Name: Metodi per la valutazione ECG degli indicatori di rischio cardiaco, e suscettibilità a Aconitina indotte aritmie nei ratti dopo stato epilettico (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2011-04-05T13:00:00.000+00:00
Duration: 8 min 28 s
Description: Impara a valutare la funzione cardiaca elettrica e la suscettibilità alle aritmie ventricolari nei ratti dopo stato epilettico. Questo metodo ECG aiuta a monitorare i rischi cardiaci post-crisi epilettiche.

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Questa ricerca è stata sostenuta da una sovvenzione dal Uniti Cittadini per la ricerca in Epilessia (CURE) per SLB.

<p class="jove_title"&gt; 1. Materiali da Costruzione</p&gt;<ol&gt;<li&gt; Un catetere giugulare è costruito da un pezzo (100 mm) di tubo in polietilene PE-50, smussati da un lato, e poi riempito con soluzione salina eparina (50 U eparina / mL di soluzione salina).</li&gt;<li&gt; Gli elettrodi di registrazione ECG sono costruiti da due da 100 mm di lunghezza del filo d&#39;argento isolato (30AWG). Una estremità dei fili è spogliato e saldato ad un microconnettore, e l&#39;isolamento è attorcigliato per formare un terzo filo che viene utilizzato come terreno. Cinque mm di isolamento è spogliato dalla fine distale dei fili e scartato.</li&gt;</ol&gt;<p class="jove_title"&gt; 2. L&#39;impianto di catetere giugulare Vena</p&gt;<ol&gt;<li&gt; Anestetizzare l&#39;animale con la somministrazione di uretano, ip (1,2 g / kg).</li&gt;<li&gt; Controllate regolarmente (intervalli di 10 min), profondità dell&#39;anestesia, valutando la risposta del pedale ritiro e / o riflessi oculari. Se necessario, supplemento anestesia.</li&gt;<li&gt; Dopo l&#39;animale si trova al piano adeguato di anestesia, radere la parte destra del collo dalla clavicola al mento.</li&gt;<li&gt; Fare un incisione longitudinale (10-15 mm) nella pelle sopra l&#39;arteria carotide e aprire l&#39;incisione.</li&gt;<li&gt; Utilizzo di tecniche di dissezione smussa, si sviluppa il muscolo sottostante per individuare e isolare la vena giugulare destra.</li&gt;<li&gt; Mettere due pezzi di seta chirurgica (# 2) sotto la vena giugulare e posizionare i punti di sutura al porzioni più rostrale e caudale dell&#39;incisione. Legare la legatura rostrale di interrompere il flusso attraverso la vena.</li&gt;<li&gt; Ritrarre la legatura caudale di sollevare la nave fuori dal tessuto sottostante e fare un piccolo taglio. Poi, inserire l&#39;estremità smussato della eparina pieno (50 U / ml soluzione fisiologica) catetere in polietilene PE-50 (100 mm di lunghezza), e far progredire la punta circa 8 mm al livello dell&#39;atrio destro.</li&gt;<li&gt; Al fine di assicurare il catetere, cravatta la legatura caudale sia intorno alla nave e catetere. Infine, chiudere la ferita con due clip ferita o sutura.</li&gt;<li&gt; Durante l&#39;impianto del catetere, l&#39;estremità esposta può essere bloccato con un hemostat o collegato per evitare il riflusso di sangue prima di attaccamento a una pompa per infusione.</li&gt;</ol&gt;<p class="jove_title"&gt; 3. L&#39;impianto di elettrodi CG</p&gt;<ol&gt;<li&gt; Mettere l&#39;animale sul dorso e radere al petto.</li&gt;<li&gt; Per il posizionamento degli elettrodi, fare due incisioni longitudinali (≈ 10 mm), uno in alto a destra e uno nei quadranti in basso a sinistra del petto, e libera la cute sovrastante per esporre i muscoli del torace.</li&gt;<li&gt; Sutura una delle esposizione di 5 mm punte dei fili d&#39;argento elettrodi nei muscoli del torace in ciascuna delle zone esposte, e posizionare l&#39;elettrodo di massa per via sottocutanea.</li&gt;<li&gt; Chiudere le incisioni con clip ferita e collegare il microconnettore nel dispositivo di registrazione.</li&gt;<li&gt; Avvolgere l&#39;animale liberamente in un asciugamano per mantenere la temperatura corporea durante la procedura.</li&gt;</ol&gt;<p class="jove_title"&gt; 4. Registrazione ECG</p&gt;<ol&gt;<liLe registrazioni&gt; sono realizzati con un Powerlab sistema di acquisizione dati e computer Macintosh o hardware simile / software (amplificata, 50X, filtrata, 1-1000 Hz).</li&gt;<li&gt; Dopo un periodo di equilibrio di 20-30 minuti, registrare ECG per 20 minuti.</li&gt;</ol&gt;<p class="jove_title"&gt; 5. Indurre aritmie ventricolari</p&gt;<ol&gt;<li&gt; Fissare il catetere giugulare vena di una siringa remoto collocato in una pompa per infusione programmabile.</li&gt;<li&gt; Iniziare l&#39;infusione aconitina ad un tasso di consegnare una dose costante di 5 ug / kg / min per 7 minuti.</li&gt;<liFibrillazione ventricolare&gt; seguito o la fine del periodo di infusione, l&#39;eutanasia dell&#39;animale utilizzando una procedura approvata.</li&gt;</ol&gt;<p class="jove_title"&gt; 6. Analisi di ECG</p&gt;<ol&gt;<li&gt; L&#39;intervallo QT rappresenta la durata totale di attività elettrica ventricolare. Fig. 1 mostra una registrazione ECG modello e la durata dell&#39;intervallo QT. Calcolare il tempo medio tra l&#39;inizio del Q-wave e cessazione del T-wave per tutti i battiti cardiaci registrati negli ultimi cinque minuti di intervallo ottenuti durante il periodo di 20 minuti di registrazione.</li&gt;<li&gt; Per correggere l&#39;intervallo QT per le differenze nella frequenza cardiaca (QTc), usare la formula Bazett, il QTc = QT / (RR)<sup&gt; ½</sup&gt;, Dove RR è l&#39;intervallo medio tra battiti cardiaci. L&#39;intervallo RR è calcolato come la durata tra successive onde Q ottenuti durante il periodo analizzato.</li&gt;<li&gt; La dispersione QT (QTd) è calcolato sottraendo il QT minima dal QT massimo registrato per ciascun animale.</li&gt;</ol&gt;<p class="jove_title"&gt; 7. Analisi di variabilità della frequenza cardiaca</p&gt;<ol<li&gt; I software (cioè LabChart 7, ADInstruments, Inc.) che analizzano la variabilità negli intervalli RR ottenuti durante il periodo di analisi vengono utilizzati per il calcolo automatico della varianza sia temporale e / o spettrale della frequenza cardiaca.</li</ol&gt;<p class="jove_title"&gt; 8. Analisi di suscettibilità ad aritmie ventricolari</p&gt;<ol<li&gt; Calcolare la latenza tra l&#39;inizio dell&#39;infusione aconitina alla prima contrazione ventricolare prematura (PVC, fig. 2, Pannello 1), tachicardia ventricolare (VT, Fig, 2, Panel 2) e la fibrillazione ventricolare (VF, Fig. 2. Panel 3 ).</li</ol&gt;<p class="jove_title"&gt; 9. Rappresentante Risultati</p&gt;<p class="jove_content"&gt; Fig. 3 illustra una misura di HRV nel dominio spettrale (radice quadratico medio della deviazione standard degli intervalli RR, RMSSD) nei ratti di controllo e negli animali sottoposti a SE una settimana prima del test. Questa misura di HRV, che rappresenta i cambiamenti nel controllo parasimpatico della funzione cardiaca<sup&gt; 26</sup&gt;, È significativamente diminuito negli animali seguente stato di male epilettico. Fig. 4 mostra che entrambi intervallo QT corretto (QTc, Panel A) e la dispersione QT (QTd, pannello B) sono aumentati in modo significativo due settimane dopo SE<sup&gt; 27</sup&gt;. Presi insieme, questi dati prevedono che SE aumenta il rischio di aritmie ventricolari. Questa previsione è confermata dai risultati che i periodi di infusione aconitina necessaria per indurre le aritmie sperimentale (PVC, VT, VF) osservati in questi studi sono stati significativamente più piccoli in animali a seguito SE (Fig. 5)<sup&gt; 27</sup&gt;.</p&gt;<p class="jove_content"<img src="/files/ftp_upload/2726/2726fig1.jpg" alt="figure 1" /<br /<strong&gt; Figura 1.</strong&gt; Modello di registrazione ECG di un battito cardiaco normale che mostra P, QRS, e le onde T. L&#39;intervallo QT è calcolato come il tempo tra le linee tratteggiate.</p&gt;<p class="jove_content"<img src="/files/ftp_upload/2726/2726fig2.jpg" alt="figure 2" /<br /<strong&gt; Figura 2. Pannello 1)</strongContrazioni ventricolari&gt; precoce (PVC) sono isolati contrazioni dei ventricoli (B) che si verificano tra i battiti cardiaci normali (A). Registrazioni in PVC sono caratterizzati dalla assenza di onde P e T.<strong&gt; Panel 2</strongVentricolare&gt; tachicardia (VT) è una serie di contrazioni ventricolari multiple (C) che si verificano senza battiti cardiaci intervenire normale (A).<strong&gt; Pannello di 3</strongVentricolare&gt; fibrillazione ventricolare (VF) è la mancanza di ritmo e distinguibile alcuna associazione tra QRS e onde P (D).</p&gt;<p class="jove_content"<img src="/files/ftp_upload/2726/2726fig3.jpg" alt="figure 3" /<br /<strong&gt; Figura 3.</strong&gt; La radice quadratico medio della deviazione standard (RMSSD; msec) degli intervalli tra i battiti cardiaci osservato nei ratti di controllo e negli animali sottoposti a stato di male epilettico (SE) 1 settimana prima del test. ** P &lt;0,01 rispetto al controllo.</p&gt;<p class="jove_content"<img src="/files/ftp_upload/2726/2726fig4.jpg" alt="figure 4" /<br /<strong&gt; Figura 4.</strong&gt; Medio dell&#39;intervallo QT corretto (Pannello A) e la dispersione QT (Pannello B) calcolato da registrazioni ECG ottenuti da animali di controllo (Cont) e di ratti sottoposti a stato di male epilettico (SE) due settimane prima del test. * P &lt;0,05 rispetto al Cont. (Metcalf et al., Am. J. Physiol. Cuore e Circ, 2009, Am Soc Physiol, utilizzato con il permesso di<sup&gt; 27</sup&gt;).</p&gt;<p class="jove_content"<img src="/files/ftp_upload/2726/2726fig5.jpg" alt="figure 5" /<br /<strong&gt; Figura 5.</strong&gt; Latenze (sec) tra l&#39;inizio di infusione aconitina e il 1 ° contrazione ventricolare prematura (PVC), tachicardia ventricolare (VT), e la fibrillazione ventricolare (FV) negli animali di controllo (Cont) e nei ratti sottoposti a stato di male epilettico (SE) due settimane prima ai test. * P &lt;0,05, ** p &lt;0,01 rispetto al Cont. (Metcalf et al., Am. J. Physiol. Cuore e Circ, 2009, Am Soc Physiol, utilizzato con il permesso di<sup&gt; 27</sup&gt;).</p&gt;

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Due aspetti delle procedure descritte sono di importanza critica. In primo luogo, la velocità di somministrazione aconitina al cuore devono essere equivalenti tra gli animali. Ciò richiede il posizionamento coerente delle punte catetere venoso giugulare rispetto al cuore, e la regolazione accurata delle velocità di infusione. Il tasso di consegna aconitina al cuore deve essere uguale per valutare adeguatamente l&#39;insorgenza di aritmie ventricolari rispetto alla suscettibilità alterata. Se la consegna aconitina varia,...

metodi per la valutazione ecg degli indicatori di rischio cardiaco, e suscettibilità a aconitina indotte aritmie nei ratti dopo stato epilettico

Methods for ECG Evaluation of Indicators of Cardiac Risk, and Susceptibility to Aconitine-induced Arrhythmias in Rats Following Status Epilepticus

Aritmie cardiache letali contribuiscono alla mortalità in una serie di condizioni patologiche. Diversi parametri ottenuti da un non-invasiva, elettrocardiogramma facilmente ottenibile (ECG) sono stabilite, ben validati indicatori prognostici di rischio cardiaco in pazienti affetti da una serie di cardiomiopatie. Aumento della frequenza cardiaca, diminuzione della variabilità della frequenza cardiaca (HRV), e una maggiore durata e la variabilità di attività elettrica cardiaca ventricolare (intervallo QT) sono indicativi di aumentato rischio cardiaco 1-4. Nei modelli animali, è importante confrontare questi ECG derivati ​​variabili e predisposizione alle aritmie indotte sperimentalmente. L&#39;infusione endovenosa del aconitina agente aritmogena è stato ampiamente utilizzato per valutare la suscettibilità alle aritmie in una serie di condizioni sperimentali, tra cui modelli animali di depressione 5 e ipertensione 6, a seguito dell&#39;esercizio 7 e l&#39;esposizione agli inquinanti atmosferici 8, così come la determinazione del antiaritmici l&#39;efficacia di agenti farmacologici 9,10. Va notato che la dispersione QT negli esseri umani è una misura della variazione dell&#39;intervallo QT in tutto il set completo di porta da uno standard di ECG a 12 derivazioni. Di conseguenza, la misura della dispersione QT dal 2-ECG nel ratto descritti in questo protocollo è diverso da quello calcolato da uomo registrazioni ECG. Questo rappresenta un limite nella traduzione dei dati ottenuti dai roditori umano medicina clinica. Stato di male epilettico (SE) è un attacco singolo o una serie di continuo crisi ricorrenti di durata superiore a 30 min 11,12 11,12, ed i risultati della mortalità nel 20% dei casi 13. Molti individui sopravvivere alla SE, ma muoiono entro 30 giorni 14,15. Il meccanismo di (s) di questo mortalità ritardo non è del tutto chiaro. È stato suggerito che le aritmie ventricolari letali contribuire a molte di queste morti 14-17. Oltre a SE, pazienti con crisi epilettiche spontaneamente ricorrenti, epilessia cioè, sono a rischio di morte prematura improvvisa e inattesa associata a epilessia (SUDEP) 18. Come per SE, i precisi meccanismi che mediano SUDEP non sono noti. E &#39;stato proposto che le anomalie e le aritmie ventricolari risultante dare un contributo significativo 18-22. Per studiare i meccanismi di crisi legate alla morte cardiaca, e l&#39;efficacia delle terapie cardioprotettivi, è necessario ottenere entrambi gli indicatori ECG derivati ​​di rischio e valutare suscettibilità alle aritmie cardiache in modelli animali di disturbi convulsivi 23-25. Qui si descrivono i metodi per l&#39;impianto di elettrodi ECG nella Sprague-Dawley di laboratorio ratto (Rattus norvegicus), a seguito di SE, raccolta e analisi di registrazioni ECG, e induzione di aritmie durante l&#39;infusione endovenosa di aconitina. Queste procedure possono essere utilizzati per determinare direttamente i rapporti tra ECG derivate misure di attività elettrica cardiaca e suscettibilità alle aritmie ventricolari nei modelli di ratto di disturbi convulsivi o qualsiasi patologia associata ad un aumentato rischio di morte cardiaca improvvisa.

Tecniche per la misurazione dell&#39;attività elettrica del cuore con elettrocardiogramma (ECG), e l&#39;analisi dei fattori di rischio cardiaci e predisposizione alle aritmie seguenti stato epilettico (SE) nel ratto sono descritti.

Metodi per la valutazione ECG degli indicatori di rischio cardiaco, e suscettibilità a Aconitina indotte aritmie nei ratti dopo stato epilettico

Le aritmie cardiache letali contribuiscono alla mortalità in diverse condizioni patologiche. Diversi parametri ottenuti da un metodo non invasivo, facilmente...

L'obiettivo generale di questa procedura è valutare la funzione cardiaca elettrica e la suscettibilità alle aritmie ventricolari negli animali sperimentali dopo le crisi epilettiche. Questo viene ottenuto innanzitutto inserendo un catetere di infusione in una vena giugulare di un animale che ha subito attività convulsiva. Successivamente, vengono impiantati degli elettrodi nei muscoli toracici per registrare gli elettrocardiogrammi cardiaci o ECG.Gli ECG vengono quindi registrati in condizioni di controllo e durante l'infusione endovenosa jugulare di un agente che induce aritmie cardiache. Infine, i tracciati ECG vengono valutati. In definitiva, si possono ottenere risultati che dimostrano come le crisi epilettiche alterino la funzione elettrica cardiaca e aumentino il rischio di aritmie ventricolari letali.Mediante l'analisi dei tracciati ECG, le alterazioni dell'ECG indotte da crisi possono fungere da indicatore prognostico del rischio di morte cardiaca improvvisa. Il principale vantaggio di questa tecnica è che tali procedure, non invasive nell'uomo, producono registrazioni dell'attività elettrica cardiaca utilizzabili per prevedere il rischio di aritmie cardiache letali. Inoltre, nei modelli animali, le variazioni dell'attività cardiaca possono essere direttamente correlate alla suscettibilità alle aritmie.Questo metodo può essere utilizzato per affrontare la domanda fondamentale nel campo dei disturbi epilettici, ovvero la relazione tra i cambiamenti nell'attività elettrica del cuore e la morte cardiaca improvvisa dopo uno stato di male epilettico e un'epilessia. Queste tecniche hanno implicazioni per il trattamento dei disturbi epilettici, in quanto riguardano individui identificati come a rischio di disfunzione cardiaca causata da crisi epilettiche.L'utilizzo di questa procedura non invasiva potrebbe permettere di avviare una terapia cardioprotettiva volta a ridurre il rischio di morte cardiaca improvvisa. Sebbene questo metodo possa fornire informazioni sulle disfunzioni cardiache associate ai disturbi convulsivi, può essere applicato anche a qualsiasi condizione patologica caratterizzata da aritmie ventricolari letali e modellizzabile in animali. In generale, individui esperti nelle tecniche fondamentali e chirurgiche su roditori o altri piccoli animali non dovrebbero riscontrare difficoltà nell'applicazione di questo metodo.Abbiamo avuto inizialmente l'idea di utilizzare questo metodo e stavamo cercando un procedimento rapido, economico e di facile esecuzione per valutare la funzione cardiaca, applicabile anche alla diagnosi nell'uomo. Prima di impiantare gli elettrodi ECG nel ratto per la raccolta dati e l'induzione di aritmie durante la somministrazione endovenosa di un agente aritmogeno come laconitina, costruire un catetere per la vena giugulare a partire da un pezzo di tubo in polietilene PE 50 lungo 100 millimetri, smussando un'estremità e poi arrotondando lo smusso. Successivamente riempire il catetere con soluzione salina eparinizzata. Costruire quindi gli elettrodi per la registrazione dell'ECG a partire da due spezzoni di filo d'argento isolato lunghi 100 millimetri ciascuno.Sguaina un'estremità di entrambi i fili e saldali a un connettore micro. Quindi intreccia l'isolamento per formare un terzo filo che funge da massa. Dopo la saldatura, i fili vengono sigillati con resina epossidica. Sguaina cinque millimetri di isolamento dall'estremità distale dei fili e scartali per impiantare il catetere nella vena giugulare.Anestetizzare innanzitutto l'animale mediante iniezione intraperitoneale di uretano. Questa dose è sufficiente a mantenere l'animale nel corretto livello di anestesia per tutta la durata della procedura. Si tratta di un intervento chirurgico non sopravvivenziale.Assicurarsi che l'animale sia nel corretto piano di anestesia eseguendo una compressione del dito del piede. Quindi, rasare la parte destra del collo dalla clavicola al mento e rasare il torace. Successivamente, disinfettare la zona rasata del collo con alcol iodato ed effettuare un'incisione longitudinale nella pelle sopra l'arteria carotidea, aprendo l'incisione mediante pinze da dissecazione curve con punta fine.Separare delicatamente la pelle dal muscolo sottostante e quindi i muscoli che sovrastano la vena giugulare. Infine, utilizzando tecniche simili, liberare la vena giugulare dal tessuto sottostante. Posizionare due pezzi di seta chirurgica numero due sotto la vena giugulare e posizionare i punti di sutura alla estremit&agrave; rostrale e caudale.La maggior parte delle incisioni richiede il legamento rostrale per interrompere il flusso attraverso la vena. Ritirare il legamento al per sollevare il vaso dal tessuto sottostante e, utilizzando forbici microchirurgiche o un ago da 23 gauge, praticare un piccolo taglio.Inserire quindi l'estremità smussata e bisellata del catetere in polietilene PE 50, precedentemente preparato e riempito di eparina, avanzando la punta di circa otto millimetri fino al livello dell'atrio destro. Fissare il catetere legando il laccio emostatico sia attorno al vaso che al catetere. Infine, chiudere la ferita con clip chirurgiche o punti di sutura.Dopo l'innesto del catetere, posizionare l'animale in posizione supina e disinfettare la zona rasata del torace. Per il posizionamento degli elettrodi, praticare due incisioni longitudinali di 10 millimetri, una nel quadrante superiore destro e una nel quadrante inferiore sinistro del torace, quindi sollevare il tessuto cutaneo sovrastante per esporre i muscoli toracici utilizzando un filo di seta chirurgica relativamente fine. Inserire una delle estremità esposte da cinque millimetri degli elettrodi in filo d'argento nei muscoli toracici in ciascuna delle aree esposte.Chiudere le incisioni con clip per ferite e collegare il microconnettore al dispositivo di registrazione. Le registrazioni dell'ECG vengono effettuate mediante un sistema di acquisizione dati PowerLab e un computer Macintosh o hardware e software simili, dopo un periodo di equilibrazione di 20-30 minuti durante il quale l'animale viene posizionato su un foglio di metallo a massa e avvolto in modo lento in un asciugamano. Per mantenere la temperatura corporea, registrare l'ECG per 20 minuti e collegare il catetere della vena giugulare a una siringa remota posizionata in una pompa di infusione programmabile.Iniziare l'infusione di aconitina per somministrare una dose costante di cinque microgrammi per chilogrammo al minuto per sette minuti; indicare sul registro del computer il punto di inizio dell'infusione dopo la fibrillazione ventricolare o al termine del periodo di infusione. Eutanasia l'animale utilizzando una procedura approvata. L'intervallo QT rappresenta la durata totale dell'attività elettrica ventricolare.Questa figura mostra un tracciato ECG modello e la durata dell'intervallo QT. Calcolare il tempo medio tra l'inizio dell'onda Q e la fine dell'onda T per tutti i battiti cardiaci registrati durante un intervallo di cinque minuti ottenuto nel periodo di registrazione di controllo della durata di 20 minuti, al fine di correggere l'intervallo QT per le differenze nella frequenza cardiaca. Utilizzare la formula di Bass riportata qui, in cui RR è l'intervallo medio tra i battiti cardiaci.L'intervallo RR viene calcolato come la durata tra onde Q successive ottenute durante il periodo analizzato. La dispersione del QT viene calcolata sottraendo il QT minimo dal QT massimo registrato per ogni animale. Per analizzare la variabilità della frequenza cardiaca, utilizzare un programma software come LabChart 7 che analizzi la variabilità degli intervalli RR ottenuti durante il periodo di analisi e calcoli sia le varianti temporali sia quelle spettrali della frequenza cardiaca.Per l'analisi della suscettibilità alle aritmie ventricolari, calcolare la latenza tra l'inizio dell'infusione di aconitina e la prima contrazione ventricolare prematura, la tachicardia ventricolare e la fibrillazione ventricolare. Questa figura illustra una misura della VFC nel dominio spettrale. La radice quadrata della media dei quadrati della deviazione dell'intervallo RR o R-M-S-S-D nei ratti di controllo e negli animali sottoposti a SE una settimana prima del test.Questa misura della VFC, che rappresenta le variazioni del controllo parasimpatico della funzione cardiaca, è significativamente ridotta negli animali dopo la se. Questa figura mostra che sia l'intervallo QT corretto che la dispersione del QT sono significativamente aumentati. Due settimane dopo la se, considerati insieme, questi dati indicano che la se aumenta il rischio di aritmie ventricolari.Questa previsione è confermata dai risultati secondo cui i periodi di infusione di aconitina necessari per indurre le aritmie sperimentali osservate in questi studi erano significativamente più brevi negli animali dopo SE. In generale, questa procedura può essere eseguita in circa un'ora e mezza se effettuata correttamente. Nel tentativo di eseguire questa procedura, è importante ricordare che il catetere della vena giugulare deve essere mantenuto pervio e che gli elettrodi per l'ECG devono essere costruiti e impiantati in modo da produrre un segnale il più possibile privo di rumore. Dopo aver visto questo video, si dovrebbe avere una buona comprensione di come valutare l'attività elettrica del cuore e correlarla alla suscettibilità alle aritmie ventricolari letali.In modelli rodentici di patologie associate alla morte cardiaca improvvisa.

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Metodi per la valutazione ECG degli indicatori di rischio cardiaco, e suscettibilità a Aconitina indotte aritmie nei ratti dopo stato epilettico

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