign="top"><td> Sodio Pentobarbitol </td><td> Ceva Sante Animale </td><td> 1715 138 </td><td> Conc. 54.7mg/ml </td></tr><tr valign="top"><td> Laboratorio Etichettatura nastro rosso </td><td> VWR </td><td> 89097-932 </td><td></td></tr><tr valign="top"><td> Laboratorio nastro blu Etichettatura </td><td> VWR </td><td> 89097-936 </td><td></td></tr><tr valign="top"><td> Pesare Scala </td><td> Fisher Scientific </td><td> 01-913-88 </td><td></td></tr><tr valign="top"><td> Vortice </td><td> VWR </td><td> 58815-234 </td><td></td></tr><tr valign="top"><td> Timer </td><td> VWR </td><td> 62344-641 </td><td></td></tr></tbody></table>

iperinsulinemico-euglicemico pinza nei topi

Hyperinsulinemic-Euglycemic Clamp in the Conscious Rat

Diabete di tipo 2 (T2D) è in rapido aumento della prevalenza. Caratterizzata da produzione di insulina sia inadeguata o l&#39;impossibilità di utilizzare l&#39;insulina prodotta, i risultati T2D a elevati livelli di glucosio nel sangue. Il &quot;gold-standard&quot; nel valutare la sensibilità all&#39;insulina è un iperinsulinemico-euglicemico morsetto o clamp insulina. In questa procedura, l&#39;insulina è infusa a velocità costante con una conseguente diminuzione del glucosio nel sangue. Per mantenere la glicemia ad un livello costante, glucosio esogeno (D50) viene infusa nella circolazione venosa. La quantità di glucosio infusa per mantenere l&#39;omeostasi è indice di sensibilità all&#39;insulina. Qui vi mostriamo la procedura di base morsetto in cronicamente cateterizzati, sfrenato, ratto cosciente. Questo modello consente al sangue di essere raccolte con lo sforzo minimo per l&#39;animale. Dopo l&#39;induzione dell&#39;anestesia, un&#39;incisione mediana è fatto e l&#39;arteria carotide comune sinistra e destra della vena giugulare sono cateterizzati. Cateteri inseriti sono lavata con soluzione salina eparinizzato, poi esteriorizzato e protetto. Gli animali sono ammessi a recuperare per 4-5 giorni prima di esperimenti, con aumento di peso monitorati giornalmente. Soltanto gli animali che per ritrovare il peso pre-intervento i livelli vengono utilizzati per gli esperimenti. Il giorno dell&#39;esperimento, i ratti sono digiunato e collegati a pompe contenente insulina e D50. Glucosio al basale è valutata dalla linea arteriosa ed utilizzato un punto di riferimento per tutto l&#39;esperimento (euglicemia). In seguito a questo, l&#39;insulina è infusa a velocità costante nella circolazione venosa. Per abbinare il calo di glucosio nel sangue, D50 è infusa. Se il tasso di infusione D50 è superiore al tasso di assorbimento, un aumento del glucosio si verificherà. Allo stesso modo, se il tasso è insufficiente per soddisfare tutta l&#39;assorbimento di glucosio del corpo, una goccia si verificherà. Titolazione di glucosio continua fino a letture del glucosio stabili sono realizzati. I livelli di glucosio e la velocità di infusione del glucosio durante questo periodo stabili sono registrati e riportati. Risultati forniscono un indice di sensibilità all&#39;insulina tutto il corpo. La tecnica può essere raffinato per soddisfare specifiche esigenze sperimentali. E &#39;ulteriormente migliorata con l&#39;uso di traccianti radioattivi che possono determinare il tessuto specifico di insulina glucosio-stimolata così come tutta fatturato glucosio corpo.

Il iperinsulinemico-euglicemico pinza è il &quot;gold standard&quot; per la valutazione dell&#39;azione dell&#39;insulina. L&#39;insulina è infusa a velocità costante stimolo del glucosio. La quantità di glucosio esogeno infusa per contrastare questo calo è indice di sensibilità all&#39;insulina. Ecco la procedura viene eseguita su un consapevole, ratto sfrenato.

Iperinsulinemico-euglicemico pinza nei topi

La prevalenza del diabete di tipo 2 (T2D) è in rapida crescita. Caratterizzato da un'insufficiente produzione di insulina o dall'incapacità di utilizzare l'insulina prodotta, ...

L'obiettivo generale di questa procedura è valutare la sensibilità all'insulina nel ratto cosciente non immobilizzato. Questo viene ottenuto innanzitutto cateterizzando l'arteria carotidea sinistra. Successivamente, la vena giugulare destra viene cateterizzata per garantire risultati ottimali.I cateteri vengono lavati quotidianamente per mantenere la pervietà durante un periodo di recupero postoperatorio di cinque giorni. Alla fine, i risultati ottenuti dal clamp euglicemico iperinsulinemico possono mostrare le velocità di infusione del glucosio a livello dell'intero organismo. Il vantaggio principale di questa tecnica è che è possibile ottenere misurazioni dirette delle velocità di eliminazione del glucosio a livello dell'intero organismo a livelli fisiologici elevati di insulina.I cateteri arteriosi e venosi devono essere preparati in anticipo rispetto all'intervento chirurgico. I cateteri devono avere estremità smussate, essere riempiti con soluzione salina eparinizzata e sterilizzati con etanolo, con un filo di ritegno fissato saldamente a 2,7 o 3,2 centimetri rispettivamente da un'estremità per i cateteri arteriosi e venosi. In questo procedimento si utilizzano ratti maschi ad

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Il iperinsulinemico-euglicemico morsetto, o pinza insulina, è il gold standard per valutare l'azione...

Iperinsulinemico-euglicemico Morsetti in Cosciente, Mouse sfrenato

Un protocollo per infusioni cronici di glucosio e Intralipid nei ratti è descritto. Questo modello può essere utilizzato per studiare l'impatto di un eccesso di nutrienti in funzione degli organi e dei parametri fisiologici.

Un modello del Chronic Infusion nutrienti nel ratto

Questo protocollo studia il ruolo del ligando di chemochina (motivo C-C) 5 (CCL5) nell'ipotalamo fornendo un antagonista, MetCCL5, nel cervello del mouse utilizzando un sistema di infusione cervello pompa micro-osmotica. Questa inibizione transitoria di CCL5 attività interrotta ipotalamico insulina segnalazione, che conduce ad intolleranza al glucosio e la sensibilità periferica dell'insulina sistemica.

Studiando il segnale ipotalamico insulina ad intolleranza al glucosio periferico con un sistema di infusione del farmaco continuo nel cervello del Mouse

Un morsetto iperglicemico viene utilizzato per misurare il rilascio di insulina con una concentrazione di glucosio nel sangue più elevata. Un morsetto ipoglicemico serve a misurare la produzione di glucosio indotta da risposte controregolatorie. Entrambi i metodi utilizzano la stessa procedura chirurgica. Qui, presentiamo una tecnica di clamp per valutare il metabolismo sistemico del glucosio.

Pinza iperglicemica e pinza ipoglicemica nei topi coscienti

Il polmone è perfuso sia l'arteria sistemica bronchiale e arterie polmonari. Nella maggior parte delle patologie polmonari, è il più piccolo vascolare sistemica che mostra neovascolarizzazione robusta. La cessazione del flusso ematico polmonare promuove l'angiogenesi vivace bronchiale. Noi forniamo i dettagli chirurgici di indurre ischemia arteriosa polmonare sinistra che promuove la neovascolarizzazione bronchiale.

L&#39;angiogenesi nel polmone del ratto ischemica

Dettagli del presente documento come Elvax 40W può essere utilizzato come metodo lento rilascio per la somministrazione di farmaci alla retina di ratto adulto. Il protocollo per la preparazione, il caricamento, e consegna del complesso farmaco-resina per l'occhio viene descritto.

Lento rilascio Drug Delivery attraverso Elvax 40W al Rat Retina: Implicazioni per il trattamento di condizioni croniche

Gli accessi vascolari per misurare l'emodinamica, fornire fluidi ed eseguire prelievi di sangue sono importanti per qualsiasi studio su piccoli modelli animali. Presentiamo una tecnica per l'impianto di cateteri nell'arteria carotide e nella vena giugulare comune in un ratto anestetizzato per il collegamento a un sistema per eseguire monitoraggio, infusioni e campionamento.

Cateterismo dell&#39;arteria carotide e giugulare Vena di eseguire misure emodinamiche, Infusi e campionamento del sangue in un modello di ratto cosciente

La determinazione della velocità di filtrazione glomerulare (GFR) è il gold standard per valutare la funzione renale complessiva. Tuttavia, le procedure tradizionali per misurare questo parametro sono complesse e richiedono un grande investimento di tempo. Qui descriviamo un metodo più veloce e minimamente invasivo per determinare la GFR per via transcutanea.

La valutazione transcutanea della funzione renale nei roditori Conscious

Descriviamo un metodo per produrre un modello animale di fibrosi epatica nel ratto e valutiamo il grado di fibrosi mediante esame istologico del fegato. Il modello può essere utilizzato per studiare lo sviluppo della malattia epatica e per testare l'efficacia di potenziali agenti antifibrotici.

Il dimetilnitrosamina indotta fibrosi epatica modello nel ratto

Un modello di morsetto ilare unico fegato di ratto è stato sviluppato per studiare l'impatto di molecole farmacologiche nel migliorare danno da ischemia-riperfusione. Questo modello include incannulazione diretta della fornitura portale per il segmento epatico ischemico tramite un ramo della vena porta, consentendo la consegna epatica diretta.

Metodo di consegna diretta segmentale intra-epatico utilizzando un modello di fegato di ratto Hilar morsetto

Impara la tecnica del clamp iperinsulinemico-euglicemico per valutare la sensibilità all'insulina nei topi. Questo metodo permette misurazioni dirette del tasso di utilizzo del glucosio a livelli fisiologici elevati di insulina.

Iperinsulinemico-euglicemico pinza nei topi

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